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UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES
ESCUELA DE BIOLOGIA
PRACTICA EMPRESARIAL PARA LA OBTENCION DEL TITULO DE
BIOLOGO
PRODUCCION INTENSIVA DE Diatraea saccharalis EN DIETA ARTIFICIAL,
PARA DIFUSION DE SUS PARASITOS Cotesia flavipes y Billaea
claripalpis.
POR
VICTOR MANUEL LUDEÑA POLONIO
GUAYAQUIL, ABRIL DEL 2014
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UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES
ESCUELA DE BIOLOGIA
PRACTICA EMPRESARIAL, PARA LA OBTENCION DEL TITULO DE
BIOLOGO
PRODUCCION INTENSIVA DE Diatraea saccharalis EN DIETA ARTIFICIAL,
PARA DIFUSION DE SUS PARASITOS Cotesia flavipes y Billaea
claripalpis.
POR: VICTOR MANUEL LUDEÑA POLONIO
CONSEJERO ACADÉMICO: DR. FRANCISCO RATTI CHINGA
GUAYAQUIL
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UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES
ESCUELA DE BIOLOGIA
HOJA DE APROBACIÓN
Dra. Mirella Cadena Infante Calificación PRESIDENTE DEL TRIBUNAL
Blgo. Félix Man-Ging Calificación
MIEMBRO DEL TRIBUNAL
Dra. Matilde Cornejo A. Calificación MIEMBRO DEL TRIBUNAL
GUAYAQUIL - ECUADOR 2014
4
INVITADOS
Dr. Francisco Ratti Chinga CONSEJERO ACADEMICO
Abg. Jorge Solórzano C. SECRETARIO FACULTAD CIENCIAS NATURALES
GUAYAQUIL – ECUADOR
2014
5
D E D I C A T O R I A
Práctica empresarial que dedico primero a Dios, a mis padres Ángel
y Germania, por brindarme su incondicional apoyo en todos los
momentos de mi vida.
A mi esposa Janeth, por estar siempre a mi lado y brindarme todo
su amor y comprensión incondicionalmente.
Mis hijas Paulita y Ketzia, por ser el impulso que necesito para
seguir adelante y cumplir todas mis metas.
A mis hermanos Ángel y Jaime, porque siempre están presentes en
los momentos difíciles con sus consejos y por brindarme la ayuda
necesaria.
6
A G R A D E C I M I E N T O
Es grato para mí agradecer al Dios altísimo, mi lugar de trabajo
Ingenio Azucarero Valdez, mis centros de instrucción la Facultad
de Ciencias Naturales y a la Universidad de Guayaquil.
A todas las personas que han hecho posible la realización de esta
práctica empresarial.
Dr. Jaime Buestan, Ing. Fernando Gutiérrez, Ing. Oscar Vasconez
Valarezo, Ing. Walter Jara, Ing. Washington Goyes, Ing. Carlos
Cabezas, por ofrecerme su apoyo y meritoria cooperación.
Los trabajadores del Departamento de Experimentaciones Agrícolas
(D.E.A), obreros de cultivo del Ingenio Azucarero Valdez, por su
empeño en las labores diarias.
A todos mis compañeros, con afecto franco.
7
CONTENIDO
D E D I C A T O R I A ....................................................................................................................... 5
A G R A D E C I M I E N T O ............................................................................................................. 6
CONTENIDO ................................................................................................................................... 7
RESUMEN ...................................................................................................................................... 9
INTRODUCCION ........................................................................................................................... 11
1. UBICACIÓN DEL AREA DE ESTUDIO ..................................................................................... 14
2. IDENTIFICACION DEL PROBLEMA ........................................................................................ 15
2 OBJETIVO ............................................................................................................................. 16
2.1 Objetivo General ......................................................................................................... 16
2.2 Objetivos Específicos ................................................................................................... 16
2.3 Clasificación Taxonómica (Diatraea sacchararalis) ................................................... 17
3 CONTROL BIOLOGICO .......................................................................................................... 17
3.1 Descripción y biología: Billaea (Paratheresia) claripalpis ........................................ 17
3.2 Inoculación con Billaea (Paratheresia) claripalpis, en larva de Diatraea saccharalis.
18
3.3 Descripción y biología: Cotesia flavipes ...................................................................... 20
3.4 Parasitación con: Cotesia flavipes en larva de Diatraea saccharalis ......................... 21
4 CARACTERISTICAS BIOLOGICAS ........................................................................................... 22
4.1 Ciclo de vida ................................................................................................................ 22
4.2 Huevos ......................................................................................................................... 22
4.3 Larvas .......................................................................................................................... 23
4.4 Pupa ............................................................................................................................. 23
4.5 Adulto .......................................................................................................................... 23
5 METODOLOGIA .................................................................................................................... 25
5.1 Formación del pie de cria ............................................................................................ 26
5.2 Recolecta de larvas en los canteros del Ingenio. ........................................................ 26
5.3 Obtener crisálidas para el pie de cría .......................................................................... 27
5.4 Clasificación de crisálidas antes de llevar a la jaula .................................................... 28
5.5 Ubicación de las crisálidas en la jaula y postura de huevos ........................................ 28
5.6 Papel periódico con posturas ...................................................................................... 29
5.7 Organización del laboratorio ....................................................................................... 30
8
5.8 Distribución del Laboratorio de Entomología del Ingenio Valdez S.A para la
producción de Diatraea saccharalis. ...................................................................................... 30
5.9 Equipos y utensilios ..................................................................................................... 31
6 PREPARACION DE LA DIETA ................................................................................................. 32
6.1 Manejo de los ingredientes ......................................................................................... 32
6.2 Preparación de la dieta ............................................................................................... 32
6.3 Manejo de la cría ......................................................................................................... 33
6.4 Infestación con masas de huevos de D. saccharalis en los frascos con su respectiva
dieta 33
6.5 Traslado de los frascos al cuarto de desarrollo ........................................................... 34
7 RESULTADOS ....................................................................................................................... 34
8 CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES .............................................................................. 38
TABLAS Y GRÁFICOS .................................................................................................................... 39
Bibliografía ................................................................................................................................. 49
ANEXOS ....................................................................................................................................... 50
9
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES
ESCUELA DE BIOLOGIA
RESUMEN
La caña de azúcar es una planta que es embestida por numerosas plagas
desde el momento de la siembra de la semilla e incluso en el período de la
cosecha. Entre las plagas más significativas se hayan los barrenadores del
tallo, primordialmente del genero Diatraea. La especie de considerable
importancia es Diatraea saccharalis. El perjuicio que causa esta plaga a las
plantaciones de la caña de azúcar, es de gran importancia y en algunas
ocasiones logra pasar inadvertido y divisarlo incluso al instante de la molienda
de la caña, ventajosamente hay variadas especies de parasitoides que ejercen
un control natural sobre esta plaga, controlando de esta forma la propagación
de este insecto, por esta razón controlarlos de una forma natural es el método
más factible como plataforma de una táctica de control de esta plaga en un
periodo de tiempo breve. Las etapas de desarrollo de los barrenadores se
constituye de cuatro fases: huevo, larva, pupa y adulto. El período de vida se
altera según la especie, el hospedero y las situaciones climáticas. Los
10
parasitoides ejercen un control natural sobre esta plaga que regulariza el
aumento poblacional de estos organismos. Las especies de parasitoides
corresponden a Dípteros e Himenoptera, siendo la familia Tachinidae la de
mayor importancia. Las experimentadas son dos especies Billaea (Paratheresia)
claripalpis (mosca) y Cotesia flavipes (avispa). El efecto expuesto por la
investigación a nivel de laboratorio dio el siguiente resultado en lo que
corresponde al parasitismo e inoculación en el insecto plaga Diatraea
saccharalis.
Insecto plaga Diatraea saccharalis:
Porcentaje de parasitismo e inoculación, con insectos benéficos.
a) Billaea (Paratheresia) claripalpis 73%
b) Cotesia flavipes 75%
11
INTRODUCCION
La industria dedicada a la producción de Azúcar en los últimos años ha
incrementado su productividad la cual cubre las necesidades de la demanda
interna en nuestro país, el azúcar forma parte como fuente de carbohidratos en
nuestra dieta alimenticia, además que es utilizado como insumo para la
elaboración de otros productos, como bebidas, base de otros productos
alimenticios, el etanol que se obtiene de la caña de azúcar es utilizado en la
elaboración de alcoholes, cosméticos, combustible etc.
Los daños que ocasiona la Diatraea en caña adulta son pérdidas de peso,
brotación lateral, enraizamiento aéreo, cañas quebradas y entrenudos
atrofiados. Por los orificios dejados por las larvas penetran hongos (Fusarium
moniliforme y Colletotrichum falcatum) que ocasionan la pudrición roja, afectando
la calidad de los jugos, lo que determina la disminución del rendimiento
industrial por la inversión de sacarosa, disminución de la pureza del jugo y
problemas de contaminaciones en el proceso de fermentación alcohólica.
(Mendoza J. , 2003)
En nuestro país el cultivo de la caña de azúcar se encuentra en su gran
mayoría en la región de la costa, en los actuales momentos existen ocho
empresas azucareras que para el año 2013, llegan a una producción
aproximada de 12´160.000 sacos de azúcar de los cuales el 25% corresponde
al ingenio Ecudos, el 31% es para el ingenio San Carlos, 29% Ingenio Valdez,
12
3% Ingenio Monterrey, 4% Ingenio Lancem y el 2% para el Ingenio Isabel
Maria, y para los nuevos participantes Miguel Ángel el 4% y San Juan el 1%.
(BCE, 2011)
Los cultivos de caña de azúcar son atacados por muchas plagas, las
encontramos distribuidas en la mayor parte del cultivo, por lo que
continuamente producen perjuicios, entre los más dañinos se indican a los
barrenadores del tallo de la caña de azúcar Diatraea spp. Estas plagas agreden
de tal forma que si no se les da un control apropiado pueden bajar las
toneladas cosechadas por hectárea. (Esquivel, 1981)
Los estudios realizados en cultivos de caña de azúcar atacados por esta plaga
han dado como resultado que por cada 1% de intensidad de infestación (ii), las
pérdidas se acrecentaron en 0.31 kilos de azúcar por tonelada. Esto sucede
debido a que los barrenadores en etapa de larva penetran por las partes más
suaves del tallo haciendo galerías en su interior y se queda allí la mayor parte
de su ciclo de vida, resguardados de los efectos externos desfavorables. Las
especies de Diatraea son la plaga que causa más daño al tallo de la caña de
azúcar. El 1% de índice de infestación (ii) ocasiona mermas de sacarosa de
0.04 al 0.23%, más las pérdidas que ocurren por los orificios dejados por las
larvas esto causa el ataque de microorganismos, afectando la calidad del jugo,
lo que determina una disminución del rendimiento industrial, por perforaciones
que deja la Diatraea. (Mendoca, 1977)
13
Para impedir esta agresión, es necesario realizar un método de control
biológico, que es el trabajo más factible para una táctica de manejo de
barrenadores, en periodos breves. Esta acción reduce el uso de pesticidas y
plaguicidas que causan un gran daño al medio donde se aplica. Dichos
plaguicidas son los más dañinos, a causa de su efecto eliminan los insectos
benéficos que ejercen un control natural de las plagas en la caña de azúcar.
(Gomez & Lastra, 1995)
Para lograr un manejo razonable del cultivo se emplean diferentes opciones
para el control biológico. (Linares & Ferrer, 1990)
Por esta razón se efectuó la evaluación de dos parasitoides B. claripalpis y C.
flavipes para establecer la capacidad de parasitismo en especies de
barrenadores que afectan la obtención de la caña de azúcar.
14
1. UBICACIÓN DEL AREA DE ESTUDIO
El Ingenio Valdez fue fundado en 1884 por Rafael Valdez Cervantes, en 1922
se constituye en la ciudad de Guayaquil, Compañía Azucarera Valdez S.A.,
siendo sus dueños los sucesores de Rafael Valdez Cervantes, en 1992 es
adquirida por Corporación Noboa y es a partir de 1996 que el Consorcio Nobis
dirige sus destinos hasta la actualidad. Las instalaciones de Compañía
Azucarera Valdez S.A. están ubicadas al occidente del Ecuador Continental,
longitud 79° 36' W, latitud 02° 09' S y en la región sur-oriental de la Provincia
del Guayas, cantón Milagro, a 40 Km. de la ciudad de Guayaquil. Sus suelos
son franco-arcillo-limosos, con una topografía plana, una altitud promedio de 14
metros sobre el nivel del mar, una precipitación promedio de 1.300 mm/año y
una heliofanía promedio/año de 1.040 horas/luz. (Valdez, 2007)
15
2. IDENTIFICACION DEL PROBLEMA
El cultivo de la caña de azúcar es un hábitat que brinda un ambiente propicio
para el desarrollo de distintos insectos, los cuales pueden lograr convertirse en
plagas muy dañinas. El resultado destructivo de estos organismos consiguen
producir pérdidas significativas en la producción y el rendimiento azucarero y,
en ciertos casos, transmitir enfermedades muy importantes que afectan el
cultivo. Ventajosamente, este sistema biótico de igual forma suministra
entornos propicios para el establecimiento de distintos organismos benéficos
que actúan como reguladores naturales de las poblaciones de insectos plagas.
(Mendoza, Gualle, & Gómez, 2012)
Entre las plagas de mayor incidencia económica aparece el grupo de los
barrenadores del tallo, que están incluidos en el género Diatraea (Lepidoptera:
Pyrilidae). Este se designa como una plaga, según algunos autores, sin
embargo, si no se aplican medidas de control, en cualquier momento podría
convertirse en plaga primaria. (Gallo, 1980)
16
2 OBJETIVO
2.1 Objetivo General
Mediante la dieta artificial obtener un desarrollo vigoroso de la Diatraea para
que pueda ser parasitado.
2.2 Objetivos Específicos
Dieta adecuada para su desarrollo.
Evaluación de la efectividad de la dieta.
Evaluación del control y seguimiento.
Análisis e interpretación de los resultados.
.
17
2.3 Clasificación Taxonómica (Diatraea sacchararalis)
Descripción de la larva del barrenador del tallo de la caña de azúcar
Diatraea saccharalis.
Clasificación Taxonómica
Clase: Insecta
Orden: Lepidóptera
Familia: Pyralidae
Género: Diatraea
Especie: saccharalis
Nombre Científico: Diatraea saccharalis
Nombre Vulgar: Barrenador del tallo
3 CONTROL BIOLOGICO
3.1 Descripción y biología: Billaea (Paratheresia) claripalpis
Este insecto fue clasificado por Van Der Wulp en 1896, con el nombre de
Sarcophaga claripalpis, a base de varios ejemplares colectados por Smith, en
Chilpancingo, durante la expedición de Godman y Salvin en 1879 – 1888.
Luego Townsend, en 1939, describió el género Paratheresia de un ejemplar
colectado cerca del rio Ushpayuco, Perú, y lo designó P. signífera. En 1930,
18
Aldrich hizo una revisión en la que incluía individuos de Tucumán, Argentina y
finalmente lo nombro Paratheresia claripalpis. (Morales, 2008)
De acuerdo con la bibliografía existente, su distribución comprende desde
Florida, USA, hasta Argentina incluidos los países del Caribe. Los entomólogos
en Ecuador lo citan en todas las zonas cañeras del país y también de
localidades maiceras, ya que parasita a la mayoría de las especies de Diatraea
spp. (Morales, 2008)
Es una mosca de color negro, de reproducción vivípara, distribuida desde el
nivel del mar hasta más de 2000m de altitud. Es un parasitoide que penetra a la
mayoría de las especies de Diatraea spp. Se alimentan de gramíneas silvestres
y cultivadas; sin embargo, su distribución varía bastante según las localidades
y sus hospederos así como las estaciones del año. El ciclo biológico bajo
condiciones de laboratorio a temperatura media es de 26-28°, se cumple entre
30 y 42 días. La primera fase de huevo a larva se lleva a cabo de 9 a 10 días,
la segunda fase de pupa a crisálida de 7 a 10 días y la última fase de crisálida
a adulto de 18-42 días, el total del ciclo comprende de 30 a 42 días. (Morales,
2008)
3.2 Inoculación con Billaea (Paratheresia) claripalpis, en larva de
Diatraea saccharalis.
Una vez que las larvas de D. saccharalis han completado el tiempo estimado
con la dieta artificial en el cuarto de desarrollo que comprende de 18-20 días,
19
las retiramos del frasco y seleccionamos las de mejor desarrollo, buen vigor,
tamaño y peso y procedemos a inocular.
INOCULACION.- Para esto hacemos un corte en el abdomen de la B.
claripalpis, solo a las que hayan alcanzado la madurez y el tamaño adecuado,
y retiramos el saco embrionario y lo colocamos en una caja petri con dextrosa
al 5% esto se hace para que se separen los “maggot”, con la punta de un pincel
previamente esterilizado seleccionamos el maggot y se inocula en el tercer o
cuarto segmento a la larva de D. saccharalis, este procedimiento lo repetimos
hasta que todas las larvas seleccionadas queden inoculadas.
Cada larva inoculada la colocamos en su respectiva caja ya lista con el
alimento (rodajas de choclo tierno) y se tapa, cada tres días cambiamos el
alimento y revisamos las cajas y que no haya contaminación por hongos o
bacterias, las que estén contaminadas inmediatamente se las desecha.
Entre 9 – 11 días ya tenemos la pupa lista, una vez cumplida esta etapa
retiramos las pupas de las cajas con la dieta y las colocamos en una caja petri,
se las lava y clasifica, se desechan las que no tengan un desarrollo normal,
luego de lavarlas y seleccionarlas, las ubicamos en la caja petri con papel filtro
para mantener la humedad, este proceso se lo realiza cada vez que notemos
haya contaminación o malformación, hasta que estén listas para la emergencia
esto es, entre 16 – 18 días.
20
Al momento que emergen se las coloca en la jaula, con su respectiva fecha
aquí se las alimenta con miel y se las rocía con agua esterilizada en el
autoclave, cada hora para mantener la humedad, este proceso se lo realiza
hasta que copulen, esta etapa lleva de 4 – 5 días.
Una vez que ya han copulado se retira entre 15 - 20 hembras (tiene el
abdomen redondeado) y las colocamos en otra jaula para mantener el píe de
cría, los restantes son liberados en los canteros donde se presenta mayor
infestación por Diatraea saccharalis.
Luego que ya se ha seleccionado las hembras se las alimenta con miel y se las
rocía con agua cada hora durante la jornada laboral para mantener la
humedad, se espera entre 13 – 14 días para que maduren, en este tiempo ya
están listas para inocular a la larva de Diatraea saccharalis.
3.3 Descripción y biología: Cotesia flavipes
Este parasitoide fue conocido por mucho tiempo como Apanteles flavipes, sin
embargo a partir de 1981, fue clasificado como C. flavipes. Otros sinónimos han
sido Cryptapanteles rileyanus dado por Viereck en 1910, también Riley en 1881
lo denominó Apanteles congregatus, y el nombre de Apanteles sesamiae lo dio
Cameron en 1906. Se cree que es originario de la india en el cual se presenta
en forma endémica en el Sur este de Asia y Australia, parasitoide de los
barrenadores del tallo de las familias Pyralidae y Noctuidae. (Morales, 2008)
21
Los huevos son puestos por las hembras en la región ventro – lateral del
cuerpo de las larvas. El periodo de incubación es de 3 a 4 días, la larva madura
se forma entre 8 – 10 días, esta emerge haciendo presión en la cutícula de la
larvas, después de lo cual tejen un capullo (cocones) y pasan a pupa. El
periodo de pupa tiene una duración de 3 – 4 días, las que copulan
inmediatamente después del nacimiento. Las hembras comienzan a colocar los
huevos después de 4 – 6 horas. Estas presentan antenas más cortas que el
macho. (Morales, 2008)
3.4 Parasitación con: Cotesia flavipes en larva de Diatraea saccharalis
Seleccionamos las larvas de D. saccharalis, las retiramos de los frascos donde
se encuentran con la dieta, las que han alcanzado un desarrollo óptimo, mayor
tamaño y peso.
C. flavipes luego de 4 – 6 horas después del nacimiento ya está lista para
parasitar a la larva de D. saccharalis, luego que ya hemos seleccionado las
larvas para ser parasitadas, ubicamos una larva en el dedo índice destapamos
el frasco que contiene la C. flavipes, la ubicamos en la boca del frasco y de
forma directa la Cotesia (hembra) parasita a la larva en la parte ventro lateral,
este procedimiento se lo realiza una a una con todas las larvas seleccionadas.
La larva parasitada se la coloca a razón de una por caja con su respectivo
alimento (rodajas de choclo tierno), cada tres días se cambia el alimento y se
22
revisa que no haya contaminación por hongos o bacterias, se desechan las
cajas contaminadas.
De 9 – 11 días ya se forman los cocones (capullo), luego de este tiempo ya se
retiran los cocones y se los coloca en una caja petri entre 15 y 20 por caja, aquí
esperamos entre 4 – 5 días, hasta que la masa de cocones cambien de color,
cuando ya tienen un color oscuro (negro) ya están listos para emerger.
En esta etapa (cocones negros) los introducimos en el frasco hasta que
emergen las Cotesia y luego de 4 – 6 horas ya las hembras están listas para
parasitar a la larva de D. saccharalis.
4 CARACTERISTICAS BIOLOGICAS
4.1 Ciclo de vida
Los barrenadores del tallo de la caña de azúcar del género Diatraea se
reproducen de manera normal, tienen metamorfosis holometábola o completa,
caracterizada por presentar su desarrollo biológico en fases diferenciadas que
comprenden los estados: huevo, larva, pupa y adulto. (Collazo, 1984)
4.2 Huevos
Los huevos generalmente miden 1.15 mm de largo por 0.05 mm de ancho; son
de forma ovalada y aplanada de color crema que se va tornando amarillenta a
medida que progresa la incubación; depositados en grupos (usualmente de
23
entre veinte y treinta), imbricados como las escamas de los peces (De Galvis,
González, & Reyes, 1982).
4.3 Larvas Son del tipo eruciforme, con tres pares de patas torácicas, cuatro pares de
seudopatas abdominales y un par anal o telson. Recién emergidas del huevo
tienen 1.5mm a 2.0 mm de largo y color amarillento. Completamente
desarrolladas miden 20-33 mm de largo y tienen color blanco sucio la cabeza y
el escudo del protórax es amarillo pálido, poseen dos series de puntitos con
pelos y dos bandas de color ahumado sobre el dorso. (De Galvis, González, &
Reyes, 1982)
4.4 Pupa
Son del tipo obtecta. Miden cerca de 22 mm de largo y su color es oscuro,
mate. Muy característica es la presencia de dos protuberancias en forma de
cuernos cortos en la cabeza. En este estado el insecto casi no tiene
movimientos. Al finalizar el proceso de pupa, ocurre la emergencia del adulto
que se libera de la pupa, de esta forma inicia su vida en el medio exterior. (De
Galvis, González, & Reyes, 1982)
4.5 Adulto
El adulto del barrenador es una pequeña polilla de color pajizo. Los machos
son generalmente más pequeños que las hembras. La expansión alar es
variable: 27 a 39 mm en hembras y de 15 a 23 mm en machos. Las alas
anteriores son de color amarillo pajizo, con dos rayas oblicuas más
24
destacadas, siempre en los machos algo más oscuras; las alas posteriores son
blanquecinas, algo más oscuras en los machos. (De Galvis, González, &
Reyes, 1982)
25
5 METODOLOGIA
Los materiales que utilizamos en la preparación de la dieta artificial son: Bacto
agar, germen de trigo, levadura de cerveza, ácidos como el ascórbico, sórbico,
benzoico, metil parabeno,maíz sabrosa, ampibex, sal mix Wesson, bagazo de
caña de azúcar y agua. Todos estos ingredientes los mezclamos en la batidora
industrial y los ácidos los mezclamos en la licuadora a excepción del agar, que
lo mezclamos en la olla esmaltada y llevamos a la estufa. (Risco , Morales, &
Ayquipa, 1973) Ver cuadro N°1
Una vez que esta lista la dieta la ubicamos en sus respectivos frascos con 25 g,
lo tapamos con algodón y esperamos que se enfrie, luego ubicamos las masas
de huevos dentro del frasco, se tapa con algodón y llevamos al cuarto de
desarrollo. (Ayquipa & Sirlopú, 1978)
Esta evaluación se la realizó en la Compañía Azucarera Valdez S.A. que se
encuentra ubicada al occidente del Ecuador Continental, longitud 79° 36' W,
latitud 02° 09' S y en la región sur-oriental de la Provincia del Guayas, cantón
Milagro, a 40 Km. de la ciudad de Guayaquil.
Comienza con la recolección de las larvas en los canteros, estas son llevadas
al laboratorio aquí son seleccionadas y acomodadas en las cajas plásticas con
su respectivo alimento. Donde permanecen entre 11-13 días y se les cambia el
alimento cada 3-4 días.
26
Luego de los 11-13 días se retira las crisálidas y se lleva a la jaula de
emergencia aquí permanecen de 3-4 días hasta que emergen, una vez que se
produce la emergencia colocamos alrededor de 20-30 parejas de adultos los
dejamos por dos noches para que copulen y se retira las posturas estas se las
coloca en los frascos con su respectiva dieta, llevamos al cuarto de desarrollo
de 18-20 días las retiramos del frasco y seleccionamos las larvas que tengan
un mejor desarrollo.
Las larvas seleccionadas ya están listas para ser inoculadas y parasitadas.
El porcentaje de intensidad de infestación se cuenta el número total de
entrenudos en cada tallo y se cuenta el número de entrenudos dañados y con
pudrición roja, los canteros que presenten con más del 5% deben ser
sometidos a un programa de manejo de la plaga en el siguiente ciclo de
producción.
5.1 Formación del pie de cría
5.2 Recolecta de larvas en los canteros del Ingenio.
La recolecta de los especímenes se la efectúa en los diferentes canteros del
Ingenio, donde se presenta un considerable aumento de la plaga, de
preferencia en canteros donde la caña tenga tres meses de edad o menos,
observando en donde se muestra la yema apical de color amarillenta a este
síntoma se lo conoce como “Corazón Muerto”, las larvas de Diatraea
27
saccharalis que se recolecta son las que tengan un buen desarrollo y
comportamiento normal, tamaño, color y vigor son las que están actas para ser
transportadas al laboratorio. Las larvas que no presentan un buen desarrollo,
lastimados, que presentan un aspecto y conducta anormales, se las separan
para que no haya inconvenientes higiénicos en el laboratorio.
5.3 Obtener crisálidas para el pie de cría
Luego que las larvas son recolectadas en los canteros se las selecciona en el
laboratorio y solo las que presenten un buen desarrollo son las que se colocan
en las cajas plásticas de 45 mm de diámetro por 17 mm de alto, las mismas
que están previamente lavadas y esterilizadas, se coloca una larva de Diatraea
por caja y se las alimenta con rodajas de choclo tierno.
Una vez que las larvas se encuentran en la caja con la dieta, estas se trasladan
al cuarto de desarrollo donde permanecen alrededor de 11 a 13 días. Se les
cambia de alimento y caja cada 3 o 4 días esto se hace para mantener la
debida higiene dentro de la colonia y así evitar que proliferen los
microorganismos y puedan contaminar al resto de las cajas.
Este proceso se lo realiza periódicamente hasta que las larvas se transformen
en crisálidas.
Ubicar más de una larva por caja, no utilizar el alimento apropiado y no
mantener las condiciones higiénicas adecuadas, como no cambiar la caja y el
alimento, pueden acrecentar la mortalidad de las larvas.
28
5.4 Clasificación de crisálidas antes de llevar a la jaula
Luego que ya han alcanzado el estado de crisálidas se las retira de la dieta, se
las coloca en la caja petri, se las lava con agua y se selecciona las que tengan
un desarrollo óptimo y en la caja colocamos papel filtro para mantener la
humedad, este procedimiento de selección se lo realiza por cuatro días y al
quinto día están listas para emerger.
5.5 Ubicación de las crisálidas en la jaula y postura de huevos
Se ubican las crisálidas en la jaula, al quinto día empiezan a emerger los
adultos. Al día siguiente de la emergencia se transportan a los tubos o cámaras
de oviposición, separando los adultos que no tengan un desarrollo normal, es
decir aquellos que no consigan extender totalmente las alas dos horas más
tarde de haber emergido o posean el abdomen encorvado o anormal.
El tubo de oviposición tiene 9 cm de diámetro por 30 cm de altura. El interior de
este tubo se lo envuelve con papel periódico preliminarmente desinfectada.
En la parte superior del tubo ponemos un pedazo de tela porosa que envuelve
completamente el diámetro del tubo y se le coloca una liga de goma.
En el interior del tubo colocamos alrededor de 25 a 30 parejas de mariposas
adultas, donde están dos noches, luego de la primera noche, se retiran las
hojas con las posturas por la mañana y se repite el proceso para la segunda
noche.
29
Por la noche no debe haber luces próximas a las cámaras de oviposición
debido a que estas consiguen inhibir de forma general o en parte la postura de
los huevos.
5.6 Papel periódico con posturas
Luego que se retira las posturas del tubo de oviposición contamos cuantas
posturas hay, puede haber un promedio de 40 a 50 posturas. El papel periódico
con las posturas se las ubica en los cordeles hasta que logren obtener el
desarrollo adecuado aquí permanecen a una temperatura entre los 26 °C y
29°c y humedad del 75%.
Al cuarto o quinto día las posturas deben poseer un desarrollo parejo, cuando
las posturas empiezan o tomar un tono oscuro están listas para emerger a esta
etapa se la llama “Cabeza Negra”
Debido a las variaciones de temperatura y humedad se pueden tener posturas
que no alcancen el desarrollo completo en esta etapa.
30
5.7 Organización del laboratorio
5.8 Distribución del Laboratorio de Entomología del Ingenio Valdez
S.A para la producción de Diatraea saccharalis.
Area de administración.- Esta debe de estar a temperatura ambiente, tamaño
2.5x 3.5 mts, dos personas, un archivador , un escritorio, una computadora,
siempre tiene que estar limpio.
Cuarto de lavado.- Temperatura ambiente, tamaño 3x4.5 mts, una persona, un
mesón, lavaplatos, detergente, desinfectante y una cama plástica para el
secado y tener una limpieza elemental .
Cuarto de preparación de la dieta.- la temperatura promedio debe de estar
entre 23 y 26 °C, mide 3x3.5 mts, una persona, camara séptica, mesones,
siempre debe estar bajo condiciones de higiene rigurosas.
Cuarto de desarrollo de larvas.- Este debe estar a temperatura ambiente,
tamaño es de 4.5x6 mts, una persona, repisas de madera. Entrada exclusiva
de la persona encargada del cuarto, siempre mantenerlo limpio.
31
5.9 Equipos y utensilios
Los equipos requeridos para la cría de Diatraea en laboratorio son:
Cámara aséptica (1)
Autoclave de capacidad 13 litros/16phst (1)
Extractor de aire Briggs, área 40 m2 (1)
Nevera Mabe 12 pies (1)
Cocina a gas Mabe 4 hornillas (1)
Licuadora oster con capacidad de un litro (1)
Batidora industrial Kitchen aid mixer, capacidad 5 litros (1)
Termómetro de mercurio, 0-50 °C (1)
Balanza electrónica Sartorius AG, capacidad 6000 gr (1)
Asimismo se requieren los siguientes utensilios:
Pinzas de disección
Tijeras de acero inoxidables
Olla esmaltada capacidad 3 litros
Bandejas 30x20 cm
Cajas petri (60 mm y 90 mm)
Tubos de oviposición (diámetro: 9 cm, altura: 30 cm)
Canastillas plásticas de 25x30 cm
Frascos de vidrio capacidad de 250 g
Algodón industrial
32
6 PREPARACION DE LA DIETA
6.1 Manejo de los ingredientes
Dieta: Ingredientes para la preparación de la dieta de desarrollo de larvas
de Diatraea saccharalis.
Cuadro 1: Dieta Diatraea saccharalis
INGREDIENTES DIETA DE DESARROLLO
Agua para los ingredientes 1000 ml
Agua para el Agar 1000 ml
Bagazo de caña de azúcar 20 g
Salt Mix, Wesson 4,6 g
Ácido Metil Parabeno 2 g
Ácido Benzoico 2 g
Ácido Sorbico 2 g
Ácido Ascórbico 10 g
Ampibex 500 mg 4ta parte de una capsula
Germen de Trigo 70 g
Levadura de Cerveza 75 g
Maíz Sabrosa 280 g
Agar (Bacto Agar) 25 g
6.2 Preparación de la dieta
a. Colocamos en la batidora industrial todos los ingredientes (excepto el
agar y los ácidos) más 800 ml de agua.
b. En la licuadora incorporamos los ácidos y licuamos con 200 ml de agua,
este proceso se lo realiza para que se haga una mezcla homogénea.
Luego que esté terminado este paso se lo agrega al resto de los
ingredientes que se encuentran en la batidora.
33
c. En la estufa colocamos el recipiente con el agar y el litro de agua,
mezclamos bien hasta que este homogénea que no quede grumos y
llevamos hasta el punto de ebullición siempre moviendo la mezcla, hasta
que tenga una consistencia gelatinosa. Este proceso demora alrededor
de 8 minutos.
d. Agregamos el agar a la mezcla que se encuentra en la batidora y
batimos por 5 minutos.
e. Luego de batir por 5 minutos la dieta ya está lista para ser colocada en
los frascos.
6.3 Manejo de la cría
6.4 Infestación con masas de huevos de D. saccharalis en los frascos
con su respectiva dieta
La siembra se la realiza introduciendo una masa de huevos en los frascos con
25 g de dieta, en este momento los huevos ya están listos para eclosionar, se
tapa con algodón estéril para mantener la humedad dentro del frasco, este
procedimiento se lo realiza con todos los frascos que están listos con la dieta
artificial. (Posso, 1984)
34
6.5 Traslado de los frascos al cuarto de desarrollo
Luego de la siembra, se lleva los frascos al cuarto de desarrollo de larvas, aquí
se ubica los frascos en las galerías y se los ordena por fecha en la que han
sido infestados. Aquí se espera entre 18-20 días hasta que alcancen el
desarrollo óptimo para luego ser parasitadas o inoculadas.
CICLO BIOLOGICO DE Diatraea saccharalis BAJO CONDICIONES DE
LABORATORIO
Cuadro 2: Ciclo Biológico
Instar Media Mínimo Máximo
Huevo 5.5 4.6 6.7
Larva 18.6 17.7 23.6
Pupa 5.6 4.9 6.6
Adulto 3.4 2.9 3.7
Total ciclo 33.1 30.1 40.6
7 RESULTADOS
El daño que causa Diatraea saccharalis, el barrenador del tallo, es en su estado
larval, atacan los brotes jóvenes causando la muerte de la yema apical, cuyo
síntoma se conoce como “corazón muerto”. Es por eso que se debe de tener
un adecuado manejo integrado de plagas, en el cual incluyan los monitoreos,
liberaciones de enemigos naturales reproducidos en laboratorio y saneamiento
que ayude a controlar la infestación del barrenador.
35
Producción en laboratorio de Billaea claripalpis para control de Diatraea
El método de control más efectivo contra la Diatraea es el control biológico en el
campo manteniendo un equilibrio pero en el laboratorio reproducimos Billaeas y
Cotesias reforzando este control y así evitando que haya un daño económico
haciendo liberaciones anticipadas ya que el control biológico es preventivo,
para la multiplicación y liberación.
Se han liberado 24357 moscas en 1933 Has las cuales se han distribuido en el
campo en forma preventiva y de acuerdo a la infestación que teníamos en el
campo, se liberaron de 12 a 14 parejas de moscas/ha; por cada larva de
Diatraea que se estime por hectárea. Ver Tabla N°1 y Figura N°1
En el mes de abril se perdió la secuencia de inoculación por no tener moscas
con maggot viables pues salían podridos. Cuando se dan estos casos se
recurre a pedir colaboración a los demás Ingenios como San Carlos y La
Troncal y así mantener un riguroso control para asegurar la multiplicación y
reproducción equilibrada de este insecto valioso como es la mosca Billaea
claripalpis.
Producción en laboratorio de Cotesia flavipes para control de Diatraea.
Se han liberado 214232 Cotesias en 3018 Has, de acuerdo a las infestaciones
que hubo en el campo se liberaron de 2 a 4 avispas por cada larva de Diatraea
36
que se estime por hectárea, las demás que se liberan se lo hace de una forma
preventiva. Ver Tabla N°2 y Figura N°2
Este parasitismo lo sacamos con la recolección que se realiza en el campo
sacando los corazones muertos de la caña recolectándolos y luego buscando
la larva de Diatraea que se encuentra dentro del tallo por lo que se hace difícil
el combatir esta plaga hasta para los enemigos naturales que ejercen también
un buen control sobre la Diatraea principalmente en la fase de huevos y durante
el primer instar larval.
Evaluación de Diatraea en precosecha
La evaluación 3413.1 Has con una edad promedio de 8.7 meses se la realiza
antes de la cosecha. No se realizó evaluaciones en los meses de febrero,
marzo y abril, y la intensidad de infestación es de 0.62 % que es la cantidad de
entrenudos infestados.
La infestación más alta la tuvimos en los meses de mayo, septiembre. Sin
embargo, la intensidad de infestación más alta fue en el mes de mayo con
2.13%. Ver Tabla N°3 y Figura N°3
37
Evaluación de Diatraea en caña planta.
Se han evaluado 3168.2 Has. Con un promedio de edad de tres meses con
2.32 por ciento de infestación y con un promedio de larvas por Ha de 520. Se
evalúa de acuerdo a la edad y cuando las circunstancias lo ameriten.
El mayor índice de infestación fue en marzo y mayo datos que tomamos para la
recolección manual y las liberaciones de insectos benéficos producidos en el
Laboratorio de Entomología. Ver Tabla N°4 y Figura N°4
38
8 CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
A nivel de laboratorio la Diatraea se adapta aceptablemente a la dieta
artificial.
Para aumentar la producción artificial de Diatraea en forma homogénea,
se podría acondicionar la temperatura del cuarto de desarrollo y así
evitar la descomposición de los huevos.
Se debería probar con diferentes tipos de dietas artificial para mejorar la
producción de Diatraea a nivel de laboratorio.
En la temporada de verano hay baja producción de Cotesia flavipes esto
se debe a que los cocones sufren un retraso en su desarrollo.
En los meses de invierno hay una baja eclosión de huevos de Billaea
claripalpis ya que estos no alcanzan un desarrollo normal.
Con alimento natural (rodajas de choclo tierno), el índice de mortalidad
de la Diatraea es menor.
La mosca Billaea claripalpis su eficiencia de parasitismo es mayor, ejerce
un buen control biológico contra esta plaga como es la Diatraea
saccharalis.
Cotesia también parasitan pero en menor porcentaje que la mosca sin
dejar de ser importante para el control biológico
Las larvas muertas son las que durante el proceso de traslado y
alimentación mueren por manipuleo o estropeo o se canibalizan.
39
40
Tabla N° 1.- Producción en laboratorio de Billaea claripalpis para control de
Diatraea
PRODUCCIÓN DE Billaea claripalpis PARA CONTROL DE Diatraea saccharalis
Labor Ene Feb Mar Abr May Jun Jul Ago Sep Oct Nov Total
Orugas Inoculadas 2935 3930 3695 522 3975 2005 1845 9035 4125 4060 2975 39102
Puparios Obtenidos 1115 2543 2432 59 1345 1363 1460 5570 4212 3702 2393 26194
Moscas Obtenidas 2750 1939 3149 400 744 1632 999 3188 5964 3049 3478 27292
Moscas Liberadas 2724 1474 2563 1053 156 1372 1042 2131 5519 3028 3295 24357
Fig. N° 1.- Producción en laboratorio de Billaea claripalpis, de Enero a
Noviembre del 2013.
PRODUCCION Billaea AÑO 2013
Labor Total
Orugas Inoculadas 39102
Puparios Obtenidos 26194
Moscas Obtenidas 27292
Moscas Liberadas 24357
0
5000
10000
15000
20000
25000
30000
35000
40000
Ene Feb Mar Abr May Jun Jul Ago Sep Oct Nov Total
Orugas Inoculadas
Puparios Obtenidos
Moscas Obtenidas
Moscas Liberadas
41
Tabla N°2.- Producción en laboratorio de Cotesia flavipes para control de
Diatraea.
PRODUCCIÓN EN LABORATORIO DE Cotesia flavipes PARA CONTROL DE Diatraea saccharalis
Labor Ene Feb Mar Abr May Jun Jul Ago Sep Oct Nov Total
Orugas Parasitadas 1050 1325 1555 888 1345 695 645 1035 685 555 390 10168
Cothesias Obtenidas 27550 22330 30170 17960 29470 16030 12810 21770 20300 12700 7140 218230
Cothesias Liberadas 23230 20700 31425 22615 27642 16450 12170 20835 19805 10965 8395 214232
Fig. N° 2.- Producción en laboratorio de Cotesia flavipes, de Enero a Noviembre
del 2013.
PRODUCCIÓN EN LABORATORIO DE Cotesia flavipes
AÑO 2013
Labor Total
Orugas Parasitadas 10168
Cotesias Obtenidas 218230
Cotesias Liberadas 214232
0
50000
100000
150000
200000
250000
Orugas Parasitadas
Cotesias Obtenidas
Cotesias Liberadas
42
Tabla N°3.- Intensidad de infestación de Diatraea en Pre cosecha.
INT. DE INFESTACION A PRECOSECHA ZAFRA 2013
Int. de Infes. Has. Eva Edad
Enero 0,37 38,2 13,8
Febrero 0 0 0
Marzo 0 0 0
Abril 0 0 0
Mayo 2,13 42,3 9
Junio 0,37 624,1 15,2
Julio 0,77 762,8 13,4
Agosto 0,25 552,6 11,8
Septiembre 2,07 431,7 10,9
Octubre 0,52 525,2 10,7
Noviembre 0,31 436,2 11,2
Diciembre
TOTAL 0,62 3413,1 8,7
Fig. N°3.- Intensidad de infestación de Diatraea en Pre cosecha, de Enero a
Noviembre del 2013.
0,37
0 0 0
2,13
0,37
0,77
0,25
2,07
0,52 0,31
Intensidad de Infestación a Precosecha
43
Tabla N°4 .- Evaluación de Diatraea, siembra caña planta.
EVALUACIÓN DE Diatraea SIEMBRA CAÑA PLANTA
% I. EDAD HAS LARVAS/HA.
Enero 1,1 2,9 184,43 286
Febrero 2,8 4,3 364,25 584
Marzo 4,2 3,8 275,12 921
Abril 2,3 6,5 234,55 612
Mayo 3,2 7,0 422,21 363
Junio 2,6 4,8 280,01 452
Julio 2,1 3,7 351,22 385
Agosto 0,46 2,3 189,96 211
Septiembre 2,2 5,1 265,21 451
Octubre 3,1 6,2 279,82 620
Noviembre 1,5 3,1 321,41 385
Diciembre
TOTAL 2,32 45,191 3168,2 520
Fig. N°4.- Evaluación de Diatraea, siembra caña planta, de Enero a Noviembre
del 2013.
1,10
2,80
4,20
2,30
3,20
2,60
2,10
0,46
2,20
3,10
1,50
% de Infestación de Diatraea - Planta
44
Tabla N°5.- Liberación de Billaea claripalpis en el campo, por hectáreas.
Moscas Lib. En Has.
Enero 2724 332
Febrero 1474 123
Marzo 2563 154
Abril 1053 118
Mayo 156 93
Junio 1372 183
Julio 1042 172
Agosto 2131 198
Septiembre 5519 260
Octubre 3028 165
Noviembre 3295 133
Diciembre
TOTAL 24357 1933
Fig. N°5.- Liberación de Billaea claripalpis en el campo, por hectáreas de Enero
a Noviembre del 2013.
2724
1474
2563
1053
156
1372 1042
2131
5519
3028 3295
332 123 154 118 93 183 172 198 260 165 133
Liberación de Billaea en el campo
Moscas Lib. En Has.
45
Tabla N°6.- Liberación de Cotesia flavipes en el campo, por hectáreas.
Cote. Lib. En Has.
Enero 23230 439
Febrero 20700 544
Marzo 31425 417
Abril 22615 338
Mayo 27642 363
Junio 16450 356
Julio 12170 189
Agosto 20835 89
Septiembre 19805 103
Octubre 10965 105
Noviembre 8395 75
Diciembre
TOTAL 214232 3018
Fig. N°6.- Liberación de Cotesia flavipes en el campo, por hectáreas, de Enero a
Noviembre del 2013.
23230 20700
31425
22615
27642
16450
12170
20835 19805
10965 8395
439 544 417 338 363 356 189 89 103 105 75
Liberación de Cotesia en el campo
Cote. Lib. En Has.
46
Tabla N°7.- Entrenudos dañados por Diatraea, porcentajes de intensidad de
infestación en caña de azúcar en el Ingenio Valdez.
Meses
Entrenudos Dañados
Diatraea
Enero 0.37
Febrero 0.00
Marzo 0.00
Abril 0.00
Mayo 2.13
Junio 0.37
Julio 0.77
Agosto 0.25
Septiembre 2.07
Octubre 0.52
Noviembre 0.31
Diciembre
Total en % 0,62
Fig. N°7.- Porcentajes de intensidad de infestación, de Enero a Noviembre del
2013.
Ene; 0,37
Feb; 0
Mar; 0 Abr; 0
May; 2,13
Jun; 0,37
Jul; 0,77 Ago; 0,25
Sep, 2.07
Oct; 0,52
Nov; 0,31
47
Tabla N°8.- Entrenudos dañados por Diatraea por variedades de caña.
Variedad Entrenudos Dañados
Diatraea
ECU-01 0.91
EC-02 0.75
EC-03 1.23
CC-8592 0.96
RAGNAR 0.10
BARBADO 0.46
Fig. N°8.- Entrenudos dañados por Diatraea en variedades de caña, de Enero a
Noviembre del 2013.
ECU-01; 0,91
EC-02; 0,75
EC-03; 1,23
CC-8592; 0,96
RAGNAR; 0,10
BARBADO; 0,46
48
Tabla N°9.- Entrenudos dañados por Diatraea en las diferentes zonas.
Zonas Entrenudos Dañados
Diatraea
MARIA TERESA 0.70
VALDEZ 0.55
VICTORIA 0.55
RAFICA 1.19
CHOBO 0.79
BAMBOO 2.89
Fig. N°9.- Entrenudos dañados por Diatraea en las diferentes zonas, de Enero
a Noviembre del 2013.
MARIA TERESA;
0,70
VALDEZ; 0,55
VICTORIA; 0,55
RAFICA; 1,19
CHOBO; 0,79
BAMBOO; 2,89
49
Bibliografía
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ANEXOS
51
52
Anexo N° 1
Cantero con caña menor a 3 meses de edad
Anexo N° 2
Denominado Corazón Muerto Larva de Diatraea saccharalis
53
Anexo N° 3
Anexo N° 4
Clasificación de las larvas con su alimento (rodajas de choclo tierno)
Cajas con larvas de Diatraea, estadio de 12- 14 días
54
Anexo N° 5
Anexo N° 6
Cajas petri dentro de la jaula con crisálidas a punto de emerger
Tubo de oviposición con 15 o 20 parejas
55
Anexo N° 7
Anexo N° 8
Posturas (masas de huevos)
Huevos listos y seleccionados para sembrarlos con la dieta
56
Anexo N° 9
Preparación de la Dieta
57
Anexo N° 10
Anexo N° 11
Cuarto de desarrollo de la larva Diatraea con respectiva dieta
Inoculación con los maggot de Billaea claripalpis
58
Anexo N° 12
Anexo N° 13
Puparios de Billaea claripalpis obtenidos del hospedero
Jaulas con adultos de Billaea claripalpis (mosca)
59
Anexo N° 14
Anexo N° 15
Parasitación de larva Diatraea con Cotesia flavipes (avispa)
Cocones de Cotesia flavipes obtenidos del hospedero
60
Anexo N° 16
Anexo N° 17
Liberación de Billaea claripalpis obtenidas en el laboratorio
Liberación de Cotesia flavipes obtenidas en el laboratorio
