Manual de Análisis de Calidad en Muestras de Carne

Manual de Análisis de Calidad en Muestras de Carne

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Manual de Análisis de Calidad

en Muestras de Carne

Diego Braña Varela Ericka Ramírez Rodríguez María de la Salud Rubio Lozano Armida Sánchez Escalante Gastón Torrescano Urrutia María Lilia Arenas de Moreno José Armando Partida de la Peña Edith Ponce Alquicira Francisco Gerardo Ríos Rincón

Centro Nacional de Investigación Disciplinaria en Fisiología y Mejoramiento Animal

Folleto Técnico No. 11 Octubre 2011


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Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias Progreso No. 5 Barrio de Santa Catarina Delegación Coyoacán C. P. 04010 México, D.F. Tel. (55) 38718700 ISBN: 978-607-425-612-3 Primera Edición Octubre 2011 No está permitida la reproducción total o parcial de esta publicación, ni la transmisión de ninguna forma o por cualquier medio, ya sea electrónico, mecánico, fotocopia, por registro u otro método, sin el permiso previo y por escrito de la Institución.


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ÍNDICE

INTRODUCCIÓN ............................................................................................................... 4

1. TOMA DE MUESTRAS .................................................................................................. 5

2. PARÁMETROS DE CALIDAD EN LA CARNE ............................................................... 7

2.1 pH ...................................................................................................................... 7

2.1.1 Definición de pH y factores que lo afectan .................................................... 7

2.1.2 Método de medición directa de pH en carne fresca .................................... 10

2.1.3 Método de medición de pH en homogenizados de carne ........................... 11

2.2 Capacidad de retención de agua (CRA) ............................................................ 13

2.2.1 Definición de CRA y factores que la afectan .............................................. 13

2.2.2 Método de centrifugación ........................................................................... 14

2.2.3 Método de compresión entre dos placas de vidrio ...................................... 15

2.2.4 Método de compresión entre dos placas de metacrilato ............................. 17

2.3 Pérdida por goteo (Drip loss) ............................................................................ 18

2.3.1 Definición de la pérdida por goteo y factores que la afectan ....................... 18

2.4 Color ................................................................................................................. 21

2.4.1 Definición de color y factores que lo afectan............................................... 21

2.4.2 Métodos colorimétricos ............................................................................... 21

2.4.3 Métodos espectrofotométricos para determinación de pigmentos .............. 28

2.5 Textura ............................................................................................................. 31

2.5.1 Definición de textura y factores que la afectan ........................................... 31

2.5.2 Método de esfuerzo al corte ....................................................................... 33

2.5.3 Método de colágeno ................................................................................... 40

2.5.4 Método de medición de la longitud del sarcómero ...................................... 46

2.6 Análisis sensorial de la carne ............................................................................ 51

3. ANÁLISIS QUÍMICO PROXIMAL ................................................................................. 56

3.1 Determinación del contenido de humedad/materia seca ................................... 57

3.2 Determinación del contenido de cenizas ........................................................... 60

3.3 Determinación del contenido de proteína .......................................................... 61

3.3.1 Estimación rápida del contenido de proteínas en la carne .......................... 67

3.4 Determinación del contenido de grasa .............................................................. 67

4. ANÁLISIS DE LÍPIDOS ................................................................................................ 72

4.1 Determinación del contenido de lípidos totales ................................................. 72

4.2 Determinación del perfil de ácidos grasos ......................................................... 75

4.3 Determinación del contenido de colesterol ........................................................ 78

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ................................................................................. 83


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INRODUCCIÓN

Si bien, la calidad se refiere a un conjunto de propiedades de un producto, que cumple las

expectativas del consumidor. Es relevante considerar que cada individuo describe cosas

diferentes al referirse a calidad, porque en su conceptualización influyen entre otras, su

acervo cultural, sus experiencias personales y sus capacidades perceptivas. Por lo que es

necesario el uso de términos objetivos en la descripción de la calidad, que permitan y

faciliten la comunicación. En términos de calidad de carne, se hace esencial el apoyo de

un laboratorio especializado.

Tradicionalmente en México, ha existido una intensa actividad económica y científica en el

campo de la calidad de la carne. Esto, generó un ámbito en el que existen una gran

cantidad de laboratorios especializados, pero también, múltiples técnicas y variación en

los métodos analíticos, que si bien son correctos, en ocasiones dificultan la comunicación

y el avance del conocimiento. La uniformidad en los métodos y términos, son un pilar

clave para facilitar la comunicación entre los diferentes eslabones de la cadena de

producción consumo de carne; en la cual se encuentran integrados los productores,

procesadores, comercializadores y consumidores.

Con la idea central de facilitar la comunicación, se generó este manual, el cual busca ser

una guía de apoyo. Una guía que luego de equiparar criterios, también nos permitirá

homologar términos y hacer más compatible la información generada por diferentes

laboratorios. Entendiendo que en algunas ocasiones, existe más de una técnica para la

medición de ciertos parámetros, por lo que se trató de incluir las metodologías más

utilizadas por los investigadores de nuestro país.

La presente obra, es resultado del esfuerzo de un nutrido grupo de investigadores

relacionados con el área de las ciencias de la carne, todos ellos con diferente formación y

adscripción laboral, con el interés común de generar un documento que permita la

uniformidad en los procedimientos de laboratorio. El proyecto contó con el apoyo de

Instituciones como el CONACYT, la SAGARPA, la COFUPRO, a través del

Macroproyecto “Indicadores de calidad en la cadena de producción de carne fresca en

México”, así como de los investigadores asociados a la AMEXITEC, y de todas aquellas


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Instituciones en las que los coautores trabajan y a quienes agradecemos enormemente su

colaboración.

1. TOMA DE MUESTRAS

El inicio de los análisis de calidad de la carne es el muestreo, por lo que previo a cualquier

análisis químico o físico es imprescindible contar con una muestra homogénea y

representativa, considerando que la variación entre animales es muy grande. Es

importante considerar que animales similares (en genética, nutrición, alimentación y

manejo) pueden mostrar variación en sus parámetros de calidad, por lo que es siempre

aconsejable muestrear a varios animales. Para estimar el tamaño de la muestra, se refiere

al lector a libros básicos de estadística aplicada y a artículos científicos para conocer la

varianza de la variable a estudiar.

Otro punto relevante a considerar, es la decisión sobre qué músculo es el que se va a

muestrear. Dada la gran variedad de tipos musculares que existen en un vertebrado, la

decisión de qué músculo es el que se va a muestrear, debe de incluir consideraciones

como la cantidad de muestra que se requiere, la facilidad de extracción de la canal, la

exposición de la pieza en la canal o en el corte primario a factores externos como son la

temperatura y humedad ambiental, lo práctico del corte y el impacto económico que la

muestra tendrá sobre el valor de la porción de donde se extrajo el corte.

Dado que no todos los músculos son iguales, se debe de tener en cuenta el tipo de

músculo a utilizar en función de factores fisiológicos que alteren las características de los

músculos, considerando por ejemplo, la proporción entre los tipos de fibras musculares

(blancas, rojas, mixtas, etc.) que comprenden a un músculo específico; la función y carga

de trabajo que realiza; su tamaño y localización, etc.

Para el caso de los cerdos, bovinos y ovinos, que cuentan con más de 500 músculos con

forma, tamaño y función diferentes, no existe un elemento único que sea completamente

representativo de toda la masa muscular. Sin embargo, el músculo más utilizado

tradicionalmente para la evaluación de la calidad, ha sido el músculo “largo dorsal” o “gran

dorsal” (Longissimus dorsi), también llamado “lomo”. Este músculo, es normalmente uno

de los más apreciados de la canal, tiene un valor superior en comparación con la mayoría


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de los músculos, y se caracteriza por tener suavidad, humedad y contenido de grasa

intermedios, con poco tejido conjuntivo.

Dependiendo de cada escuela de trabajo, existen diferentes recomendaciones sobre las

partes a muestrear. Por ejemplo, Cañeque y Sañudo (2005) hacen las siguientes

recomendaciones para el muestreo de la canal ovina: en el muestreo de la canal se

emplea la porción toraco-lumbar del músculo longissimus dorsi, tomado de la media canal

izquierda, lo que representa un convencionalismo, que busca consistencia en la

metodología y toma en cuenta las diferencias que en diferentes regiones topográficas del

músculo se pueden presentar:

Emplear la fracción que va de la 6ª a la 10ª vértebra torácica, para la

determinación de pigmentos hemínicos (Hornsey, 1956) capacidad de retención de

agua, perfil de ácidos grasos, composición química (proximal) y colágeno.

Utilizar la parte que va de la 11ª a la 13ª vértebra torácica, para el análisis de

textura (compresión y fuerza de corte).

Emplear la fracción lumbar (de la vértebra L-1 a la L-6) para el análisis sensorial.

Realizar la medición del pH y los parámetros de color (L* a* y b*) en la 1ª vértebra

lumbar

La valoración de las dimensiones del músculo L. dorsi se efectúa sobre la 13ª

vértebra torácica.

En el caso de bovinos, lo usual es evaluar la carne a las 24 h del sacrificio y como

músculo representativo se utiliza el lomo (ya sea el longissimus dorsi o el lumborum)

(Belew, 2003). Sin embargo, no todos los rastros permiten que se corte el lomo, por las

pérdidas que esto ocasiona en las canales.

Para proceder a la evaluación, se corta con una sierra la vértebra al nivel de la 12a costilla

torácica y se corta luego la chuleta con un movimiento único, de una sola pasada para

exponerla y facilitar la evaluación (pH, color, marmoleo, etc.). Cuando sea posible, una

sección de dos pulgadas en la 12ª costilla (región del cuarto delantero) o dos pulgadas del

lomo en la región de la 13ª costilla (región del cuarto trasero) debe ser obtenida para

realizar análisis químicos, físicos o sensoriales. Otros músculos son también utilizados

para evaluar calidad, algunos representativos del cuarto trasero como el semitendinoso o


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semimembranoso y otros del cuarto delantero como el infraespinoso o el redondo mayor.

Sin embargo, la elección final dependerá de los objetivos del estudio en cuestión.

En el caso del muestreo en cerdos, el lomo es también el músculo de elección,

normalmente la mayoría de las mediciones toman como referencia la décima costilla. En

caso de que se deban realizar diferentes mediciones, es necesario considerar la variación

asociada a las diferentes porciones del lomo. Normalmente se extraen chuletas de 2.5 cm

de grosor y se deberán de identificar con relación al número de costilla asociada a esa

fracción del lomo.

2. PARÁMETROS DE CALIDAD EN LA CARNE

2.1 pH

2.1.1 Definición de pH y factores que lo afectan

El pH es uno de los principales parámetros a considerar para verificar la calidad de la

carne, porque afecta varias de sus cualidades (color, capacidad de retención de agua,

etc.). El pH es definido como el logaritmo negativo de la concentración de protones. Tiene

una escala entre 0 y 14. Un valor de pH por debajo de 7 es considerado como ácido, y por

encima de un valor de 7 se considera alcalino o también denominado básico.

El pH del músculo de animales sanos y vivos es de alrededor de 7.04 (Johnson, 1994).

Este valor se disminuye tras la muerte del animal, principalmente, debido a la degradación

del glucógeno a ácido láctico, una reacción en la que el músculo trata de producir energía

en ausencia de oxígeno. Esta reacción, depende importantemente de la actividad de una

serie de enzimas que son sensibles a la temperatura, por lo que es relevante considerar la

temperatura del músculo al momento de hacer la medición del pH.

Qué tanto tiempo haya pasado entre la muerte de una animal y el momento en que se le

midió el pH, es un factor relevante, ya que la acumulación del ácido láctico normalmente

continúa hasta cerca de 24 h posteriores a la muerte. Además de la extensión total que se

tenga en la caída de pH, se sabe que es también importante el conocer con qué velocidad

se dio ese cambio, siendo particularmente relevante lo que sucede en las 3 primeras h

post-mortem, por lo que es muy útil no solo saber el pH en un punto determinado de


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tiempo, sino generar curvas que describan el cambio en el pH con respecto del tiempo

(Figura 1), normalmente se consideran 3 a 5 puntos en las 3 primeras h post-mortem, por

ejemplo 30, 45, 60, 120, 180 min y el pH final a las 24 h.

La variación en los valores de pH, se da por un sinnúmero de factores, algunos de ellos

son intrínsecos al animal (genética, metabolismo, susceptibilidad al estrés, etc.), pero

normalmente los factores más relevantes tienen que ver con el ambiente en que se

manejó el animal y su canal durante las 24 h previas y posteriores al faenado. Previo al

faenado, el manejo es un factor clave, ya que un exceso de estrés provocará la

sobreproducción de adrenalina, que tiende a promover la degradación de glucógeno y por

ende, favorece la caída abrupta del pH (acidificación). Luego del faenado, una mala

refrigeración de la canal, con temperaturas elevadas, promoverá también una rápida

caída del pH. Dependiendo de la velocidad de la disminución del pH post-mortem y del

pH final alcanzado por la carne, se distinguen diferentes tipos de carne (Figura 1).

Carne DFD (dark, firm, dry, por sus siglas en inglés)

Una caída lenta del pH post-mortem, es ocasionada cuando las reservas de glucógeno en

el animal son escasas, por ejemplo, cuando ha habido un estrés crónico durante un

transporte largo, con tiempos de dietado (ayuno) muy prolongados, que en cerdos

equivalen a más de 24 h de dietado y en bovinos a más de 36 h, lo que además se

exacerba con temperaturas ambientales frías y malos manejos (estrés) antes del faenado.

Todo esto, tiende a reducir las reservas musculares de glucógeno, por lo que se

presentará un menor contenido de ácido láctico en el músculo, ocasionando un pH final

elevado a las 24 h post-mortem (6.0 hasta 6.8), en comparación con el pH de una carne

normal (5.4 a 5.9).

En músculos donde el pH tiene una disminución lenta, la carne se torna oscura, dura y

seca y de ahí su nominación como carne DFD (dark, firm, dry, por sus siglas en inglés).

Siendo una carne de color oscuro, será evidente el rechazo por el consumidor, ya que

esto es asociado a carnes no apetitosas o provenientes de animales viejos. Sin embargo,

los principales problemas con una carne DFD son su alto pH y la mayor proporción de

agua en el músculo, pues estos factores la hacen más susceptible a la proliferación de

microorganismos, comprometiendo así su vida de anaquel. En bovinos este defecto se

refiere como Corte Oscuro (dark cutting en inglés).


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Carne PSE (pale, soft, exudative, por sus siglas en inglés)

Para el caso en el que la disminución del pH post-mortem sea acelerado y la caída del pH

ocurra antes de que la carne pueda ser enfriada eficazmente, la combinación de un bajo

pH y alta temperatura (arriba de 32 C), ocasiona una desnaturalización anormal de las

proteínas musculares, generando así una carne pálida, suave y exudativa, es decir PSE

(pale, soft, exudative, por sus siglas en inglés). Mientras más rápido baje el pH del

músculo, sus proteínas se irán acercando a su punto isoeléctrico, por lo tanto retendrán

menos agua, y así se reducirá el rendimiento de carne y se afectará el color de la carne,

dando una apariencia pálida.

Entonces el pH final de las carnes PSE estará normalmente por debajo de 5.5. Sin

embargo, la carne puede tener apariencia PSE, y tener un pH que pareciera normal. Esto

normalmente ocurre cuando la caída de pH es muy abrupta durante la primera hora post-

mortem. Particularmente en el caso de los cerdos, la carne PSE se asocia a problemas de

estrés agudo inmediatamente antes de la muerte del animal.

Las carnes con características de PSE, representan importantes pérdidas económicas, ya

que, además de que para el consumidor no presenta una apariencia atractiva, su baja

capacidad de retención de agua generará una eliminación excesiva de agua.

La carne PSE es de mayor prevalencia en cerdos y aves, mientras que la carne DFD

puede observarse en todas las especies.

Figura 1. Disminución del pH después del sacrificio


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2.1.2 Método de medición directa de pH en carne fresca

Equipo

Potenciómetro fijo o portátil. Se sugiere proteger el equipo con una cubierta

plástica en condiciones de humedad elevada y baja temperatura.

Electrodo, preferentemente de penetración y con compensación de temperatura

automática. Es recomendable seleccionar un electrodo muy resistente y de bajo

mantenimiento.

Termómetro.

Materiales

Vasos de precipitado de 100 ml.

Papel absorbente para limpieza y secado del electrodo.

Piseta con agua destilada.

Cuchillo.

Reactivos

Buffer de referencia de pH 4 y 7.

Metodología (Honikel, 1998)

a. Calibración del potenciómetro.

Previo a la medición de pH, calibrar el potenciómetro con buffer pH 4 y pH 7,

según las instrucciones del fabricante.

Utilizar la cantidad necesaria de buffer que pueda cubrir el bulbo del electrodo

(revisando siempre la fecha de caducidad de los buffers) en un vaso de

precipitado, lo que evitará la contaminación del buffer contenido en el envase

original.

Es importante enjuagar el electrodo utilizando la piseta y secarlo con la ayuda de

un papel absorbente sin frotar, solamente por simple presión.

La periodicidad de la calibración será de acuerdo a la estabilidad que muestre el

potenciómetro de acuerdo a las condiciones en las que se trabaja, o con las

recomendaciones del fabricante del instrumento.


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b. Mediciones en la muestra.

Perforar la muestra de carne con el cuchillo.

Introducir el electrodo en el músculo seleccionado, perpendicular a la masa

muscular y a unos 2 cm de profundidad. Evitar en lo posible el contacto de la

sonda con la grasa o el tejido conectivo (Fotografía 1).

Realizar la medición del pH.

Sacar el electrodo, limpiar y volver a introducir en otra parte del mismo músculo,

para las subsiguientes lecturas.

Se recomiendan hacer cuando menos dos lecturas sobre una misma muestra.

De manera periódica (cada 8 mediciones), verificar que el electrodo esté

funcionando correctamente, sumergirlo en agua y secarlo perfectamente antes de

volver a medir.

Fotografía 1. Medición de pH en carne fresca

2.1.3 Método de medición de pH en homogenizados de carne

Equipo

Homogeneizador para carne (muestras de 10 g) o bien, puede utilizarse una

licuadora con vaso pequeño.

Potenciómetro.

Electrodo calibrado con buffer pH 4 y pH 7.

Balanza.

Termómetro.


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Material

Manta de cielo.

Probeta de 100 ml.

Espátula.

Vaso de precipitados.

Papel absorbente para la limpieza y secado del electrodo.

Piseta con agua destilada.

Reactivos

Buffer de referencia de pH 4 y 7.

Metodología (Guerrero et al., 2002)

a. Calibrar el potenciómetro (ver método 2.1.2)

b. Preparación de la muestra

Pesar 10 g de carne fresca y colocarla en el vaso de la licuadora.

Añadir 90 ml de agua destilada y licuar por 1 min.

Filtrar la suspensión de carne en la manta de cielo para eliminar el tejido

conectivo.

c. Medición del pH.

Medir el pH por triplicado con el potenciómetro previamente calibrado.

Lavar el electrodo con agua destilada y limpiar sin frotar con un papel absorbente

después de cada muestra y al final.

Para el registro de las determinaciones de pH se recomienda contar con un formato

donde se anoten los datos obtenidos durante la medición, como se muestra en el Cuadro

1.


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Cuadro 1. Formato para el registro básico de datos que deben considerarse en la

medición de pH en muestras de carne

Determinación de pH

FECHA: NO. HOJA:

Identificación de la muestra

pH 1 pH 2 pH 3 T

2.2 Capacidad de retención de agua (CRA)

2.2.1 Definición de CRA y factores que la afectan

La capacidad de retención de agua se puede definir como la aptitud de la carne para

mantener ligada su propia agua, incluso bajo la influencia de fuerzas externas (presión,

calor, etc.), o también como la aptitud para fijar agua añadida (Swatland, 1991).

Muchas de las propiedades sensoriales de la carne como son el color, la textura y la

firmeza, están relacionadas con la cantidad de agua que se tiene contenida o retenida en

la carne. Nutricionalmente, una baja CRA resulta en pérdidas importantes de agua, que

acarrean, proteínas, minerales y vitaminas hidrosolubles. Desde el punto de vista

industrial, la capacidad de una carne para retener el agua originalmente contenida, así

como el agua que se añada durante los procesos industriales, por ejemplo durante el

marinado o la inyección, influye en la eficiencia del sistema y dicta en parte el rendimiento

final del producto. Una pobre retención de agua, provoca un goteo constante que interfiere

en los sistemas de empaque, así como en los sistemas de salazón en seco.

La CRA es influenciada (hasta cierto punto) por el pH del músculo, mientras más alejado

este el pH del punto isoeléctrico de las proteínas del músculo, más agua se retendrá. Por

ejemplo, en valores superiores a 5.8 de pH, se favorece la capacidad de las proteínas

para ligar las moléculas de agua. Además del pH, otros factores que afectan la CRA, son

la especie de que proviene la carne, el tipo de fibra, la estabilidad oxidativa de sus

membranas, el proceso de maduración, y de ser el caso, el sistema utilizado para

congelar y descongelar las carnes.


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2.2.2 Método de centrifugación

Equipo

Balanza analítica.

Centrífuga refrigerada con capacidad de alcanzar 10,000 rpm.

Molino (Foss KNIFETEC 1095 Sample Mill) o bien, una licuadora con vaso

pequeño.

Materiales

Tubos de centrifuga con capacidad de 160 ml.

Espátula.

Pipeta de 10 ml.

Agitador de vidrio.

Probeta de 10 ml.

Reactivos

Baño de hielo.

Solución de NaCl 0.6M.

Metodología (Guerrero et al., 2002)

a. Pesar 10 g de carne y molerla (en su defecto, picarla finamente).

b. Colocar 5 g de muestra (por duplicado) en tubos para centrífuga con 8 ml de

solución de NaCl 0.6M.

c. Agitar con una varilla de vidrio durante 1 min.

d. Colocar los tubos en un baño de hielo durante 30 min.

e. Agitar durante 1 min nuevamente con la varilla de vidrio.

f. Centrifugar la muestra durante 15 min a 10,000 rpm (Fotografía 2).

g. Recoger el sobrenadante por decantación.

h. Medir el volumen final y restar el volumen inicial (8 ml).


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Fotografía 2. Tubos para centrífuga con muestra

Cálculos

Los resultados se expresan como la cantidad de mililitros de solución de NaCl 0.6M

retenidos por 100 g de carne.

ml de NaCl 0.6M retenidos por 100g de carne= [(8ml- ml recuperados en el

sobrenadante)*100] / 5g

2.2.3 Método de compresión entre dos placas de vidrio

La medida de la capacidad de retención de agua por la carne mediante el control del

fluido liberado al aplicar presiones externas (deformando la muestra), ha venido

utilizándose ampliamente. De los métodos de deformación de la carne tras la aplicación

de altas presiones, uno de los más utilizados dada su sencillez, es el de compresión sobre

papel filtro. La versión original de este método la desarrollaron Grau y Hamm en 1953 y

1957 (Hamm, 1986), partiendo de asumir de que el área del papel mojado por el jugo que

queda fuera de la carne, es proporcional al agua liberada, y que la presión ejercida

comprimiendo a mano las placas, es tan grande que las diferencias de presión no afectan

a dicha área. Desde entonces, se han empleado múltiples versiones que varían el peso

de la muestra, su estado, la presión a ejercer, o la forma de expresar el resultado

(Cañeque y Sañudo, 2005).


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Equipo

Balanza analítica.

Materiales

Papel filtro no. 54 de 110 mm de diámetro (marca Whatman®).

Placas de vidrio.

Pesa de 2.25 kg.

Metodología (Cañeque y Sañudo, 2005)

1. Pesar el papel filtro en una balanza analítica.

2. Pesar 0.3 (± 0.05) g de carne con 24 h desde la matanza del animal, y colocarlo

dentro del papel filtro doblado por la mitad. (Fotografía 3).

3. Colocar el papel filtro con la muestra entre dos placas de vidrio y someterlo a

compresión con una pesa de 2.25 kg durante 5 min (Fotografía 3).

4. Transcurridos los 5 min, retirar la muestra de carne y pesar el papel filtro.

5. Realizar los cálculos correspondientes.

6. Realizar al menos la medición por duplicado.

Cálculos

% Jugo liberado = (Peso final del papel filtro- Peso Inicial del papel filtro)/ Peso de

muestra *100

Cuadro 2. Registro básico de datos que debe considerarse en la medición de la CRA por

comprensión

Determinación de CRA por compresión

FECHA: NO. HOJA:


Peso inicial papel filtro

Peso final papel filtro


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Fotografía 3. Muestra colocada en el papel filtro (izquierda). Muestra entre las placas de

vidrio antes de colocar la pesa (derecha)

2.2.4 Método de compresión entre dos placas de metacrilato

Equipo

Balanza analítica.

Desecador.

Materiales

Papel filtro.

Desecador.

2 placas de metacrilato (tornillos con palometa).

Reactivos

KCl concentrado.


Antes de la prueba, poner a peso constante el papel filtro que se va a usar dentro

de un desecador durante 24 h, utilizando como desecante una solución saturada

de KCl.

Pesar 1 a 2 g de carne magra.

Poner la muestra de carne en el centro de un papel filtro equilibrado previamente y

que posteriormente se cubre con otro papel filtro.


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Colocar los papeles filtros entre dos placas de plástico metacrilato, y mediante el

uso de tornillos y las tuercas de mariposa (localizadas en las cuatro esquinas del

par de placas), presionar las placas, sin llegar a forzar el sistema de tornillo.

Mantener bajo presión constante durante 5 min. El resultado es una formación de

una película de carne en el centro del papel y un área mojada alrededor del

mismo.

Después de presionar la muestra, situar una lámina de acetato sobre la muestra, y

en ella, con un rotulador indeleble muy fino, dibujar los contornos de la carne y de

la mancha del jugo.

Recortar el acetato siguiendo ambas líneas obteniéndose una pieza central (que

corresponde a la carne) y un anillo (que corresponde al agua desprendida).

La capacidad de retención de agua se expresa por el cociente entre las superficies

de carne y (carne + agua desprendida) en porcentaje (o sus pesos que son

proporcionales a las mismas).

Realizar al menos la medición por duplicado.

2.3 Pérdida por goteo (Drip loss)

2.3.1 Definición de la pérdida por goteo y factores que la afectan

La pérdida por goteo es definida como la cantidad de líquido exudado en la superficie de

la carne, sin la aplicación de una fuerza mecánica externa, utilizando únicamente la

gravedad. El exudado es básicamente agua y proteínas que se liberan del músculo

posterior al rigor mortis.

La medición de las pérdidas por goteo se ve afectada por el tiempo que dure la medición.

No es lo mismo reportar el goteo que tuvo una carne en 24 que en 48 h, por lo que el

tiempo siempre se debe estandarizar y reportar; lo más común es a 24 y 48 h. Otro factor

que puede aumentar la pérdida por goteo, es la geometría de la pieza, debido a que se

tendrá una mayor pérdida en una pieza delgada, en comparación con una de mayor

grosor. En este mismo sentido, los cortes que se hagan para producir la pieza, deben de

ser los menos posibles, cortando la carne con trazos rectos y continuos, ya que en la

medida en que se incrementen los cortes sobre la pieza, aumentará más la pérdida de

agua.


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Así mismo, es importante considerar la temperatura de la medición, puesto que a mayor

temperatura se incrementan las pérdidas por goteo.

Las muestras a analizar se pueden derivar de cualquier músculo, sin embargo, la prueba

se ha estandarizado para trabajar con el lomo, músculo Longissimus dorsi, normalmente

colectado a las 24 h post-mortem. Por ejemplo, para el caso de la carne de cerdo, se

recomienda utilizar una chuleta de 2.5 cm de grosor, liberada de toda la grasa externa,

para que el cálculo se haga solamente sobre el tejido magro que comprende al lomo. En

nuestra experiencia, haciendo mediciones a las 24 h, en chuletas de cerdo, de

aproximadamente 120 g, los valores normales de escurrimiento van de 2 a 4%, y en

casos extremos de carne de mala calidad se pueden tener pérdidas cercanas al 10% de

pérdida de agua.

Las mediciones realizadas con muestras de carne congeladas, o provenientes de faenas

realizadas con más de 48 h de antelación, pierden sentido y será difícil su comparación.

Equipo

Balanza analítica con resolución de ± 0.05 g.

Refrigerador o cámara frigorífica (1 a 4°C).

Materiales

Bolsas de plástico con cierre hermético (16.5 x 14.9 cm) tipo Ziploc®.

Anzuelos.

Hilo de nylon.


Pesar e identificar la bolsa de plástico.

Pesar de 100 a 150 g de carne fresca, libre de grasa, fascias y que sea

proveniente de un músculo particular.

Colocar un gancho o anzuelo a la muestra. El gancho se amarra al hilo de nylon y

este se amarra en otra superficie o se le coloca otro gancho, de manera que la

carne dentro de la bolsa quede suspendida.

Introducir la muestra en la bolsa y cerrarla perfectamente, evitando que la muestra

toque el fondo de la bolsa.


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Colgar la muestra dentro de un refrigerador, como se muestra en la Fotografía 4.

Pesar la bolsa con el exudado, después de transcurridas 24 y 48 h de

almacenamiento en refrigeración.

Registrar los datos en el formato correspondiente (Cuadro 3).

Realizar los cálculos correspondientes.

Cálculos

% exudado= {[(Peso de bolsa con exudado) - (Peso de la bolsa)]/ (Peso inicial de la

muestra)}*100

Cuadro 3. Formato para el registro básico de datos que debe considerarse en la

medición de CRA en muestras de carne

Determinación de CRA por la técnica de goteo

FECHA: NO. HOJA:


Identificación de la bolsa

Peso de la bolsa

Peso inicial de la muestra

Peso de bolsa más exudado

Fotografía 4. Medición de pérdida por goteo en la carne


21

2.4 Color

2.4.1 Definición de color y factores que lo afectan

El color de la carne fresca es el principal atributo que influye en la decisión de compra,

dado que el consumidor asocia el color con el grado de frescura y calidad (Brewer et al.,

2002). En la carne, al igual que otros materiales no metálicos, al incidir un rayo de luz en

su superficie se produce una reflexión difusa, esa reflexión es lo que se define como el

color. Así, al incidir una luz blanca sobre una substancia, ciertas longitudes de onda que

componen esa luz blanca, serán absorbidas por la muestra, el color estará formado por la

combinación de aquellas longitudes de onda que no fueron absorbidas por la substancia.

El color percibido ha sido definido por CIE (Commision Internationale de L´Eclairage)

como el atributo visual que se compone de una combinación cualquiera de componentes

cromáticos y acromáticos (Alberti et al., 2005).

A pesar de que se tienen años trabajando con la medición de color, a nivel mundial y

entre la comunidad científica, existe mucha discrepancia sobre la metodología a utilizar

para medir el color. Esto ha creado que exista poca repetibilidad entre laboratorios e

incluso entre experimentos. Es por tanto forzoso que se haga un esfuerzo por reportar con

la mayor precisión posible, la metodología empleada en cada medición (Tapp et al.,

2011). La apreciación del color se puede hacer, tanto de forma visual, como de forma

instrumental, mediante el uso de métodos colorimétricos.

Los métodos visuales, se basan en el uso de estándares de color, de los cuales existen

múltiples versiones, siendo probablemente los más conocidos los desarrollados por AMSA

(American Meat Science Association), así como las escalas japonesas. Estos sistemas

son muy prácticos y se utilizan mucho en la industria. Sin embargo, muchas veces se

requieren de mediciones más precisas y objetivas. En este caso, es importante recurrir a

métodos colorimétricos específicos.

2.4.2 Métodos colorimétricos

Para que se pueda generar el color, deben de existir primero una fuente de luz, una

superficie que se ilumine y un detector que perciba e interprete lo que la muestra refleja

(la luz que no fue absorbida por la muestra). En la apreciación visual, el receptor es la


22

retina que manda a analizar las señales al cerebro donde se produce una versión

subjetiva sobre la percepción del color.

Para evitar esa subjetividad, y poder producir información que sea entendible y

reproducible de forma universal, se utilizan tres características físicas que definen al color.

El Tono también llamado Hue se refiere al nombre del color (amarillo, rojo, azul, verde,

etc.), este resulta de la suma de estímulos generados en la retina, cuando recibe impulsos

con diferentes longitudes de onda. Estos colores pueden tener diferente intensidad,

pudiendo ser colores muy intensos o muy débiles en términos de Saturación de color,

esto se denomina Croma. Finalmente, la Luminosidad nos indica que tan claro u obscuro

es un color.

Aún definiendo éstas tres características del color, nos encontramos con el efecto de la

subjetividad con que cada persona define estos términos. Por lo tanto, el uso de

instrumentos que nos permitan ser objetivos, se convierte en una herramienta

extremadamente útil en el laboratorio de calidad de carne.

Las técnicas instrumentales para medir color, se definen básicamente en función del

proceso con el que se evalúa la luz que se recibe de la muestra. Los colorímetros

evalúan la luz mediante el uso de filtros de tres o cuatro colores (longitud de onda

específica), mientras que los espectrofotómetros proyectan un haz de luz monocromática

sobre la muestra y miden la cantidad de luz que es absorbida en diferentes longitudes de

onda, permitiendo incluso generar curvas espectrales ya sea de absorbancia o de

transmitancia (la luz absorbida o transmitida).

Dado que estos equipos hacen lecturas en función del tipo de luz que se emite sobre la

muestra, es un punto muy relevante aclarar el tipo de luz que se va a emitir sobre la

muestra. Esta luz que se emite, se describe como iluminante y hay varios tipos siendo los

más comunes A (luz de Tugsteno, temperatura de 2854 grados Kelvin), B (4,800 K), C

(equivalente a luz de día, 6770 K), D (6,500 K), etc. Según AMSA, lo ideal para evaluar

carne, es usar una luz que sea intensa en el espectro de colores rojos (iluminante A). Sin

embargo, el iluminante más usado en la literatura científica (Tapp et al., 2011) es el D65,

el cual corresponde a la luz promedio del medio día en el norte de Europa.


23

Conjuntamente de la objetividad, otra ventaja del uso de estos equipos colorimétricos, es

que permiten realizar mediciones objetivas, rápidas y no destructivas. Además de muchas

otras escalas, la mayoría de estos aparatos basan su funcionamiento en las escalas

Hunter y CIELAB, las cuales son reconocidas como las más populares para evaluar el

color de la carne fresca.

El espacio de color Hunter L, a, b se basa en un esquema de vectores que se representan

de forma tridimensional, y que están basados en la teoría de los colores opuestos. La

integran los parámetros L, a y b. L se refiere a la luminosidad y se ubica verticalmente,

tomando valores de 100 (blanco) y 0 (negro); mientras que a y b, ubicados

horizontalmente, no tienen límites, pero sí valores positivos o negativos. La escala de a se

mueve de los valores positivos (rojo +) a los negativos (verde -); mientras que la escala de

b va del amarillo (+) al azul (-), tal como se muestra en la Figura 2. Todos los colores que

se pueden percibir visualmente se pueden mostrar en este espacio rectangular de color.

Figura 2. Escala de color en arreglo de vectores en tres ejes, donde L* (luminosidad)

va de claro a obscuro, a* va de verde a rojo y b* va de azul a amarillo.

En 1976, la CIE propuso una modificación a la escala original (Hunter L, a, b), al calcular

de forma diferente los valores y paso a nombrarlos L*, a*, b* lo que ahora se conoce como

el espacio de color CIEL*a*b*. Este espacio de color, es una transformación matemática

de las coordenadas X, Y, Z. En ocasiones, algunos autores prefieren expresar los valores,

en términos de Luminosidad (L*), Croma o saturación (c*) y Hue o tono (H*), permite una

http://www.google.com.mx/imgres?imgurl=http://www.sony-mea.com/support/attachments/240599/color1.jpg&imgrefurl=http://www.sony-mea.com/subtype/usefulinfo/asset/281862/productcategory/dslr+camera&usg=__27e4tmToBUViiw8YqOV9NamVeSY=&h=330&w=352&sz=70&hl=es&start=6&sig2=g1N5SjtrwpkeIOF3gIfZWw&zoom=1&tbnid=XTw2WJnHlLFnEM:&tbnh=112&tbnw=120&ei=idnhTY71HPLbiALCvtDeBg&prev=/search?q=l+a+b+color&hl=es&biw=1004&bih=583&gbv=2&tbm=isch&itbs=1


24

descripción numérica del color de manera semejante al que los seres humanos

comunican verbalmente el color en términos de luminosidad, tonalidad y saturación, los

cuales se calculan a partir de a* y b* de acuerdo a las siguientes ecuaciones (DeMan,

1992):

H* = arctang (b*/a*) y c* = (a*2 + b*2 )1/2

Aunque similares en organización, un color tendrá valores numéricos diferentes en estos

dos espacios (Hunter Lab y CIEL*a*b*), por lo que al momento de realizar la medición

deberá indicarse cuál es el la escala y el instrumento que se está utilizando.

Como se mencionó, todos los aparatos para medir el color se ubican dentro de las dos

siguientes clasificaciones: espectrofotómetros y colorímetros.

El espectrofotómetro es el instrumento básico para medir el color que facilita la obtención

de resultados completamente objetivos. Sus mediciones dependen sólo de las

características de la luz reflejada por la muestra, independientemente de las

características del observador. En este tipo de sistema, la muestra se ilumina

esencialmente con luz monocromática, y se mide la luz difusa reflejada en cada longitud

de onda del espectro visible; la cantidad de luz reflejada por la muestra se expresa como

porcentaje de la reflectancia difusa, a la misma longitud de onda, de un estándar de

referencia blanco. A diferencia de los colorímetros, con espectrofotómetros, es posible

además medir la reflectancia en longitudes de onda específicas, lo que permite por

ejemplo, evaluar el grado de rojo en función del radio de la reflectancia a 630 sobre la de

580 nanómetros.

Mientras que los llamados colorímetros de filtros triestímulos, sirven para medir el color;

en estos equipos la muestra es iluminada por una fuente de luz blanca, y la luz reflejada

por la muestra es dirigida a un foto detector que genera una señal eléctrica proporcional a

la cantidad de luz que incide en él. Entre la muestra y el foto detector se encuentran los

filtros triestímulos (azul, rojo y verde), diseñados para proporcionar la respuesta de

acuerdo con el Sistema CIE, y basados en la distribución de la fuente de luz y la

respuesta del foto detector en el espectro. Las señales del foto detector son operadas

electrónicamente para dar los resultados en algunas de las escalas de color ya

mencionadas (Hunter Lab, 2001; CIE, 2004).


25

Independientemente del equipo con el que se cuente, es importante definir el objetivo de

la medición, ya que existen varios factores inherentes al equipo que pueden afectar las

mediciones. Independientemente del colorímetro tricromático o espectrofotómetro

colorímetro que se tenga, se deberán definir las siguientes características: tipo de

iluminante; la posición del observador respecto de la muestra, lo que define los grados de

campo de visión del observador estándar, esto es fijo según el equipo, en general, se

recomienda utilizar 10° preferentemente, pero también existe la opción de 2 y de 0°. El

tamaño de apertura del puerto para realizar la medición, estará idealmente relacionado

con el tamaño de la muestra donde se realizará la medición. Sin embargo, este factor es

fijo para la mayoría de los equipos y generalmente varía en un rango de entre 6 y 50 mm,

siendo los puertos más comunes 8 y 25 mm, en general, mientras más grande el puerto

de medición, mayor la precisión de la medida.

Consideraciones al evaluar el color de la carne

Al realizar la determinación de color en el músculo, el parámetro de L* se correlaciona con

el estado físico de la carne, debido al pH final del músculo, a la estructura de las fibras

musculares y a la cinética implicada para establecer el rigor mortis; mientras que el tono

es determinado por el estado químico del pigmento de mayor concentración en la carne,

la mioglobina (Mb, de color rojo púrpura; oximioglobina, MbO2, de color rojo vivo;

metamioglobina, MetMb, de color pardo) (Fotografía 5). El tono en la carne fresca está

relacionada con los factores post-mortem, mientras que el croma, se relaciona más con la

concentración de mioglobina, que influye directamente en la saturación del color del

músculo y se relaciona principalmente con los factores ante-mortem (tipo de músculo,

edad, alimentación, genética, etc.).

Fotografía 5. Piezas de carne de cordero con la mioglobina en forma de oximioglobina

(izquierda) y metamioglobina (derecha)


26

De acuerdo con la guía AMSA (1992) y National Pork Board (NPB) (2000), las mediciones

de color en la carne cruda son afectadas por la nutrición del animal, la velocidad de

enfriamiento de la canal, el tipo de músculo, la orientación de las fibras, el pH del

músculo, el tiempo y la temperatura de almacenamiento post-mortem, el tiempo de

exposición del músculo al oxígeno, el grado y la distribución del marmoleo, la humedad y

brillo de la superficie y la concentración de mioglobina. Por ello, es de gran importancia

estandarizar tanto como sea posible las variables en la medición de color de las muestras

a ser comparadas, y considerar todos estos factores al momento de procesar las

muestras. Siempre se deberá de asociar la medición de color, con la del pH de la carne.

Equipo

Colorímetro tricromático o espectrofotómetro colorímetro.

Materiales

Patrones de calibración.

Paño suave para limpiar la parte del instrumento que toca la muestra.

Cuchillo.

Tabla para picar.

Plástico emplayador.

Metodología (AMSA, 1992)

a. Retirar toda la grasa exterior del músculo no infiltrada con la ayuda de un cuchillo.

b. Cortar la muestra con un grosor de cuando menos 1.2 cm (idealmente se busca

tener unos 2 cm de grosor); de no contar con suficiente muestra, y para evitar

errores, se puede colocar una muestra de carne debajo de la muestra a medir, o

en su defecto, se utilizará una base de preferencia blanca, en la que las muestras

se coloquen en el momento de hacer la medición. También se puede medir directo

sobre la carne en canal (Fotografía 6).

c. Luego de cortar la muestra, esta se deberá de exponer al oxígeno del aire. Dejar

reposar la muestra por al menos 30 min para que se oxigene la mioglobina

(blooming). Algunos laboratorios recomiendan estandarizar el tiempo de blooming

a 1 hora, teniendo la muestra expuesta al aire y a una temperatura de 3C.


27

d. Seleccionar una área de medición donde no exista alta concentración de grasa

intramuscular; de no ser posible, es recomendable considerarla como una variable

en el tratamiento estadístico de los datos.

e. Realizar la medición con el equipo disponible, evitando cualquier presión que

distorsione la dirección de las fibras musculares. El número de lecturas que deberá

tomarse de cada muestra estará en función de la variación que exista en la

muestra (algunos cortes presentan grandes variaciones en color), de ser el caso,

se buscará el área de color que sea más representativa dentro de la muestra.

f. En caso de que el equipo de medición tenga opción a diferentes aperturas,

seleccionar la apertura que se adapte mejor al área de la muestra. Superficies de

muestreo grandes serán valiosas para determinar el color promedio, sin embargo,

áreas pequeñas serán de utilidad en determinar un color específico.

g. Registrar los valores L*, a* y b*; ó L, a y b y el pH en un formato (Cuadro 4),

según sea el caso, y simultáneamente registrar los valores de pH de la muestra.

También pueden registrarse valores de croma y Hue, ya que existen equipos que

tienen software integrado para obtener estos parámetros.

h. Tomar idealmente tres diferentes mediciones sobre la muestra.

Fotografía 6. Medición del color de la carne


28

Cuadro 4. Formato de registro básico de datos para la medición de color de la carne

Determinación del color

FECHA: NO. HOJA:


L* a* b* pH

Fotografía 7. Medición de color

2.4.3 Métodos espectrofotométricos para determinación de pigmentos

La valoración espectrofotométrica de los pigmentos de la carne se basa en la

cuantificación de la cantidad de luz transmitida o absorbida por un compuesto coloreado

disuelto en un medio transparente, midiéndole la absorbancia o densidad óptica.

Existen dos métodos para la cuantificación espectrofotométrica por reflexión de los

pigmentos de la carne: uno que no toma como referencia valores límites de pigmentos, y

en el que no es necesario transformar al 100% o al 0% ninguno de los tres pigmentos,

mientras que el otro método precisa la obtención de valores límites, los cuales se utilizan

como referencia en las fórmulas para la cuantificación. En ambos métodos es muy

importante el grosor de la muestra, pues en muestras muy finas de menos de 1 cm de

grosor, el haz de luz incidente puede atravesar la muestra. Se recomienda que el grosor

sea 1.5 cm como mínimo, pero preferentemente 2.5 cm.


29

También es importante que los músculos estén cortados en sentido perpendicular al eje

longitudinal del mismo, ya que muestras con fibras paralelas a la superficie tienen una

mayor reflectancia que las muestras con fibras perpendiculares. Bajo estas condiciones,

nos aseguramos que la pieza de carne sea opaca y el haz de luz incidente es absorbido,

reflejado o dispersado, pero no atraviesa la muestra de carne.

Otro factor importante a considerar es el tiempo de oxigenación o blooming. Se

recomienda dejar las muestras al menos una hora en contacto con el aire a 3°C, siempre

y cuando se le coloque un film permeable al oxígeno o con un control de humedad.

Método de cuantificación sin valores límites de pigmentos

Los pigmentos de la carne, Mb, MbO2, y MetMb, presentan una máxima absorción (DRλ)

dentro del rango de longitudes de onda (λ) de 400 a 630 nm. Así, la DRλ en la superficie

de la carne está compuesta por dos términos: uno representa la absorción acromática

causada por la refracción y reflexión interna de la luz en los elementos estructurales de la

misma, que no depende de λ (DRa), y el otro representa la fracción de luz absorbida por

los pigmentos que están presentes en la carne (DRλp), dependiente de λ.

DRλ = DRa + DR

λp

El término DRa o absorción acromática, depende de las propiedades de difusión de la luz

en el tejido muscular, de las proteínas musculares, de las membranas celulares, del

contenido graso de la carne, de la especie, etc. Este valor se incrementa en carnes bien

hidratadas con un alto pH y desciende en carnes con un gran engrasamiento o con la

desnaturalización de las proteínas (asociado a pH ácido). DRa es independiente de la

concentración de los pigmentos de la carne, y se puede considerar como el valor DR de la

carne libre de pigmentos.

Método de cuantificación con valores límites de pigmentos

Este método de cálculo asume que la carne fresca no contiene ninguna cantidad

apreciable de MetMb y que tratando con sales de ferrocianuro, se conviertan todos los

pigmentos, tanto Mb como MbO2, en MetMb. La relación entre el coeficiente de absorción


30

(K) y de dispersión (S) de la luz sobre la carne (K/S) varía con la cantidad total de luz

reflejada (reflectancia Rλ ) según la ecuación:

K/S= (1- Rλ)2 /2 * Rλ

En estos cálculos, se utilizan los cocientes de los valores de K/S en diferentes longitudes

de onda para cada uno de los pigmentos. Los cocientes utilizados son:

K/S 473 / K/S525 para la estimación de la deoximioglobina

K/S 572 / K/S525 para la estimación de la metamioglobina

K/S 610 / K/S525 para la estimación de la oximioglobina

Estos cocientes nos sirven para monitorizar cambios de color o evolución del color en la

carne, pero cuando queremos estimar las proporciones de los tres pigmentos, Mb, MbO2,

y MetMb, se debe realizar la conversión de los pigmentos al 100% de cada uno de ellos

para tenerlos como valores de referencia.

Deoximioglobina: se colocan las muestras en una solución de ditionito sódico

(Na2S2O4) al 10% durante 1 ó 2 min; se sacan y se retira el sobrante, se envasa

al vacío y se dejan de 1-2 h a temperatura ambiente, tras lo cual se abren y se

realiza la medida.

Metamioglobina: se colocan las muestras en una solución al 1% de potasio

hexacianoférrico [K4Fe/CN)6] durante 1 min; se sacan y se retira el sobrante, se

envuelven con un film permeable al oxígeno y se dejan durante 12 h en

refrigeración a 2 °C, tras lo cual se realiza la medida.

Oximioglobina: se colocan las muestras entre 0 y 2 °C en una atmósfera con una

alta proporción de oxígeno, como en un flujo de 100% de oxígeno durante 10 min

y se realiza la medida inmediatamente tras ese tiempo.

Una vez que se han obtenido los valores de referencia de K/S para el 0% y el 100% de

cada uno de los tres pigmentos, se calculan las proporciones de los distintos pigmentos

de las muestras problema, utilizando las fórmulas apropiadas para cada pigmento e

introduciendo los valores de referencia de cada pigmento.


31

K/S 572 para 0% MetMb - K/S 572 para la muestra

%MetMb = K/S 525 para 0% MetMb_____ K/S 525 para la muestra

K/S 572para 0%MetMb - K/S 572 para la muestra

K/S 572 para 0% MetMb K/S 572 para la muestra

Para calcular la proporción de los otros dos pigmentos, Mb y MbO2 hay que sustituir los

cocientes K/S de la ecuación por los correspondientes al pigmento a cuantificar, y utilizar

los valores de 0% (100% de los otros pigmentos) y de 100% de las muestras de

referencia.

2.5 Textura

2.5.1 Definición de textura y factores que la afectan

Según la norma ISO 5492:2 la textura se define como “todos los atributos mecánicos,

geométricos y superficiales de un producto, perceptibles por medio de receptores

mecánicos, táctiles y, si es apropiado, visuales y auditivos” (Rosenthal, 1999).

La textura (dureza/terneza) es una de las características sensoriales más importantes de

la carne, la cual es considerada en la evaluación de calidad por parte del consumidor,

siendo la que determina en mayor medida su aceptación. Además, está relacionada con

el estado e interacción de las diferentes estructuras del músculo y sus componentes

(miofibrillas, tejido conjuntivo y agua).

Las causas que dan lugar a la variación en la terneza de la carne son muy diversas, pero

entre las más importantes se puede mencionar la especie, raza, sistema de producción,

sistema de refrigeración y congelado, maduración de la carne, el acortamiento de los

sarcómeros (estado de contracción muscular), cantidad y características del tejido

conjuntivo, temperatura de cocción de la carne e inclusive el uso de sistemas de

ablandamiento. Para el caso de carne cocinada, además de los anteriores, también es

necesario considerar el método de cocción utilizado en su preparación. Cuando la carne

es cocinada a altas temperaturas se genera endurecimiento; mientras que si la cocción es

prolongada esto puede aumentar la suavidad si la carne presenta un alto contenido de

colágeno, pues provoca la gelatinización del mismo.


32

La medida instrumental de la textura fue propuesta como una alternativa a la evaluación

sensorial con el fin de superar los principales inconvenientes de esta, debido a la gran

variabilidad en los resultados, la dificultad de la ejecución de las pruebas y a las

peculiaridades de la interpretación de los resultados. Sin embargo, es necesario que las

medidas obtenidas con métodos instrumentales, puedan correlacionarse con las

respuestas de jueces de análisis sensorial, con el fin de validar la técnica instrumental

utilizada (Anzaldúa-Morales, 1994).

Las técnicas de evaluación de la textura propuestas deben ser capaces de discriminar

adecuadamente las muestras de carne, así como cuantificar la terneza resultante. La

determinación de textura, puede ser llevada a cabo por métodos instrumentales, como

pueden ser los mecánicos (corte, compresión, penetración, etc.), así como por métodos

sensoriales.

El uso de métodos mecánicos ha sido ampliamente revisado por un gran número de

autores. Los métodos instrumentales se pueden clasificar en tres categorías:

Fundamentales: hacen referencia a los mecanismos que simulan bien la

masticación, y la presión de los dedos; sin embargo, se correlacionan muy poco

con la evaluación sensorial.

Imitativos: permiten medir los parámetros que la experiencia ha señalado que

están relacionados con las percepciones sensoriales, imitando con instrumentos

las condiciones a las que se somete la comida en la boca o en el plato.

Empíricos: cubren una miscelánea de test tales como punzamiento, corte,

extrusión, y otros, que aunque pobremente definidos se han encontrado bastante

correlacionados con la calidad de la textura y con la evaluación sensorial.

También se pueden clasificar en función del tipo de deformación que se produce durante

la prueba:

1. Los basados en el uso de accesorios cuyo principio es el corte, los cuales son los

más frecuentemente usados.

Warner-Bratzler: es un aparato de corte, y es considerado como un método de

referencia para la comparación mediante aparatos y medidas más elaboradas.


33

Es fiable, fácil de realizar y se correlaciona bien con la evaluación del panel

sensorial de la terneza de la fibra muscular.

Kramer: es un sistema con hojas múltiples, tiene la ventaja de efectuar

medidas sobre las carnes cuando las fibras no están orientadas de una forma

uniforme.

2. Los basados en el uso de aparatos cuyo principio es el de compresión, que son

más fáciles de utilizar que aquellos basados en el corte o cizallamiento de la

carne, pudiendo establecer dos grupos:

De compresión lineal: este tipo de prueba se lleva a cabo con la ayuda de

equipos de ensayo universales, tales como el Instron®, utilizadas

corrientemente en la industria de metales y de materiales sintéticos.

De compresión sinusoidal: a partir de instrumentos construidos inicialmente

para reproducir la masticación, cuyo aparato utilizado es una especie de

“texturómetro dentadura” (Proctor et al., 1956), constituido por mandíbulas

humanas montadas sobre una articulación motorizada y una cavidad bucal

artificial. Aunque posterior a este han salido otras modificaciones. En esta

misma clasificación se ubica al tensómetro de Volodkevich (1938), que simula

la acción de los incisivos durante la masticación, y que está formado por dos

superficies redondeadas, una fija y otra móvil que se desplaza hacia el anterior.

También, como una medida indirecta de la textura de la carne, pueden considerarse la

determinación del contenido de colágeno (total, insoluble y soluble) y la longitud de

sarcómeros.

2.5.2 Método de esfuerzo al corte

Para la medición de la dureza/terneza de la carne, el método más ampliamente utilizado

es la determinación de esfuerzo o resistencia al corte, basado en lo propuesto por Bratzler

(1949). Dependiendo de los objetivos particulares de cada estudio, es posible evaluar la

suavidad en términos de esfuerzo al corte, tanto en muestras crudas como cocinadas;

particularmente en aquellos casos en donde se deseen realizar estudios de correlación,

cuando se contempla la participación de consumidores o de paneles entrenados.


34

La evaluación se efectúa ya sea con un equipo Warner-Brazler (Fotografía 9), o con una

adaptación de un accesorio de Warner-Brazler a un texturómetro, donde se obtienen los

valores de resistencia al corte (kg, N), de una muestra de carne en forma de prisma o

cilindro (Fotografía 8). El corte se realiza perpendicularmente a las fibras con la ayuda de

dos cuchillas, una de ellas en forma triangular. Este aparato realiza una simple medida de

la fuerza máxima de corte ejercida durante la ruptura completa de la muestra.

Fotografía 8. Muestras de carne para análisis de textura.

Fotografía 9 Equipo de Warner-Bratzler. La primera fotografía muestra un sacabocado

ajustado a un taladro, con el cual se producen los cilindros de carne. La segunda

fotografía muestra como en la parte inferior se está cortando un cilindro de carne,

mientras se registra la fuerza de corte en la carátula del equipo. La tercera fotografía,

muestra la cuchilla triangular que corta la muestra de carne.


35

En caso de no contar con el equipo original de Warner-Bratzler, la evaluación del esfuerzo

al corte de la carne se lleva a cabo montando el accesorio de cizallamiento en un equipo

de ensayo universal (Instron®, Stable Micro System®, etc.) que permite medir con

precisión la fuerza y el desplazamiento, así como eliminar todos los problemas mecánicos

ligados a la utilización de un dinamómetro de muelle. Estos equipos de medición de

textura, cuentan con un sensor de fuerza, que sube y baja a una determinada velocidad y

que al ponerse en contacto con la muestra de carne registra la resistencia al corte.

La mayoría de las pruebas documentadas en artículos científicos, se ha realizado con

carne cocinada, en los que se han utilizado dispositivos de calentamiento de placa o

plancha (grill).

Para la medición de la fuerza de corte, es necesario ejecutar correctamente los protocolos

descritos si se quieren obtener resultados consistentes (Wheeler et al., 1994, 1996, 1997;

Shanks et al., 2002), ya que se han identificado varias fuentes de error. Los protocolos

normalizados para la determinación de la fuerza de corte están descritos en “Research

Guidelines for cookery, sensory evaluation and instrumental tenderness measurements of

fresh meat” (AMSA, 1995).

Varios autores han utilizado la fuerza de corte como un método para clasificar la carne de

bovino de acuerdo con su terneza. Wulf et al. (1996) utilizaron un valor de 3.85 kg como

punto de corte para clasificar la carne como suave o dura. Por su parte, Belew et al.

(2003) hicieron un estudio en varios músculos de bovino, mismos que clasificaron de

acuerdo con los valores de esfuerzo al corte, como: muy suaves (<3.2 kg), suaves (entre

3.2 y 3.9 kg) y duros (valores superiores a 4.0 kg).

Preparación de muestra

a. El músculo utilizado comúnmente para la determinación del esfuerzo al corte, es el

Longissimus dorsi, preferentemente separado en las dos partes que lo conforman,

L. dorsi lumborum, o L. dorsi thoracis, localizado entre la 12ª y 13ª costilla.

b. De cada canal muestreada, se utiliza un trozo de cada músculo, libre de hueso,

cortado en forma perpendicular a la dirección de las fibras musculares, y de

aproximadamente 2.5 cm de espesor, al cual previamente se le remueve la grasa

subcutánea o de cobertura.


36

Conservación

a. Si el propósito de la evaluación es determinar la textura de la carne simulando las

condiciones comunes de comercialización, las muestras deberán mantenerse en

refrigeración durante los primeros 5 días posteriores al sacrificio, y congelarlas a

partir del día 6 a -20 °C (con la mínima fluctuación posible), hasta su evaluación (3

meses como máximo).

b. Por otro lado, si el propósito de la evaluación es determinar el efecto de la

maduración sobre la textura de la carne, será necesario envasar y almacenarla por

al menos 14 días en condiciones de refrigeración (entre 0 y 3 °C). Una vez

trascurrido este tiempo, las muestras deberán congelarse a partir del día 15 post-

mortem al menos a -20 °C (con la mínima fluctuación posible), hasta su evaluación

(3 meses como máximo).

c. Todas las muestras deben envasarse al vacío, ya sea durante el almacenamiento

refrigerado o congelado, además de ser congelados individualmente y sin

apilamiento para garantizar la congelación uniforme y rápida.

d. Previo al análisis, las muestras deberán descongelarse a una temperatura entre 2

a 5 °C (en refrigeración). Considerar que para una muestra de una pulgada de

espesor, el tiempo de descongelación es de aproximadamente 24 a 36 h, aunque

este tiempo dependerá en gran parte de la relación entre el tamaño del corte de

carne congelada y la capacidad del refrigerador.

Métodos de cocinado

Uno de los principales factores que afectan la repetitividad de la prueba de esfuerzo al

corte es el método de cocción utilizado. Aunque esto es muy controversial, el método más

repetible que se ha probado es el cocinado en parrilla, sin embargo otros métodos de

cocción pueden ser utilizados siguiendo siempre los procedimientos establecidos, los

cuales se muestran a continuación:

a. Cocción en horno

Precalentar el horno a 165 °C.

Introducir el trozo de carne, previamente pesado y envuelto en papel aluminio,

dentro del horno hasta que su temperatura interna alcance los 70 °C.


37

b. Cocción en bolsa a baño María

Introducir el trozo de carne, previamente pesada, en una bolsa de plástico

resistente a la cocción.

Colocar la bolsa con la muestra en un baño de agua a 75 °C durante 1 h, o hasta

alcanzar una temperatura interna de 70 °C.

c. Cocción en parrilla o grill

Calentar la parrilla o grill a una temperatura de 200 °C.

Introducir el trozo de carne, previamente pesado y envuelto en papel aluminio,

hasta que su temperatura interna alcance los 70 °C.

En cada uno de los métodos de cocción, una vez que se ha alcanzado la temperatura

interna final, se realiza lo siguiente:

Retirar y enfriar la muestra a temperatura ambiente durante 30 min, registrar su

peso.

Mantener la muestra en una bolsa en refrigeración (4±1°C) hasta la realización del

ensayo, protegiéndola de la desecación.

Con el fin de controlar la temperatura interna de la muestra se recomienda utilizar un

termopar o termómetro de penetración, provisto de una sonda o termopar tipo T,

introduciéndola en centro geométrico de la muestra.

Equipos

Equipo analizador de textura (Modelo TA-XT plus Marca Stable Micro Systems,

Vienna Court, England, con cuchilla Warner-Bratzler y software Texture Expert)

Parrilla eléctrica de calentamiento

Materiales

Termómetro con sonda metálica o termopar

Cuchillo

Tabla para cortar

Dispositivo manual de extracción de muestras de ½ pulgada de diámetro de acero

inoxidable (sacabocado).


38

Procedimiento

a. Colocar los termopares en el centro geométrico de las muestras.

b. Cocinar la carne (independientemente del método de su selección) hasta una

temperatura interna de 70 °C.

c. Enfriar las muestras.

d. Cortar las muestras en forma de prismas con dimensiones de 3 a 4 cm de largo x 1

cm de ancho x 1 cm alto, cortados en forma paralela a la orientación longitudinal

de las fibras musculares, de modo que el corte de la cuchilla sea perpendicular a

las fibras musculares, o utilizar l sacabocado de ½ pulgada de diámetro.

e. Introducir los parámetros en el software del equipo.

f. Fijar la platina con la ayuda de los tornillos, de manera que no se mueva durante el

ensayo.

g. Colocar la cizalla Warner-Bratzler y bajarla poco a poco, ajustándola para evitar

que roce con la platina y que dé errores. Una vez que está bien colocada se

procede con el ensayo (Fotografía 10).

h. Realizar el ensayo con las muestras previamente preparadas.

i. Por cada tratamiento analizar seis a ocho repeticiones; conservar las muestras en

refrigeración y protegidas de la desecación (bolsas de plástico) hasta llevar a cabo

su análisis.

Fotografía 10. Medición de esfuerzo al corte utilizando el accesorio Warner-Bratzler.


39

Condiciones del ensayo

La velocidad de ensayo con la cuchilla de Warner-Bratzler podrá variar de 200 a 250

mm/min (AMSA, 1995). Sin embargo, será necesario establecer una serie de condiciones

para la realización de la prueba, de las cuales se muestra un ejemplo en el Cuadro 5.

Cuadro 5. Condiciones establecidas en el analizador de textura modelo TA-XT plus

para realizar la prueba de esfuerzo al corte de Warner Bratzler.

Función Valor Unidad Unidad

Modo de prueba (Test Mode) Fuerza de corte

Velocidad pre-prueba (Pre-Test Speed) 1.00 mm/s

Velocidad prueba (Test Speed) 2.00 mm/s

Velocidad post-prueba (Post-test Speed) 10.00 mm/s

Modo Objetivo (Target Mode) Distancia

Distancia 31.00 mm

Tipo Disparador (Trigger Type) Auto (Fuerza)

Fuerza Disparador (Trigger Force) 20.00 g

Modo de interrupción (Break Mode) Off

Stop Plot At Posición Inicio

Modo Tarar (Tare Mode) On

Control de horno (Control Oven) Incapacitado

Marco de la desviación (Frame Deflection)

Corrección Off (XT2 compatibilidad)

Una vez introducidos los parámetros en el software del equipo, se procede a realizar el

ensayo con las muestras previamente preparadas.

Cálculos

A partir del análisis de cada muestra se genera un gráfico similar al que se observa en la

Figura 3, donde la altura máxima del pico, representa la dureza o esfuerzo máximo para

cortar la muestra. El área bajo la curva representa el resultado de la integración de todos

los esfuerzos de corte de las fibras en el área de la muestra, dando como resultado la

dureza total de la muestra evaluada.


40

Se determina la fuerza máxima en la gráfica, así como el área bajo la curva del punto cero

a la fuerza máxima y el área de la fuerza máxima al final de la prueba. Los datos se

pueden expresar en kilogramos o en Newtons.

Figura 3. Ejemplo de gráfico de un ensayo de fuerza de corte en carne

2.5.3 Método de colágeno

El colágeno es el principal componente del tejido conectivo, y se encuentra de manera

muy abundante en el organismo, sobre todo en la piel y los huesos, así como en los

músculos formando las fascias. Está constituida por una molécula proteínica originada por

cadenas de polipéptidos, llamadas cadenas alfa, que están unidas entre sí a través de

puentes de hidrógeno. Estas cadenas son muy ricas en glicina (30%), prolina,

hidroxiprolina (10%), e hidroxilisina y, fundamentales en la formación de la súper-hélice.

El hecho de que la hidroxiprolina sea un aminoácido característico del colágeno y no se

encuentre en las restantes proteínas cárnicas, permite su cuantificación o determinación

aproximada en el tejido conjuntivo, multiplicando la cantidad de hidroxiprolina obtenida,

por un factor variable en función del tipo de colágeno (Forrest et al., 1979).

El tejido conectivo tiene una contribución apreciable a la dureza de la carne, y se

encuentra constituido por dos fracciones principales: el colágeno y la elastina (Swatland y

http://es.wikipedia.org/wiki/Prote%C3%ADna

http://es.wikipedia.org/wiki/Polip%C3%A9ptido


41

Findlay, 1997). El colágeno es una de las proteínas más abundantes del organismo

animal, e influye en la terneza de la carne. En la mayoría de los mamíferos corresponde al

20 a 25% de la proteína total.

Un factor que influye importantemente en la dureza de la carne, es el contenido

cuantitativo y cualitativo de colágeno presente (Monin, 1991). Interesantemente, la

concentración de colágeno no cambia significativamente durante el desarrollo del animal y

hasta el sacrificio; sin embargo, lo que cambia con la edad del animal, es la solubilidad del

colágeno (Herring et al., 1967; Cross et al., 1973; Bailey y Light, 1989). Estos cambios en

la solubilidad, se asocian a que tanto la hidroxilisina como la hidroxiprolina se producen

después de la síntesis de la cadena polipeptídica, por modificación de los aminoácidos, al

aumentar la edad del animal, el colágeno presenta mayor número de entrecruzamientos

por uniones covalentes entre las cadenas. Estos puentes se forman por la acción inicial

de la enzima lisinoxidasa, que transforma en aldehídos a la lisina o a la hidroxilisina,

aldehídos que posteriormente se pueden condensar mediante reacciones químicas

espontáneas con otros grupos.

El colágeno insoluble es factor definitivo de la dureza de la carne; cuando se hidroliza se

produce el ablandamiento de este producto. Muchos autores han intentado explicar la

relación entre cantidad de colágeno y dureza de la carne mediante pruebas sensoriales y

mecánicas, sin embargo no ha podido demostrarse claramente, por lo que se han

obtenido diversos resultados. La conclusión que puede obtenerse, es que la cantidad de

colágeno influye en la dureza de la carne, pero no se puede establecer una correlación

directa sino que deben tenerse en cuenta otros factores tales como: solubilidad del

colágeno, distribución de las fibras de colágeno y la dureza aportada por el complejo

miofibrilar y el citoesqueleto.

Así, en la determinación del contenido de colágeno en la carne, es importante hacer un

análisis de su concentración total, conocer la proporción de colágeno insoluble, y por

diferencia obtener el contenido de colágeno soluble, para así establecer su influencia en

la dureza total de la carne.


42

La solubilidad del colágeno juega un rol importante en la determinación de la dureza de la

carne, por lo que una solubilidad mayor del 28% producirá carnes tiernas, mientras que

con una solubilidad del 6% o menor la carne será dura.

Para la determinación del colágeno total e insoluble puede utilizarse la metodología

establecida por Bergman y Loxley (1963) y modificada por Bonnet y Kopp (1986; 1992), y

calculando la solubilidad por diferencia. Sin embargo, también es posible utilizar otras

técnicas, como las publicadas por Hill (1966) o Woessner (1961). Sin embargo, en este

texto se utilizará la metodología propuesta por Bonnet y Kopp (1986; 1992), la cual se

describe a continuación, y que se basa en una hidrólisis intensa de las proteínas de la

carne en medio ácido y con calor, liberando los residuos de hidroxiprolina de la muestra.

Equipo

1. Balanza analítica.

2. Baño de aceite con temperatura controlable.

3. Placa de calentamiento con agitación.

4. Potenciómetro.

5. Baño María con temperatura controlable.

6. Espectrofotómetro para lecturas a 560 nm.

Materiales

1. Agitador magnético.

2. Matraces volumétricos de 100 y 1000 ml.

3. Embudos de vidrio.

4. Matraces Erlenmeyer de 250 ml.

5. Tubos de ensayo de 25 X 200 mm con tapón de rosca.

6. Gradillas para tubos de ensayo.

7. Cubetas de 1 cm de paso de luz visible.

8. Papel filtro de 90 gr/m2.

Reactivos

1. Solución acuosa de ácido clorhídrico al 50% v/v .Se prepara mediante la dilución a

1000 ml de 500 ml de solución de ácido clorhídrico de densidad 1.19.

2. Solución concentrada de hidróxido de sodio de densidad 1.33 (400 g/l) (p/v).


43

3. Solución de hidróxido de sodio al 10% (p/v).

4. Alcohol isopropílico puro.

5. Solución acuosa de cloramina T al 10.5 % (p/v).

6. Solución tampón de pH=6. Para su preparación disolver 34 g de acetato sódico

anhidro, 36.5 de citrato trisódico monohidratado, 5.5 g de ácido cítrico en 385 ml

de alcohol isopropílico puro y aforar a 1000 ml con agua destilada.

7. Solución oxidante, que debe prepararse en el momento de su empleo, compuesta

por 1 volumen de la solución acuosa de cloramina T y 4 volúmenes de la solución

tampón de pH=6.

8. Solución acuosa de ácido perclórico al 17.5%.

9. Solución de p-dimetilaminobenzaldehido (P-DAB) al 5% en alcohol isopropílico.

10. L-hidroxiprolina (estándar).

Determinación de colágeno total

1. Descongelar (si fuera el caso) alrededor de 100 g de cada muestra y triturarla

perfectamente en un procesador de alimentos.

2. Pesar 2 g de cada muestra y colocarla en un tubo de ensayo de 25X200 mm con

tapón de rosca.

3. Digerir con 15 ml de ácido perclórico (al 70%), en un baño de aceite a temperatura

constante de 100°C, durante 4 horas.

4. Una vez realizada la digestión, enfriar y filtrar; simultáneamente transferir el

extracto de la digestión a un matraz volumétrico de 100 ml, y aforar con agua

destilada.

5. Colocar en un tubo de ensayo de 20 ml, 1 ml del filtrado y añadir 1 ml de NaOH

1.8 N (agitando por 1 min).

6. En el mismo tubo, añadir 1 ml de buffer pH 6.0 y 1 ml de solución de Cloramina T,

y dejar reposar 4 minutos (oxidación de la muestra).

7. Agregar 3 ml de ácido perclórico 1.8 N y 2 ml de P-DAB recién preparado

(formación de cromóforo).

8. Calentar en baño maría a 60°C durante 25 min.

9. Enfriar a temperatura ambiente y leer la densidad óptica de cada tubo a una

absorbancia de 560 nm en el espectrofotómetro, ajustando a cero con un tubo

testigo.


44

10. Determinar el contenido de hidroxiprolina/g de muestra, utilizando una curva

patrón de acuerdo a diferentes concentraciones de L-hidroxiprolina. A partir de la

ecuación de regresión generada con la curva patrón, realizar los cálculos para

obtener la concentración en mg de hidroxiprolina/g de muestra.

Determinación de colágeno insoluble

1. Pesar 2 g de muestra fresca

2. Colocar la muestra en un tubo de ensayo de 25X200 mm con tapón de rosca y

añadir 15 ml de una solución tampón TRIS-HCl-NaCl (pH=7.4).

3. Realizar una predigestión a 90°C en baño María durante 2 horas.

4. Dejar enfriar y filtrar en papel filtro a otro tubo pyrex de las mismas dimensiones.

Lavar cuidadosamente el filtrado con la solución tampón (tres lavados) con el fin

de arrastrar todo el colágeno solubilizado.

5. Secar en estufa los tubos con el filtrado a una temperatura de 100°C durante 16 a

24 horas.

6. Una vez seca la muestra, analizar el contenido de hidroxiprolina del filtrado,

mediante el método anteriormente descrito para la determinación de colágeno

total, y utilizando la misma curva patrón. Esta determinación corresponderá a la

cantidad de colágeno insoluble en la muestra. Para cuantificar el contenido de

colágeno soluble deberá realizarse una estimación de la cantidad de colágeno

total, y llevar a cabo el siguiente cálculo:

Colágeno soluble = (colágeno total – colágeno insoluble) X 100

Preparación de la curva patrón

La coloración obtenida sigue la Ley de Beer-Lambert (que relaciona la absorbancia de

una dilución con la concentración en un determinado soluto, teniendo en cuenta el

espesor de la muestra) cuando la concentración de hidroxiprolina se encuentra

comprendida entre O y 20 mg/ml.

El procedimiento para la preparación de la curva patrón se muestra a continuación:

1. Preparar una solución madre conteniendo 400 mg/ml de hidroxiprolina en agua

destilada.


45

2. Hacer diluciones en matraces volumétricos de 100 ml que contengan 5,10 y 20

mg/ml de hidroxiprolina, con agua destilada.

3. Tomar una serie de tubos de ensayo.

4. Poner en el primero (tubo testigo) 1 mI de agua destilada.

5. En los tres siguientes colocar 1 mI de las soluciones que contienen 5, 10, y 20

mg/ml de hidroxiprolina.

6. Proceder con la metodología descrita para colágeno total.

7. Trazar la correspondiente curva patrón, colocando en abscisas las absorbancias y

en ordenadas las concentraciones en mg/ml de hidroxiprolina.

Se aconseja efectuar por lo menos tres determinaciones sobre la misma muestra.

Cuando la muestra a analizar sea de alto contenido en colágeno, el tiempo de ebullición

deberá prolongarse al menos durante 5 a 6 horas.

El porcentaje de hidroxiprolina se calcula como:

%hidroxiprolina = H x d / 50 P

Donde:

H= cantidad de hidroxiprolina leída en la curva patrón

d= dilución del filtrado realizado

P= peso (g) inicial de la muestra

A partir del porcentaje de hidroxiprolina, el porcentaje de colágeno total se estima

multiplicando el contenido de hidroxiprolina por 7.52 (para la fracción soluble) y por 7.25

(para la fracción insoluble) (Cross et al, 1973). Sin embargo, se recomienda expresar los

resultados directamente como porcentaje de hidroxiprolina, pues hace más fácil la

comparación entre distintos músculos, sin depender de los factores de conversión. El

colágeno total se calcula a partir de la suma del contenido de colágeno en las dos

fracciones. El porcentaje de colágeno soluble se calcula dividiendo el contenido de

colágeno en la fracción soluble por el contenido de colágeno total.


46

2.5.4 Método de medición de la longitud del sarcómero

El estrés ante-mortem ejerce una importante influencia en la contracción final de las

miofibrillas; además, el modo convencional del colgado de las canales durante el faenado,

y la refrigeración de los animales de abasto, intervienen en la tensión que se ejerce sobre

los diferentes músculos que conforman la canal y en la terneza final que tendrán los

mismos.

Durante el colgado de la canal, su peso genera tensión en algunos músculos, por lo que

algunos permanecen estirados mientras entran en rigor mortis y por ende tienden a ser

más suaves que otros músculos no estirados. Haciendo que la superposición de las

proteínas miofibrilares actina y miosina sea menor en un sarcómero estirado, y por ende

la fuerza que se requiere para hacer un corte en la fibra muscular sea menor. Por el

contrario, si el sarcómero está encogido, se requerirá mayor cantidad de fuerza para

hacer un corte transversal en la fibra muscular.

Por otro lado, luego del faenado de los animales, durante el enfriamiento de la canal, se

presenta un fenómeno de pre-rigor de la canal, que influye en la relación temperatura-

terneza. Cuando los músculos de la canal, se enfrían por debajo de los 15 °C antes de la

instauración del rigor, se produce un fenómeno llamado acortamiento por frío (también

referido como cold shortening), que es el resultado de un acortamiento de la distancia

entre las líneas z del sarcómero; esto endurece notablemente las fibras musculares; cabe

aclarar que posteriormente, aunque la carne se caliente, el sarcómero ya no se estira y

por ende la carne queda dura aún después de cocinada.

Lo anterior establece la importancia de la evaluación de la longitud de los sarcómeros,

siendo una forma de determinar indirectamente la dureza de la carne.

El sarcómero es la unidad estructural y funcional de la miofibrilla, mide aproximadamente

1.5 a 2.2 micrómetros de longitud y es el segmento comprendido entre discos Z (Alberts et

al., 1994).


47

La longitud del sarcómero tiene influencia en la textura de la carne; así, cuando esta

longitud es de 3.6 µm la carne será tierna, mientras que si la longitud es inferior a 1.8 µm,

la carne será dura.

Si antes del rigor mortis, cuando el pH es mayor a 6.8, se alcanzan temperaturas

superiores a los 0°C pero menores de 14 °C, se origina un tipo de contracción conocida

como acortamiento por frío, debido a que se produce una contracción masiva del

complejo miofibrilar. Esta carne después de ser cocinada, resulta extremadamente dura.

Existen diferentes métodos para evaluar la longitud de los sarcómeros, desde difracción

por láser, hasta métodos ópticos. Actualmente los más utilizados son los métodos ópticos,

auxiliados de programas de análisis de imagen.

Equipo

Microscópio de contraste de fases.

Materiales

Kit de disección (2 pinzas de sujeción con dientes de ratón, 2 agujas de

separación con mango (1 recta, 1 con gancho de sujeción en punta.)

Bisturí con navaja estándar.

Portaobjetos y cubreobjetos.

Pipeta Pasteur.

Reactivos

Glutaraldehído al 2.5%.

Agua destilada.

Aceite de inmersión.

Preparación de la muestra

a. Conservar la muestra (3.0 x 3.0 x 2.0 cm) por triplicado, en una solución de

glutaraldehído al 2.5% por al menos 6 h.

b. Colocar las fibras separadas de la muestra en el centro de un portaobjetos y

adicionar de 2 a 3 gotas de agua destilada con ayuda de una pipeta Pasteur.


48

c. Colocar sobre la muestra humedecida un cubreobjetos, y añadir sobre éste una

pequeña gota de aceite de inmersión.

Metodología y registro de imagen

a. Encender el microscopio y verificar que la cámara digital esté adaptada al

microscopio.

b. Acceder al programa de análisis de imagen.

c. Montar la laminilla en el microscopio; seleccionar el objetivo de 100x con el visor

identificado como pH3 en el microscopio (diafragma); pegar la laminilla al ojo del

objetivo hasta que quede adherido al aceite de inmersión. Se recomienda abrir el

aumento de 2x (variará según la marca del microscopio), para lograr visualizar una

mejor imagen.

d. Buscar la imagen donde se aprecie mejor la disposición de los sarcómeros,

utilizando las perillas del microscopio con movimientos horizontales, y la de

acercamiento de imagen, hasta enfocarla. Si se está de acuerdo con la imagen

que se observa en el microscopio, se procede a adquirir la fotografía.

e. Una vez tomada la fotografía, grabarla en un archivo especificado como TIFF

Format, eligiendo la opción de 8 Bit TIFF. Se sugiere dar nombre al archivo de

modo tal que se asocie con el código de la muestra.

f. Cargar la fotografía en el software de análisis de imagen, por ejemplo el programa

Image Pro Plus, y dar ajustes a la resolución de la imagen (contraste de color),

utilizando los comandos que se encuentran en la barra de comandos gráficos del

programa.

g. Con el fin de dar un mejor ajuste a la resolución de la imagen capturada (contraste

de color), utilizar el comando de igualación, por ejemplo Best Fit equalization, que

se encuentra en la barra de comandos gráficos del programa Image Pro Plus. La

opción se identifica con una pequeña gráfica púrpura en forma de campana de

Gauss.

h. Una vez mejorada la imagen, seleccionar la escala de medición en la que se

encuentra la imagen. Para entrar a esta ventana acceder al comando gráfico

identificado como un vernier en color amarillo. Escoger la opción S Obj 100X (1X),

que es el objetivo utilizado.


49

i. Para iniciar con las mediciones de longitud de sarcómero, seleccionar la opción

Measurements del mismo programa, la cual corresponde al icono gráfico

identificado como un compás y una regla.

j. Sobre la ventana Measurements acceder a la pestaña Features, y en las opciones

que ofrece ésta, seleccionar la celda marcada con una línea diagonal, la cual será

la opción de longitud (Length). Una vez que se seleccionó la opción Length en

Features, se puede empezar a medir los sarcómeros. El cursor del ratón quedó

activado, pues al ponerlo sobre la imagen se marca con una cruz.

k. Para empezar a medir, se ubica el cursor en un punto central sobre las líneas

blancas (banda I) y se desplaza hacia el centro de otra línea contigua blanca, y al

soltar el cursor queda identificada una línea que indica la distancia entre esas dos

líneas seleccionadas. Recordar que la longitud del sarcómero está marcada por la

distancia entre una y otra banda I. Hacer al menos 10 mediciones por fibra.

Fotografía 11. Pantalla generada, una vez que se hizo el escaneo de la imagen observada en el microscopio (izquierda) Fotografía 12. Pantalla generada, una vez que se grabó la imagen en formato TIFF observada en el microscopio (derecha) .


50

Fotografía 13. Pantalla generada, imagen observada con mejor resolución (izquierda)

Fotografía 14. Pantalla generada, valores de longitud de sarcómeros obtenidos de la

imagen (derecha)

Fragmentación miofibrilar (longitud de sarcómero)

Equipo

Spectro-Physics Modelo 155 Laser helio-neon (Spectra Physics, Eugene, OR).

Homogenizador.

Materiales

Portaobjetos.

Cubreobjetos.

Espátula.

Vaso de precipitado 10 ml.

Gotero.

Reactivos

Sucrosa.

Cloruro de potasio.

Metodología

a. Para determinar la longitud del sarcómero, pesar aproximadamente 1 g de

muestra, colocarlo en una solución de sucrosa (0.25 M de sucrosa y 0.002 de KCl)


51

y mezclar de 10 a 15 min a velocidad baja (30 a 40 RPM) en un homogenizador

(The Virtis Company, Gardier, NY).

b. Agregar una gota del homogenizado en un portaobjetos de vidrio, cubrirlo con un

cubreobjetos y medir con el Spectro-Physics Modelo 155 Laser helio-neón

(Spectra Physics, Eugene, OR).

c. Tomar la medida de la longitud del sarcómero midiendo la distancia entre el origen

y la banda de difracción de primer orden producido por el haz del laser.

d. Tomar dos muestras de cada músculo y hacer 15 mediciones para cada una.

e. Hacer un promedio de las 15 mediciones del sarcómero de una muestra y calcular

la longitud del sarcómero con la siguiente fórmula.

Cálculos

Longitud del sarcómero, µm=

Donde:

D= distancia en mm de la muestra a la difracción de la pantalla (10 mm)

T= distancia en mm del origen a la banda de difracción de primer orden (tomar el

promedio de las 15 mediciones).

0.6328= longitud de onda en µm del laser He-Ne. La longitud final del sarcómero

es el promedio de las dos muestras.

2.6 Análisis sensorial de la carne

La calidad de la carne engloba distintos parámetros químicos, nutricionales, tecnológicos

y sensoriales, los cuales pueden verse afectados por factores internos (raza, genes,

sexo), y externos (actividad física, maduración post-mortem, almacenamiento, cocinado).

Las propiedades sensoriales están relacionadas a factores internos de genotipo y sexo, y

podrían verse afectados por factores externos, como estrés previo al sacrificio, sistemas

de maduración, etc.

Actualmente existen muchas definiciones para este concepto, pero el análisis sensorial es

una disciplina científica que permite medir y evaluar de forma objetiva y reproducible las


52

características de un producto mediante el uso de los sentidos. Los instrumentos de

medida son los seres humanos, por lo que es importante el uso de metodologías que

sean específicas para evitar errores por parte de los evaluadores. La forma de evaluar por

parte de los catadores va a estar influida por la forma en que se presenten las muestras

durante la evaluación, como son: a) temperatura, la cual deberá ser uniforme en todas las

muestras, b) orden en que se presenten las muestras a los catadores; si no se tiene

cuidado, lo anterior puede aumentar la variabilidad en la respuesta de los catadores y no

se podrán detectar diferencias entre los productos a evaluar.

La realización de un análisis sensorial de calidad depende de dos aspectos importantes:

los individuos utilizados (paneles de catadores entrenados y no entrenados) y la forma de

ejecutar las pruebas. Además, es importante realizar análisis estadísticos para probar

diferencias entre los distintos tratamientos, realizándose análisis de varianza que incluyan

el tratamiento y la sesión como efectos fijos. Las propiedades sensoriales básicas de la

carne son color, olor, sabor, flavor, jugosidad y textura.

Las propiedades sensoriales básicas, pueden tener relación con otro tipo de variables que

ya se estudiaron en las secciones previas, por ejemplo la textura de la carne se relaciona

con la fuerza de corte y con la cantidad de grasa intramuscular que tenga la muestra. La

jugosidad, que es la capacidad que posee la carne de retener su agua durante el

cocinado y liberarla posteriormente durante la masticación, se relaciona con la capacidad

de retención de agua, así como con la cantidad de grasa intramuscular.

Preparación de las muestras

Debido a la gran variabilidad sensorial que existe de los alimentos de origen animal, es

muy importante la estandarización de las condiciones del análisis, lo que permitirá reducir

de forma importante el error experimental. Normalmente en el ganado bovino y porcino,

se utiliza el músculo longissimus dorsi, en filetes de 2 cm de espesor, cortados

perpendicularmente a la dirección de las fibras musculares, y teniendo en cuenta que

todas las muestras tengan el mismo grosor, por lo que se aconseja cortarlas a 0 °C con

un cuchillo, o con una guillotina, para que el corte sea recto.


53

Dada la influencia que tienen los sistemas de maduración sobre las características

organolépticas de la carne, se busca estandarizar el tiempo de maduración post-mortem

en refrigeración a un tiempo normalmente de 10 días en bovinos y 4 días en cerdos. Para

llevar a cabo este propósito, la carne ya cortada se madurará en un cuarto frío a 4 °C,

preferentemente en piezas que serán empacadas al vacío, evitando que las piezas se

compriman y modifiquen su textura. En caso de que las muestras maduradas no se

utilicen al cumplir el tiempo de maduración, se conservarán congeladas a -24 °C durante

un tiempo máximo de tres meses. La descongelación no deberá ser forzada, por lo que se

recomienda colocar las muestras en una cámara frigorífica a 4 °C durante las 24 h previas

a su preparación.

Para la cocción de las muestras, se recomienda utilizar el mismo procedimiento utilizado

en la evaluación de la textura instrumental, esto es, utilizando un horno eléctrico o una

parrilla eléctrica, hasta alcanzar una temperatura interna final de 70 a 71 C (es decir,

deben ser removidos del calor a 70 C). La temperatura debe registrarse con un

termómetro o termopar, insertado en el centro geométrico de la muestra. Cada muestra

deberá cocinarse por ambos lados, con un tiempo aproximado de 4 min por lado, a una

temperatura de la parrilla de 240 °C. Para evitar una excesiva desecación de la muestra

durante la cocción, ésta deberá envolverse completamente en papel aluminio, y la cocción

de las muestras de todo el lote deberá realizarse al mismo tiempo, utilizando solamente la

parte central del filete cocinado y envolviendo cada trozo a evaluar en papel aluminio,

manteniéndolo a una temperatura de 60 °C en tazones de porcelana hasta su análisis.

Dado que solo se busca una evaluación, las porciones de carne deberán ser pequeñas,

normalmente cubos de 1 cm por lado. De esta forma, la muestra permanecerá inalterable

sensorialmente durante 30 min. Para la evaluación sensorial de la carne fresca cocinada

de cerdos y rumiantes, los atributos más comúnmente utilizados, debido a que tienen una

importancia muy fuerte entre los consumidores, son los siguientes:

Resistencia inicial a la masticación: resistencia que ejerce la carne a la

penetración de los dientes por primera vez.

Masticación total: cantidad de esfuerzo que se realiza para masticar la carne.

Residuo final: cantidad de residuo no fácilmente masticable que debe ser deglutido

sin disgregar.

Jugosidad: cantidad de agua liberada por la carne durante la masticación.


54

Terneza global: valoración global de los conceptos anteriores.

También se valora con respecto el olor: hígado, sangre, rancio, etc., y al flavor (relación

olor-sabor): hígado, sangre ácido, metálico amargo y a rancio, entre otros. En la carne

fresca sin cocinar, se evalúa el color, principalmente, cuantificando visualmente la

luminosidad o la saturación del color rojo, así como el brillo, homogeneidad del color,

veteado o marmoleo y el color de la grasa de la carne.

Cuadro 6. Formato utilizado en el análisis de evaluación sensorial.

.

NOMBRE_____________________________________ FECHA________________

Evalúe cada uno de los parámetros marcando en la casilla de la muestra el valor asignado

por su preferencia.

Muestra No.

TEXTURA

* Resistencia inicial a la masticación(1, Muy poca - 9, Muchísima)

* Masticación Total(1, Muy poca - 9, Muchísima)

* Residuo Final(1, Muy poco - 9, Muchísimo)

* Jugosidad(1, Muy seca - 9, Muy jugosa)

* Terneza Global

(1, Muy dura - 9, Muy tierna)

OBSERVACIONES:


55

En el cuestionario utilizado por los catadores (Cuadro 6) se utiliza, por lo general, una

escala estructurada de 1 a 9, en la cual 1 representaba el valor mínimo de preferencia y 9

el valor máximo para cada uno de los atributos valorados.

Debido a la gran variación que existe en la respuesta sensorial, cuando se trabaja con

grupos de panelistas no entrenados, es preferente utilizar un número de evaluadores

superior a 70 jueces consumidores. A los que, según los objetivos del trabajo, se les pide

indicar el nivel de agrado según los descriptores que se deseen evaluar, por ejemplo para

suavidad y aceptación general de la carne. Lo más común en este tipo de evaluaciones,

es el manejo de escalas hedónicas. A continuación, se ejemplifica una escala hedónica

de siete puntos:

7. Me gusta mucho

6. Me gusta moderadamente

5. Me gusta ligeramente

4. Ni me gusta ni me disgusta

3. Me disgusta ligeramente

2. Me disgusta moderadamente

1. Me disgusta mucho

Una vez cocinada, la carne se sirve a los jueces, normalmente y para evitar distracciones,

los jueces solo reciben una identificación similar a cada muestra, las cuales se derivan de

códigos aleatorios. Al momento de servir, se pueden servir dos o tres muestras a cada

juez. Además de las muestras, a cada juez se le ofrecen galletas con bajo contenido de

sal como acarreador de sabor y agua para el enjuague bucal entre muestras.

Una vez colectada la información, se deberá hacer un análisis estadístico, el cual deberá

considerar, primero que nada, que los datos obtenidos corresponden a un conteo y por lo

tanto, no siguen una distribución normal, por lo que las pruebas disponibles se limitan. Un

análisis muy común es la prueba de Chi-cuadrada. En el caso de que se tenga un número

importante de observaciones (normalmente más de 60 observaciones), pudiera seguirse

un análisis de varianza, (basado en el teorema del límite central). Sin embargo, cada caso

requerirá una valoración individual y un análisis estadístico específico.


56

3. ANÁLISIS QUÍMICO PROXIMAL

El estudio de la composición química de la carne es relevante, porque indica en qué forma

varía la concentración de nutrimentos que contiene. Particularmente se analiza el

contenido de materia seca, proteína, grasa y sus componentes vía el perfil de ácidos

grasos, de colesterol, y cenizas. Los nutrimentos que componen la carne pueden variar

sus proporciones en función de una miríada de factores; mientras algunos de estos

pueden ser intrínsecos al animal del que provienen (especie, raza, alimentación, edad,

etc.), existen otros factores más bien asociados a los procesos a que se someten los

animales, ya sea antes (tiempo de ayuno, de transporte, estrés, método de

insensibilización, etc.) o después de su faenado (sistemas de refrigeración, congelado,

carga microbiana, enriquecimientos por la adición de marinados, etc.). Estos cambios en

la composición de la carne, son relevantes ya que influyen en su calidad tecnológica,

higiénica, sanitaria y sensorial. En términos generales, se puede decir que la carne fresca

contiene de un 70 a 75% de agua, 20 a 22 % de proteínas, 1 a 5 % de grasa, 1% de

sustancias minerales y menos de 1 % de hidratos de carbono (Sañudo et al., 1999)

Es relevante siempre tener en cuenta este tipo de proporciones, ya que ayudan a

comprender y razonar más fácilmente los resultados que se obtengan con las técnicas de

esta sección. Así de un animal vivo, en términos generales (se debe de considerar la

especie, raza, edad, estado fisiológico, y estado de carnes) la canal representa entre el 50

al 80% del peso vivo; de esta canal, el 60% es tejido muscular, 27 % tejido adiposo, 12%

tejido esquelético y un 1% tendones y ligamentos.

Del músculo fresco, el 80% lo componen compuestos no nitrogenados (90% agua; 7%

lípidos; 1% minerales; 1% carbohidratos y menos del 1% vitaminas). El 20% que

representan los compuestos nitrogenados, está formado por un 90% de proteínas y un

10% de compuestos no proteicos. De las proteínas, el 60% lo comprometen las

miofibrilares (principalmente miosina, actina y titina), 29% sarcoplásmicas; 6% proteínas

del estroma (de las cuales el colágeno abarca el 95%) y un 5% de proteínas granulares.

Así, la composición química del cuerpo, está formada por un 73% de oxígeno; 14% de

carbono, 10% de hidrógeno y 3% de nitrógeno.


57

Preparación y conservación de muestras para el análisis proximal

La muestra de carne debe de tratarse con mucho cuidado, ya que factores como la

temperatura, la carga microbiana, el tiempo transcurrido entre la muerte del animal y la

toma de muestra, pueden influir de manera importante en la composición proximal de la

carne, por ejemplo, al promover la pérdida de agua. Por otro lado, no hay que olvidar que

la carne se sigue transformando conforme pasa el tiempo desde que muere el animal, lo

cual se asocia a los procesos de conversión de músculo a carne, la aparición del rigor

mortis y el proceso de maduración enzimática, por medio del cual las enzimas propias del

músculo comienzan a degradar las proteínas. Para detener estos procesos, es

recomendable que las muestras se congelen lo más pronto posible, idealmente a

temperaturas inferiores a -20°C, en empaques libres de aire, al vacío es ideal, pero en su

defecto, envueltas en plástico adherente y luego dentro de bolsas de cierre hermético.

Es necesario tener cuidado de no bajar la temperatura de la canal por debajo de los 25°C

antes de que se haya agotado el ATP (establecimiento del rigor mortis), ya que se podrían

tener problemas como acortamiento por frío o rigor de descongelación.

Para su descongelación parcial (para evitar la pérdida de fluidos), las muestras se colocan

en una cámara frigorífica o refrigerador a 4 ºC por 24 a 36 h. Una vez descongeladas, las

muestras se muelen en un procesador manual de alimentos, se distribuyen en muestras

parciales o sub-muestras, e inmediatamente se empacan individualmente en bolsas

plásticas de cierre hermético para usarse inmediatamente. En este punto se recomienda

que la muestra se triture a baja temperatura para evitar la separación de la grasa. En caso

de perder grasa durante la molienda, Savell (2009) recomienda recolectarla e incorporarla

a la muestra. Para evitar la separación de la grasa, lo ideal es la utilización de un molino

con recirculación de agua, lo cual permitirá lograr una muestra representativa y con una

molienda que permita homogeneidad, ayudando de esta manera a disminuir la

variabilidad en los análisis.

3.1 Determinación del contenido de humedad/materia seca

La carne contiene aproximadamente entre un 70 y 75% de agua, de la cual el 70% es

agua libre que se encuentra entre los espacios de los filamentos de actina y miosina, el


58

otro 5% es agua ligada a proteínas. Cuando se hace la determinación de humedad

principalmente lo que se mide es el agua libre.

El análisis del contenido de humedad o de materia seca, es en el análisis bromatológico

probablemente el más frecuentemente realizado, debido a que permite conocer el grado

de dilución de los nutrimentos o componentes de la muestra (Bradley, 2003). A diferencia

de las determinaciones de capacidad de retención de agua y pérdida por goteo, el análisis

de humedad permite conocer el contenido total de agua en la muestra. La determinación

de la humedad, se basa en la pérdida del agua por efecto del calentamiento en estufa con

condiciones de aire forzado.

Para la determinación de materia seca en carne, se utiliza el método oficial de la AOAC

950.46. En caso de muestras altas en grasa debe considerarse el secado previo de la

muestra, utilizando de preferencia una estufa con vacío a 70 °C para prevenir un exceso

de pérdida de peso debido a la evaporación y oxidación de ácidos grasos (Hui et al.,

2001). El método gravimétrico que emplea una estufa, es ampliamente utilizado, sin

embargo, existen otros métodos basados en el calentamiento con microondas o rayos

infrarrojos. También pueden utilizarse métodos no destructivos y rápidos, como los

basados en la espectroscopia de cercano infrarrojo (NIR) y la resonancia magnética

nuclear (RMN).

Equipo

Estufa de aire con convección mecánica, preferentemente que alcance 105 °C.

Balanza analítica (precisión 0.1 mg).

Desecador (deshidratante eficaz).

Materiales

Espátula.

Crisoles identificados a peso constante.

Pinzas para crisoles.

Metodología

a. Pesar cuidadosamente 10 g de cada muestra, previamente homogeneizada, en los

crisoles.


59

b. Colocar en una estufa, a una temperatura de 105 ºC durante15 a 18 h.

c. Sacar las muestras de la estufa (Fotografía 15) y colocarlas en un desecador

durante 30 min por lo menos, o hasta que alcancen la temperatura ambiente.

d. Pesar cada muestra.

e. Registrar su peso en una bitácora y repetir las operaciones de secado hasta que

alcance un peso constante.

f. Se recomienda efectuar al menos tres determinaciones sobre la misma muestra.

Fotografía 15. Vista del interior de una estufa durante la determinación de

humedad

La diferencia entre los resultados de las repeticiones no debe ser superior a 0.1 g de agua

por 100 g de muestra (0.1%).

Cálculos

Los porcentajes de materia seca (%MS) o humedad (%H) se calculan por diferencia de

pesos, de la siguiente manera:

MS = [Peso de la muestra seca (g) / peso de la muestra húmeda (g)] x 100

% H = 100 - % MS


60

3.2 Determinación del contenido de cenizas

La carne es una buena fuente de minerales altamente digestibles y que son relevantes en

una dieta balanceada. Por ejemplo, el hierro es un nutriente esencial para la salud, el zinc

es esencial para el crecimiento y también contiene cantidades significantes de sodio,

potasio y magnesio.

Las cenizas son conformadas por los residuos después de incinerar u oxidar

completamente la materia orgánica de la carne; tanto el agua como los ácidos volátiles se

evaporan, y las sustancias orgánicas se queman en presencia del oxígeno del aire, hasta

convertirse en CO2 y óxidos de nitrógeno.

La mayoría de los minerales se convierten en óxidos, sulfatos, fosfatos, cloruros y

silicatos; sin embargo, elementos como el Fe, Se, Pb y Hg se pueden volatilizar, lo que

debe considerarse si se tiene interés en un análisis secuencial para la determinación de

estos minerales, para lo cual sería más recomendable un procedimiento de cenizas

húmedas. Se considera que para la determinación de la cantidad de cenizas en muestras

de carnes con alto contenido de grasa es necesario secar y extraer la grasa antes de

realizar el análisis de cenizas (Marshall, 2010).

Equipo


Horno mufla (que alcance al menos 800 °C).

Estufa.

Desecador (agente deshidratante en óptimas condiciones).

Materiales

Espátula.

Pinzas para crisoles.

Crisoles (resistentes a la temperatura de uso y a los cambios de temperatura).

Metodología (AOAC 900.02)

a. Pesar 10 g de muestra húmeda o 1.5 g si es muestra seca y desengrasada, en

crisoles previamente tarados.


61

b. Colocar los crisoles en una mufla a 550 ºC durante al menos 12 horas (o hasta

observar que las cenizas están completamente de color blanco) (Fotografía 16).

c. Sacar los crisoles de la mufla e introducirlos en una estufa a 105 ºC por 1 h.

d. Introducir los crisoles con las cenizas en un desecador hasta alcanzar temperatura

ambiente

e. Pesar los crisoles conteniendo las cenizas hasta alcanzar el peso constante.

f. Se aconseja efectuar al menos dos determinaciones de la misma muestra. La

diferencia entre ambos resultados no deberá ser superior a 0.1 g de ceniza por

100 g de muestra.

Cálculos

% cenizas = [Peso de las cenizas (g) / Peso de la muestra fresca o seca (g)] x 100

Fotografía 16. Vista de las muestras al interior de la mufla

3.3 Determinación del contenido de proteína

Las proteínas de la carne, se caracterizan por tener un alta valor biológico, lo que implica

una muy adecuada proporción entre los aminoácidos que la conforman ya que

proporciona todos los aminoácidos esenciales en cantidades equivalentes a los

requerimientos del humano. Es una proteína altamente digestible y fácilmente absorbible.

El contenido de proteína de la carne cruda es aproximadamente de 19-23%, éste varía

inversamente proporcional a la grasa y debido a las pérdidas de humedad y grasa durante

el cocinado; la proteína de la carne cocinada aumenta a 25-30%.


62

La proteína de la carne, representa un nutriente de alta calidad, que se considera esencial

en una dieta sana y equilibrada, principalmente por su aporte de aminoácidos esenciales.

Todos los aminoácidos que constituyen las proteínas contienen nitrógeno en su molécula,

ésta es una característica que permite determinar el contenido de proteína a partir de la

cuantificación de este elemento. Sin embargo, la cantidad de nitrógeno presente en cada

aminoácido, es variable. Por ejemplo, el porcentaje en peso de nitrógeno en una molécula

de tirosina, es de 8.6%; mientras que en la arginina es de 35.9% (Hui et al., 2001). Lo que

implica que cada molécula de proteína, en función de su perfil de aminoácidos, tendrá una

cierta proporción de nitrógeno. En el caso de la carne, se ha considerado que debido a

que el contenido de nitrógeno de las principales proteínas de la carne (miosina y actina)

es de 16 %, el factor convenido para estimar el contenido de proteína en función del

contenido de nitrógeno en la carne, sea de 6.25, el cual resulta de dividir (100/16).

Desde 1880, Johan Kjeldahl propuso el método para la determinación de proteína cruda.

Un método que se sustenta en la cuantificación de nitrógeno en una muestra y en el cual

se acepta que no necesariamente todo el nitrógeno determinado se refiere al nitrógeno α

del grupo amino de los aminoácidos o nitrógeno proteico, ya que la determinación puede

incluir el nitrógeno no proteico de amidas, ácidos nucléicos y aminoácidos libres.

El método Kjeldahl se basa en la destrucción de la materia orgánica con ácido sulfúrico

concentrado, formándose sulfato de amonio, que en exceso de hidróxido de sodio libera

amoníaco, el cual se destila recibiéndolo en ácido bórico, formándose borato de amonio,

que se valora con ácido clorhídrico.

Este método está basado en tres fases: digestión, destilación y titulación:

a. Digestión

Durante la digestión se busca la conversión a amonio (NH4+) de todos los compuestos

nitrogenados presentes en la muestra. Esta conversión se realiza a elevada temperatura

en presencia del reactivo oxidante o digestor (generalmente ácido sulfúrico concentrado),

y un catalizador, en un proceso que dura entre 3 y 5 h. La digestión de una molécula

compleja como son las proteínas de la carne, puede representarse de forma general por

la siguiente reacción:


63

ǀ catalizador

n- C- NH2 + ácido sulfúrico CO2 + (NH4)2 SO4 + SO2

ǀ calor

Los catalizadores más ampliamente utilizados son mezclas de sulfato de potasio con

titanio o sulfato de cobre, el óxido de mercurio ha sido eliminado por su toxicidad.

b. Destilación

Al completarse la digestión, la mezcla se alcaliniza con una solución de NaOH, con el

propósito de liberar el NH3 a partir del NH4 por arrastre de vapor hacia una solución que

contiene ácido bórico, y de esa manera fijarlo para un análisis posterior.

Destilación NH4+

+ OH- NH3(g) + H20

Fijación NH3 + H+ NH4(g) + H20

c. Titulación

El amonio fijado en la solución de ácido bórico se cuantifica por titulación con una

solución estándar de ácido clorhídrico (0.1N), formando un complejo estable, y pudiendo

observarse debido al cambio de color que experimenta la solución de ácido bórico (rojo a

amarillo), producido por el amoníaco, y que alcaliniza la solución progresivamente a

medida que es captado por el ácido bórico. Esto es visible gracias al indicador rojo de

metilo; aunque es posible usar otro indicador según el rango de viraje. El contenido de

nitrógeno se cuantifica por titulación con una solución estándar de ácido clorhídrico, y un

blanco de reactivos se prepara desde el paso de digestión. Antes de realizar los cálculos,

el volumen gastado por el blanco se resta al obtenido a partir de las muestras.

El método Kjeldahl puede realizarse con equipo de laboratorio que permite analizar al

mismo tiempo de 6 hasta 40 muestras en una misma corrida, realizando tanto la

destilación como la titulación en forma automática para cada muestra, mejorando

sustancialmente los tiempos de análisis y las cantidades de reactivo utilizado, y por tanto

los desechos producidos.


64

El método Kjeldahl tiene la ventaja de ser el método en el que se basan la mayoría de las

tablas de composición de alimentos y, de ser el principal método reconocido en las

legislaciones de varios países. Sin embargo, el método de combustión ha incrementado

su aceptación en la última década por ser un método muy rápido y amigable con el medio

ambiente.

El método de combustión determina el nitrógeno liberado durante la combustión de las

muestras a temperaturas de 900 a 950 °C mediante cromatografía de gases con un

detector de conductividad térmica (Nielsen, 2010).

Equipo

Digestor de proteína.

Destilador.


Materiales

Cuchillo.

Tabla para picar.

Tubos de digestión Kjeldahl.

Matraces Kjeldahl.

Embudos de vástago largo.

Papel encerado.

Espátula.

Matraces Erlenmeyer de 250 ml.

Probetas de 100 ml.

Bureta de 25 ml.

Reactivos

Tabletas catalizadoras Kjeldahl. Mezcla catalítica. (400 g de sulfato sódico, 16 g de

sulfato de cobre hidratado y 3 g de dióxido de selenio)

Ácido sulfúrico concentrado.

NaOH.

Ácido bórico al 4%.


65

HCl 0.1N.

Indicador de ácido bórico.

Indicador de rojo de metilo (se disuelven 0.016 g de rojo de metilo y 0.083 g de

verde de bromocresol en 100 ml de alcohol).

Metodología (AOAC 976.05)

a. En un papel encerado, pesar 0.1 g de muestra por duplicado (muestras

resultantes de la determinación de humedad) y registrar el peso de la muestra.

b. Colocar la muestra en el tubo de digestión.

c. Pesar de 1.5 a 2 g de la mezcla de catalizadores y verterlo dentro de un matraz

Kjeldahl de 100 ml; o añadir una tableta catalizadora Kjeltabs.

d. Añadir 5 ml de HSO4 concentrado.

e. Digestión. Colocar los tubos en una unidad de digestión (Fotografía 17) a una

temperatura media (420 oC ) dentro de una campana de extracción y dejar digerir

la muestra hasta la destrucción total de la materia orgánica (color verde-azul

traslúcido del líquido).

f. Finalizada la digestión, dejar enfriar las muestras.

Fotografía 17. Equipo de digestión Kjeldahl tradicional para análisis de proteínas

g. Destilación. Acoplar los tubos en el destilador (Fotografía 18).

h. Añadir 50 ml de NaOH al 40 % en el receptor del destilador; recoger poco a poco

el destilado (100 ml) en matraces Erlenmeyer de 250 ml que contengan 50 ml de

indicador de ácido bórico.

i. Titular el destilado con una solución de HCl 0.1N, hasta la aparición de un color

rosa permanente. En cada turno, incluir un blanco de reactivos.

j. Registrar el volumen gastado y calcular el porcentaje de proteína.


66

Fotografía 18. Equipo de destilación Kjeldahl automatizado para análisis de proteínas

Cálculos

El porcentaje de proteína se calcula de acuerdo con la siguiente fórmula:

% N base seca = VHCl x C(HCl) x 0.014 x 100

Peso muestra

% N base húmeda = % N base seca x %MS/100

% Proteína = %N base húmeda x 6.25; donde:

Donde:

N: Nitrógeno total

VHCl: volumen de HCl consumido por la muestra en la valoración, menos el

volumen del blanco de reactivos

C (HCl): concentración de la solución de HCl utilizada en la valoración

0.014: peso molecular del nitrógeno, divido por 1000 para llevar el volumen

consumido en la valoración (VHCl) de ml a L.

%MS: porcentaje de materia seca (100 - % humedad).

6.25: Factor que se deriva de asumir que las proteínas contienen 16% de

nitrógeno.


67

3.3.1 Estimación rápida del contenido de proteínas en la carne

Para una estimación rápida del contenido de proteína en carne cruda, se ha sugerido que

a partir de los porcentajes de agua y grasa, se puede obtener un valor con un nivel de

precisión aceptable para objetivos de control de calidad. Esta estimación supone que el

porcentaje de cenizas se mantiene constante y está alrededor del 1% (Hui et al., 2001).

Proteína en carne cruda (%)= 99 - (% Grasa cruda) - (% Humedad)

3.4 Determinación del contenido de grasa

Los lípidos son considerados como un grupo de compuestos orgánicos insolubles en agua

y solubles en solventes orgánicos (como por ejemplo éter y cloroformo), con una

estructura química formada por una cadena hidrocarbonada como parte principal de la

molécula, y que se encuentran o se derivan de organismos vivos (Kolakowska y Zdsislaw,

2011).

Mientras que un ser humano puede sobrevivir sin el consumo de carbohidratos, no lo

podría hacer sin el consumo de aminoácidos y de grasas, particularmente de los ácidos

grasos esenciales, que son aquellos que el cuerpo no puede producir. A diferencia de lo

que mucha gente quisiera, el consumo de grasas es importante para mantener una dieta

balanceada, por lo que la mayoría de las recomendaciones nutricionales en el mundo,

recomiendan que la energía total consumida, provenga de un número de calorías

similares a partir de grasa, proteína y carbohidratos.

La forma más eficiente para acumular energía en el organismo, es a partir de grasa,

particularmente en forma de triglicéridos. Los triglicéridos están formados por una

molécula de glicerol y una, dos o tres moléculas de ácidos grasos, los cuales se pueden

identificar como saturados e insaturados dependiendo si existen o no dobles enlaces en

su estructura. Los ácidos grasos con una doble ligadura se denominan monoinsaturados y

los que tienen más de una doble ligadura en su cadena, se identifican como

poliinsaturados. Dependiendo del número del carbono donde se encuentren las dobles

ligaduras (contando a partir del carbono terminal más cercano a la doble ligadura), se


68

denominan omega 3, 6 ó 9. Los lípidos complejos, son aquellos que se asocian con otro

tipo de compuestos, estos incluyen a los fosfolípidos, los glucolípidos y los sulfolípidos.

Los términos lípidos, grasas y aceites en muchas ocasiones son utilizados

indistintamente. El término lípidos está asociado a las características de solubilidad, por lo

que grasa se utiliza para referirse a lípidos que son sólidos a temperatura ambiente,

mientras que aceite se utiliza para describir los lípidos que se encuentran en estado

líquido a temperatura ambiente. Debido a la falta de una definición científica de mayor

exactitud y para propósitos de etiquetado nutricional, la FDA ha definido como grasas a la

suma de ácidos grasos con cadenas de 4 a 24 carbonos (Nielsen, 2010).

Comúnmente, para la extracción de grasa en muestras de carne, los éteres se utilizan

como solventes orgánicos que disuelven compuestos no polares (por ejemplo,

triglicéridos), pero son poco eficientes con los lípidos polares (por ejemplo, fosfolípidos) lo

que explica por un lado el porqué la extracción con los éteres resulta en una menor

cantidad de grasa (presumiblemente, no se extraen todos los fosfolípidos) y también

porque, en muestras con mayor cantidad de grasa neutra tienden a ser más eficientes

(puesto que extraen una mayor proporción de grasa).

Contrario a los éteres, las mezclas de cloroformo-metanol se caracterizan por ser una

combinación de un solvente no polar (cloroformo) y uno polar (metanol), lo que permite la

extracción de grasas tanto no polares como de aquellas polares (principalmente

fosfolípidos asociados a membranas celulares), por lo que su uso, permite colectar

mayores cantidades de lípidos en menor tiempo (Mariezcurrena et al., 2010). Algunos de

los ácidos grasos presentes en los alimentos se muestran en el Cuadro 7.

Cuadro 7. Algunos ácidos grasos de los alimentos

Ácidos Grasos

Ubicación del doble enlace

Nombre Común

Fórmula Química

12:0 - Láurico CH3(CH2)10COO-

14:0 - Mirístico CH3(CH2)12COO-

16:0 - Palmítico CH3(CH2)14COO-

16:1 -6 Palmitoléico CH3(CH2)5CH=CH(CH2)7COO-

18:0 - Esteárico CH3(CH2)16COO-

18:1 -9 Oleico CH3(CH2)7CH=CH(CH2)7COO-

18:2 -6 Linoléico CH3(CH2)4(CH=CHCH2)2(CH2)6COO-


69

18:3 -3 A-

Linolénico CH3(CH2)(CH=CHCH2)3(CH2)6COO-

Los lípidos de la carne se encuentran principalmente en el tejido adiposo y en la grasa

intramuscular. En el tejido adiposo se localizan principalmente triglicéridos, mientras que

en el tejido intramuscular se encuentran triglicéridos y grasas ligadas a la membrana

como fosfolípidos y lipoproteínas (Pegg, 2000). Entre menor es el contenido de grasa

intramuscular, mayor es la proporción de fosfolípidos de membrana y menor el de

triglicéridos.

El contenido de lípidos en la carne fresca en México varía en función de especie, raza,

edad, sistema de alimentación, etc. pero podemos considerar que un valor cercano al

2.5% pudiera aplicar para la mayoría de las carnes magras, aunque los valores pueden

variar entre 1 y 13 % (USDA, 2008). Interesantemente, se ha encontrado que existe una

relación inversamente proporcional entre el contenido de lípidos y el contenido de agua

(Callow, 1984). En carne de cerdo, res y cordero se ha relacionado la concentración de

ácido esteárico (18:0) con el punto de fusión de la grasa y la firmeza /dureza de la carne

(Wood et al., 2004), así mismo en cerdos, la mayor concentración de ácidos omega 6, se

relacionan con la presencia de grasa líquida y por ende de menor calidad.

Desde el punto de vista de la nutrición humana, no sólo es deseable que las grasas

insaturadas predominen en gran cantidad sobre las saturadas, sino también que la

proporción entre ácidos grasos omega 6 y omega 3 sea la adecuada (idealmente, no

mayor de 2 a 1). Por ello, es preferible una carne con una mayor proporción de ácidos

grasos poliinsaturados y un mayor balance entre los ácidos n-6 y n-3.

Al decidir que método utilizar, el investigador deberá considerar si solo le interesa conocer

la cantidad total de grasa, o si la grasa recuperada será utilizada posteriormente para

otros análisis. En el caso de que la grasa se vaya a analizar posteriormente para

determinar el perfil de ácidos grasos, se deberá seguir una metodología de extracción en

frío, debido a que las temperaturas elevadas promueven la oxidación de las grasas.

A continuación se describe la metodología para la extracción con el uso de calor y

solventes, que se deriva de la técnica de extracción tipo Soxhlet (AOAC 991.36).


70

Equipo

Equipo manual o semiautomático para extracción (tipo Soxhlet).

Estufa de aire.

Balanza analítica.

Mortero o molino (de preferencia con recirculación de agua para evitar el

calentamiento de la muestra).

Baño maría.

Desecador.

Campana de extracción.

Materiales

Espátula.

Vasos recomendados por el fabricante para el sistema de extracción.

Dedales de extracción de celulosa.

Mortero.

Papel filtro.

Reactivos

Éter etílico o éter de petróleo. Note que las variantes con cloroformo metanol,

pueden ser más eficaces, ya que extraen hasta 30% más grasa en un menor

tiempo.

Preparación de las muestras

a. Homogenizar las muestras de carne en un mortero o molino.

b. Secarlas a 103-105 °C en estufa de aire forzado y determina el porcentaje de

materia seca (si se quiere reportar los resultados en base seca).

Metodología

a. Moler y pesar porciones de 2 a 5 g de la muestra seca por duplicado.

b. Colocarlas en el dedal de extracción previamente pesado (M).

c. Pesar los vasos para extracción del sistema de extracción utilizado, previamente

secados y tarado a 102-105 °C por 30 min (M1).

d. Adicionar un volumen apropiado de éter etílico o de petróleo, o la mezcla

cloroformo-metanol 2:1 en el vaso, y colocarla en el sistema de extracción.


71

e. Dependiendo de la eficiencia del equipo y de si se trabajo o no con presión

modificada, el proceso de extracción puede variar desde 40 min, hasta 6 horas en

el equipo de extracción (Fotografías 19 y 20), a una velocidad de condensación de

3 a 6 gotas/seg.

f. Una vez terminada la extracción, eliminar el solvente por evaporación en rota-

evaporador o baño maría bajo campana, hasta que no se detecte olor a éter en los

vasos que contienen la grasa extraída.

g. Secar el vaso de extracción con la grasa en estufa a 103+ 2 °C por 20 a 30 min.

h. Enfriar en desecador y pesar hasta peso constante (M2).

Cálculos

El porcentaje de grasa cruda se calcula de la siguiente manera:

% grasa cruda = [(M2 – M1)/M] x 100

Donde:

M = peso de la muestra

M1= peso del vaso

M2= peso del vaso con la grasa extraída

La concentración de grasa también puede expresarse como porcentaje de grasa en base

húmeda, para lo cual se realiza el cálculo de acuerdo a lo siguiente:

% grasa cruda en base húmeda = [(100 - % humedad) X %grasa cruda] /100

% grasa cruda en base seca = % grasa cruda x [100/(100-% humedad)]

Los valores obtenidos se promedian para obtener la concentración de la muestra, donde

la diferencia de los tres resultados no debe ser superior al 2% respecto al promedio

obtenido como resultado.


72

Fotografía 19. Equipo para extracción de grasa (Soxtec Foss Tecator 2055)

Fotografía 20. Equipo para extracción de grasa (Soxhlet)

4. ANÁLISIS DE LÍPIDOS

4.1 Determinación del contenido de lípidos totales (Folch et al., 1957)

Este método permite determinar los lípidos totales únicamente en frío mediante una

extracción sólido-líquido con el uso de solventes, lo cual posibilita la utilización del residuo

para determinaciones posteriores de la composición de ácidos grasos por cromatografía

de gases.


73

Equipo

Balanza analítica.

Homogeneizador tipo Virtis.

Bomba de vacío.

Agitador para tubos.

Centrífuga.

Estufa de aire.

Campana de extracción.

Desecador.

Materiales

Tubos de ensayo de 50 ml con tapa de rosca.

Pipeta graduada de 10 ml.

Matraz kitazato.

Matraz volumétrico de 25 ml.

Pipetas Pasteur.

Vasos de precipitado de 25 ml.

Reactivos

Cloroformo.

Metanol.

Agua destilada.

Sulfato de sodio anhidro.

Nitrógeno (gas).

Metodología

a. Colocar de 2 a 2.5 g de muestra homogénea en un tubo de ensayo limpio y seco

de 50 ml, y agregar 10 ml de una mezcla de cloroformo-metanol (2:1 v/v).

b. Con la ayuda de un homogeneizador tipo Vortex o similar, agitar la mezcla a alta

velocidad durante 3 a 5 min.

c. Dejar en reposo por 2 min y filtrar al vacío, conservando el extracto en un tubo de

ensayo con tapa de rosca (E1).


74

d. Pasar el residuo sólido a otro tubo de ensayo y repetir el procedimiento descrito

anteriormente, utilizando otra porción de 5 ml de la mezcla cloroformo-metanol (2:1

v/v).

e. Enjuagar el residuo remanente en el filtro con 5 ml de la mezcla cloroformo-

metanol (2:1 v/v; E2).

f. Combinar los extractos E1 y E2 en un solo tubo de ensayo de rosca limpio y seco,

y enjuagar el recipiente con otra porción de 5 ml de la mezcla extractora.

g. Enjuagar el extracto lipídico con 4 ml de agua destilada con la ayuda de un

agitador de tubo por 30 seg.

h. Centrifugar esta mezcla por 5 a 10 min a 4,000 rpm, con el fin de separar la fase

acuosa de la fase orgánica.

i. Cuidadosamente extraer la capa acuosa con la ayuda de una pipeta Pasteur.

j. Verter la capa orgánica en un matraz volumétrico de 25 ml, y aforar con

cloroformo.

k. Trasvasar el extracto lipídico a un tubo de ensayo conteniendo 2 g de sulfato de

sodio anhidro, al cual se le pasa una corriente de nitrógeno.

l. Finalmente, tapar y sellar con papel Parafilm® y conservar bajo congelación a

-20°C, hasta el análisis. El nivel del líquido (extracto lipídico) se marca con un

marcador de tinta indeleble para observar los cambios de volumen debido a la

evaporación.

m. Para la determinación de lípidos totales, los extractos conservados a -20 °C,

deben alcanzar la temperatura ambiente.

n. Posteriormente, trasvasar un volumen de 5.0 ml de extracto lipídico en vasos de

precipitado de 25 ml, limpios y secos, previamente pesados hasta peso constante.

o. Colocar los vasos de precipitado conteniendo los extractos, cubiertos con una

gasa, en una campana de extracción a temperatura ambiente para permitir la

evaporación total del solvente (24 a 48 horas).

p. Llevar la estufa a 100 ºC durante 1 a 2 h aproximadamente.

q. Colocar en un desecador por 30 min y pesar hasta obtener un peso constante.

Cálculos

La determinación gravimétrica del contenido de lípidos en 100 g de muestra fresca es

posible mediante el uso de la siguiente fórmula:


75

%LT = [(Peso del residuo x 25 ml/5 ml)/Peso de muestra] x 100

4.2 Determinación del perfil de ácidos grasos

Extracción de lípidos

Los lípidos totales (g/100 g músculo fresco) a partir de muestras de músculo longissimus

dorsi se extraen según el método utilizado por Folch et al. (1957), previamente descrito.

Saponificación y esterificación

La saponificación es una reacción entre un éster y una base, donde la reacción ocurre de

la siguiente manera:

RCOOR' + KOH RCOOK + R'OH

Después al agregar el trifluoruro de boro en metanol ocurre la esterificación:

RCOOK + CH3OH RCOOCH3

Estos metil-ésteres son después cuantificados por medio de cromatografía de gases

(CG).

Equipo

Balanza analítica.

Evaporador analítico (i.e. rotoevaporador, ó N-Evap Organomation, Inc.) o bien

baño maría.

Agitador de tubos.

Micropipeta de 1-20 µL.

Cromatógrafo de gases.

Materiales

Pipetas graduadas de 5 y 10 ml.


76

Termómetro.

Tubos de ensaye de 20 ml con tapa de rosca.

Reactivos

Nitrógeno (gas).

Hidróxido potásico.

Metanol.

Trifloururo de boro.

Hexano.

Sulfato sódico anhidro.

Heptadecanoato de metilo.

Iso-octano.

Metodología

a. Liberar duplicados de una alícuota del extracto lipídico equivalente a 20 mg de

lípidos totales, en una corriente de nitrógeno a una temperatura constante de

40 ºC, utilizando un evaporador de análisis o en un baño maría.

b. Saponificar el residuo graso con 2 ml de hidróxido potásico 0.5 N en metanol

durante 15 min a 70 ºC.

c. Adicionar 2 ml de trifluoruro de boro en metanol al 14% (v/v) durante 30 min a 70

°C para metilar el residuo.

d. Dejar enfriar las muestras,

e. Añadir 4 ml de agua destilada y 8 ml de hexano, y agitar en un agitador de tubos.

f. Extraer la capa superior que contiene los ésteres metílicos.

g. Añadir 1 g de sulfato de sódico anhidro y mezclar, para posteriormente transferir el

hexano a otro tubo de ensayo, que contenga 2 mg de C17:0 (heptadecanoato de

metilo), utilizado como estándar interno (Kramer et al., 2001; Shantha et al., 1993).

h. Almacenar en tubos de ensaye opacos a la luz y conservarlos en atmósfera inerte

de nitrógeno a -20 °C, hasta realizar el análisis cromatográfico.


77

Análisis cromatográfico

i. Evaporar bajo una corriente de nitrógeno el extracto que contiene los ésteres

metílicos de los ácidos grasos (EMAG) de las muestras, y re-suspender en 0.5 a

0.6 ml de iso-octano o de hexano.

j. Inyectar un volumen de 1.0 l de la muestra en un cromatógrafo de gases

(Fotografía 21), acoplado con un detector de ionización de flama (FID). La

separación cromatográfica de los ácidos grasos se efectúa en una columna capilar

Supelco (SP 2560) de 100 m x 0.25 mm ID x 0.20 m de espesor de película de

Bis-cianopropil-polisiloxano. Las condiciones operacionales son: temperatura del

puerto de inyección y detector de 250 C, y en la columna establecer el siguiente

programa de temperaturas: una inicial (T1) de 140 C sostenida por 2 min, con una

rampa inicial (R1) de 2.7 C/min; una temperatura media (T2) de 220 C con una

rampa media (R2) de 1 C/min, hasta alcanzar una temperatura final (T3) de

240 C, manteniendo esta temperatura por 9.40 min. El tiempo total de corrida es

de aproximadamente 1 h, con una presión del gas de arrastre (Helio) de 30 psi.

k. Calibrar el sistema de cromatografía a gas con una mezcla comercial de 33

ésteres metílicos de ácidos grasos purificados No. GLC 534 (Nu-Chek-Prep,

Elysian, MN).

l. Identificar los ácidos grasos de la muestra mediante la comparación de los

tiempos relativos de elución de los picos de EMAG de la muestra con aquéllos de

los patrones de referencia. Los cromatogramas de los ésteres metílicos sirven

para obtener factores de respuesta con base a cada patrón externo. Estos factores

de respuesta se incorporan a la ecuación diseñada para cuantificar los EMAG de

la muestra.

Fotografía 21. Cromatógrafos de gases utilizados en la cuantificación de ácidos grasos


78

Cálculos

El cálculo inicial permite expresar los ácidos grasos individuales en mg/ml (Sampugna et

al., 1982) de la siguiente manera:

FR = As/Cs

El cálculo de la concentración del ácido graso se realiza:

Cx = (Ax/ASI) x (CSI/FR)

Donde:

CX= concentración del ácido graso en la muestra

AX= área de la muestra

ASI= área del estándar interno

CSI= concentración del estándar interno

FR= factor de respuesta

La cuantificación de la concentración de cada AG identificado en las muestras, también puede

ser calculada en términos de mg/100 g de tejido fresco y mg/100 g de lípidos totales.

4.3 Determinación del contenido de colesterol

El colesterol es un esterol presente sólo en los productos de origen animal, el cual es

sintetizado en el cuerpo, o adquirido a través de los alimentos. El colesterol es un

componente estructural de las membranas celulares, precursor de esteroides y de

vitamina D, y su abasto es necesario para la producción de hormonas en las glándulas

adrenales y sexuales. También es utilizado por el hígado en la formación de ácidos

biliares, los cuales facilitan la digestión y la absorción de las grasas (Lee y Nieman, 1996).

Equipo

Agitador para tubos.

Espectrofotómetro.


79

Material

Pipetas graduadas de 5 y 10 ml.

Baño maría.

Tubos de ensayo.

Termómetro.

Pipetas Pasteur.

Celdas para leer en el espectrofotómetro.

Reactivos

Nitrógeno (gas).

Cloroformo.

KOH.

Metanol.

Pirogalol.

Agua destilada.

Hexano.

Ácido acético.

Sulfato de Hierro II.

Ácido sulfúrico.

Metodología

a. Determinar el contenido de colesterol por duplicado para cada muestra.

b. Colocar alícuotas de 3 ml del extracto lipídico de cada muestra en un tubo de

ensayo y evaporar bajo corriente de nitrógeno en un baño de agua a 55 a 60 ºC

(para el Blanco, utilizar 3 ml de cloroformo). Es muy importante remover

completamente el solvente, ya que un pequeño residuo de cloroformo dará error

en las lecturas de colesterol.

c. Culminada la evaporación, agregar 8 ml de KOH al 15 % en metanol y 2 ml de

pirogalol al 15 %, y mezclar en un agitador de tubos de ensayo por 30 seg.

d. Seguidamente, llevar los tubos a un baño de agua con agitación a 80 ºC durante

20 min para que se realice el proceso de saponificación.

e. Dejar enfriar los tubos a temperatura ambiente y añadir 5 ml de agua destilada.

f. Dejar enfriar la mezcla.


80

g. Agregar 10 ml de hexano, y agitar el tubo de ensayo por 30 seg.

h. Dejar reposar la mezcla hasta obtener la separación de las capas.

i. Succionar la capa superior con la ayuda de una pipeta Pasteur y colocarla en un

tubo de ensayo pequeño.

j. Repetir la operación con una segunda porción de 10 ml de hexano. Combinar los

extractos de hexano en el mismo tubo, y conservarlo bien tapado.

Para el ensayo de colesterol

k. Tomar una alícuota de 4 ml del extracto y evaporar el hexano bajo corriente de

nitrógeno en baño de agua a 80 ºC (Rhee et al., 1982).

l. Una vez evaporado, agregar 3 ml de ácido acético (CH3COOH) saturado con

Sulfato de Hierro II (FeSO4) y seguidamente 1 ml de ácido sulfúrico concentrado

(H2SO4).

m. Agitar el tubo por 30 seg, y dejar en reposo por lo menos 10 min, hasta que se

desarrolle un color rosado-salmón en la mezcla.

n. Transferir el contenido de la mezcla a una cubeta y medir la absorbancia a 490 nm

en un espectrofotómetro contra el blanco. La curva estándar de colesterol se

construye utilizando soluciones de concentraciones conocidas de colesterol

purificado, preparadas con el reactivo sulfato de hierro II (FeSO4).

Reactivo Acido Acético (CH3COOH) – Sulfato de hierro (FeSO4)

Para la elaboración de este reactivo:

o. Pesar 2.5 g de sulfato de hierro (FeSO4) y colocarlos en 1,000 ml de ácido acético

(CH3COOH) glacial.

p. Disolver y mezclar usando un agitador magnético.

q. Filtrar la solución por partes usando papel de filtro Whatman No. 2, dentro de una

botella. El reactivo es estable hasta por un mes a temperatura ambiente.


81

Ensayo colorimétrico de colesterol (Preparación de la curva de calibración de colesterol)

Equipo

Balanza analítica.

Vortex.

Materiales

Pipetas de 1, 5, y 10 ml.

Matraces aforados de 25 y 100 ml.

Tubos de ensayo.

Reactivos

Estándar de colesterol.

Etanol.

Nitrógeno (gas).

Ácido acético saturado.

Sulfato de hierro.

Ácido sulfúrico concentrado.

Preparación de soluciones:

Solución Stock:

a. Pesar 0.10 g del estándar de colesterol.

b. Agregarlo en un matraz aforado de 25 ml y enrasamos con etanol absoluto hasta

alcanzar este volumen (4 mg/ml).

Solución de Trabajo (0.4 mg/ml).

a. Tomar 10 ml de la solución Stock y agregarla a un matraz aforado de 100 ml.

b. Enrasar a 100 ml con etanol absoluto.


82

Preparación de Estándares:

Preparación de un estándar de 100 mg, 200 mg, 300 mg y 400 mg.

a. Tomar 5 tubos de ensaye a los cuales se les va a agregar 0.25, 0.50, 0.75 y 1 ml

de la solución de trabajo, ya preparada anteriormente. El último tubo será

identificado como el Blanco (se utilizan 4 ml del extracto con hexano y se evapora

a sequedad; se le agrega 1 ml de metanol).

b. Evaporar todos los tubos a sequedad bajo una corriente de nitrógeno.

c. Agregar 3 ml de ácido acético (CH3COOH) saturado con sulfato de hierro.

d. Agregar 1 ml de ácido sulfúrico (H2SO4) concentrado.

e. Mezclar en un Vortex por 30 s y dejar enfriar.

f. Esperar 10 a 20 min y medir a 490 nm, calibrando con el blanco a 0 absorbancia.

Cálculos

Para el cálculo del contenido de colesterol en las muestras se procede de la siguiente

manera:

mg Colesterol en la cubeta (C)= [(Abs. muestra) ⁄ (Abs. estándar)] ×mg del estándar

mg/100g de muestra = [(C x 5 x 25 / 3) / Peso de la Muestra] x 100

Fotografía 22. Celda con la muestra en el carrusel del espectrofotómetro


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CENID- Fisiología Animal – INIFAP

Km 1 Carretera Ajuchitlán – Colón

C.P.76280 Ajuchitlán, Qro.

Tel. (419)292 00 36

Revisión técnica

Ms. C. Oscar Rodríguez Rivera

Dr. Ricardo Basurto Gutiérrez

Dr. Feliciano Milián Suazo

Código Interno

MX-0-310699-52-12-00-09-11

Los autores agradecen al Fondo Sectorial de Investigación en Materia Agrícola, Pecuaria,

Acuacultura, Agrobiotecnología y Recursos Fitogenéticos SAGARPA-CONACYT-COFUPRO

por el apoyo económico para la ejecución del Macro-proyecto “Indicadores de calidad en

la cadena de producción de carne fresca en México”, registro No. 109107 y para la

publicación de este Folleto Técnico.

La presente publicación contó con 500 ejemplares y se terminó de imprimir en Octubre de

2011 en la imprenta

“Dzibal impresos”

Belisario Domínguez No. 77 Las Misiones C.P. 76030 Querétaro, Qro.

Documents

Manual de Análisis de Calidad en Muestras de Carne