Evaluación de la condición fisiológica del ostión japonés

1

INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL CENTRO INTERDISCIPLINARIO DE INVESTIGACIÓN

PARA EL DESARROLLO INTEGRAL REGIONAL

IPN-CIIDIR UNIDAD SINALOA

Evaluación de la condición fisiológica del

ostión japonés Crassostrea gigas (Thunberg,

1851) en condiciones de cultivo ante eventos

de infección provocada por el protozoario

Perkinsus sp.

TESIS

QUE PARA OBTENER EL GRADO DE

MAESTRÍA EN

RECURSOS NATURALES Y MEDIO AMBIENTE

PRESENTA

FERNANDO RUBIO ZEPEDA

GUASAVE, SINALOA, MÉXICO. ENERO 2016

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3

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5

Agradecimientos a proyectos y becas

El trabajo de tesis se desarrolló en el Departamento de Acuacultura del Centro

Interdisciplinario de Investigación para el Desarrollo Integral Regional (CIIDIR)

Unidad Sinaloa del Instituto Politécnico Nacional (IPN). El presente trabajo fue

apoyado económicamente a través de los Proyectos ―CICLO REPRODUCTIVO

DEL OSTIÓN JAPONÉS Crassostres gigas CULTIVO EN ISLA LOS REDOS,

ENSENADA PABELLOONES, NAVOLATO, SINALOA‖ (con registro 20150088)

bajo el cargo del M. en C. Andrés Martín Góngora Gómez.

―Selección de un lote de organismos reproductores del pargo Lutjanus colorado

para su desove en cautiverio‖ (Con número de registro 2015000171) y el Proyecto

ciencia básica ―ESTADO DE SALUD DE LA POBLACIÓN SILVESTREDE LOS

PARGOS Lutjanus peru, Lutjanus guttatus y Lutjanus argentiventris EN EL

OCEANO PACÍFICO MEXICANO‖ (con número de registro 166615, (CB-2011-01)

bajo el cargo de la Dra. Apolinar Santamaría Miranda.

El alumno Fernando Rubio Zepeda fue apoyado con una beca CONACYT con

clave CVU: 557602 y una beca BEIFI con clave 65688e.

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Dedicatoria

Esta tesis está dedicada a:

A mis padres por la vida que me han dado, el amor, el apoyo incondicional, los

valores que me han inculcado, comprensión, consejos, experiencias de vida, la

oportunidad de estudiar, por ser mi mayor fuente de motivación. Gracias padres

por ser el mejor ejemplo de voluntad inquebrantable ante las adversidades. Éste

logro también les pertenece!!

A mis hermanos Beatriz Alicia, Baltazar, Ramón Hernando y Ana Patricia por estar

siempre cercas de mí y todo el apoyo que me han brindado. Gracias por ser mis

hermanos!!

A mis abuelas María Alicia y Edelmira, y a mis tíos Elvia Lucina, Edgar Renán,

Wilfredo y Obed por todo su apoyo incondicional brindado, gracias por ser mi

familia.

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Agradecimientos

Al IPN-CIIDIR-SINALOA por haberme aceptado como alumno en el programa

educativo Maestría en Recursos Naturales y Medio Ambiente, y por brindarme las

condiciones necesarias para desarrollarme y adquirir el grado de Maestro en

Ciencias.

A mis directores de tesis: Dra. Apolinar Santamaría Miranda por la oportunidad de

aceptarme como alumno, todo su apoyo y atenciones brindadas durante mi

estancia en IPN-CIIDIR Unidad Sinaloa. M en C. Andrés M. Góngora Gómez por

ser un excelente profesor y amigo durante mi estancia como estudiante del IPN-

CIIDIR Unidad Sinaloa. Gracias por las oportunidades brindadas al realizar la

Estancia Académica Profesional, Verano Científico, Tesis de Licenciatura y la

Maestría, por todo el aprendizaje, su comprensión y apoyo, Muchas gracias.

A mis asesores de tesis Dra. Ana Laura Domínguez Orozco, Dr. Manuel García

Ulloa Gómez y Dr. Ignacio Eduardo Maldonado Mendoza por ser excelentes

profesores, la dedicación, enseñanzas, comprensión, apoyo. Gracias.

Al Dr. Pablo Apún Molina por su apoyo en los análisis de bioquímica y por

prestarme sus pipetas.

A mis maestros del IPN-CIIDIR que fueron una parte esencial de mi formación.

A mis compañeros y amigos del IPN-CIIDIR por todos los momentos que pasamos

juntos en clases, Prácticas de campo y convivencias fuera de la casa de estudio.

Gracias.

A mis compañeros y amigos del laboratorio del IPN-CIIDIR Sinaloa: Departamento

de Acuacultura: Ernesto, Lizeth, Brenda, Teresa, Isabel, Mariela, Melany, Lidian,

Tanis, Eusebio, Antonio ―Tigre‖, Daniel, Carlos, Miguel y Pedro.

A mis amigos con los que he crecido y compartido tantos momentos de vida,

Gracias por el apoyo, motivación y su amistad.

8

ÍNDICE

I. INTRODUCCIÓN ............................................................................................... 20

1.1. Ostricultura .................................................................................................. 20

1.2. Ostricultura en México ................................................................................ 20

1.3. Crassostrea gigas en México ...................................................................... 21

1.4 Biología del ostión Crassostrea spp. ............................................................ 21

1.5 Sanidad acuícola y enfermedades en moluscos bivalvos ............................ 23

1.5.1 Principales enfermedades en moluscos bivalvos .................................. 24

1.6 Perkinsus sp................................................................................................. 28

1.6.1. Ciclo de vida y transmisión ................................................................... 29

1.6.2. Infección y condición fisiológica ............................................................ 32

1.6.3. Métodos de diagnóstico y control de la enfermedad ............................. 33

1.6.4. Introducción en México ......................................................................... 34

II. ANTECEDENTES ............................................................................................. 36

2.1. Estudios nacionales sobre cultivos ............................................................. 36

2.2. Estudios internacionales sobre Perkinsus sp. ............................................. 37

2.3. Estudios nacionales sobre Perkinsus sp. .................................................... 38

2.4. Estudios internacionales sobre bioquímica ................................................. 41

2.5. Estudios nacionales sobre análisis bioquímicos ......................................... 42

III. JUSTIFICACIÓN .............................................................................................. 44

IV. HIPÓTESIS ...................................................................................................... 45

V. OBJETIVOS ...................................................................................................... 45

5.1. Objetivo General ......................................................................................... 45

5.2. Objetivos Específicos .................................................................................. 46

VI. MATERIAL Y MÉTODOS................................................................................. 47

6.1 Área de estudio ............................................................................................ 47

6.2 Construcción del sistema de cultivo ............................................................. 49

6.3 Obtención de semillas .................................................................................. 49

6.4 Desarrollo del cultivo .................................................................................... 50

6.4.1 Limpieza y mantenimiento del cultivo .................................................... 50

6.5. Toma de parámetros físicos ........................................................................ 51

9

6.6. Toma de parámetros químico-biológicos .................................................... 51

6.6.1. Determinación de sólidos suspendidos totales (SST) y materia orgánica

particulada (MOP) ........................................................................................... 51

6.6.2 Determinación de clorofila (Clo-a) .......................................................... 52

6.7. Toma de parámetros poblacionales ............................................................ 52

6.7.1 Crecimiento ............................................................................................ 52

6.7.2. Tasa de crecimiento especifica ............................................................. 52

6.7.3. Índice de condición fisiológica (ICF) ..................................................... 53

6.7.4. Supervivencia ....................................................................................... 53

6.8 Detección del patógeno Perkinsus sp. ......................................................... 54

6.8.1 Preparación del Medio Fluido de Tioglicolato (FTM) .............................. 54

6.8.2. Ensayo de tejidos .................................................................................. 54

6.8.3. Carga parasitaria total ........................................................................... 54

6.8.4. Índice de infección ................................................................................ 55

6.8.5. Prevalencia de la infección ................................................................... 56

6.9 Bioquímica ................................................................................................... 56

6.9.1 Procesamiento de muestras .................................................................. 56

6.9.2 Triglicéridos ........................................................................................... 57

6.9.3. Lípidos totales ....................................................................................... 57

6.9.4. Proteínas totales ................................................................................... 58

6.9.5. Carbohidratos ....................................................................................... 59

VII. ANÁLISIS ESTADÍSTICO ............................................................................... 60

VIII. RESULTADOS ............................................................................................... 60

8.1. Parámetros fisicoquímicos .......................................................................... 60

8.2. Parámetros químico-biológicos. .................................................................. 62

8.3. Parámetros poblacionales ........................................................................... 65

8.3.1. Crecimiento ........................................................................................... 65

8.3.2. Tasa de crecimiento específico (TCE) .................................................. 66

8.3.3. Índice de condición fisiológica (ICF) ..................................................... 68

8.3.4. Supervivencia ....................................................................................... 70

8.4. Detección de Perkinsus sp. en Medio Fluido de Tioglicolato (FTM)............ 72

10

8.5. Carga parasitaria ......................................................................................... 73

8.6. Índice de infección ...................................................................................... 74

8.7. Prevalencia de la infección por perkinsus sp. ............................................. 75

8.8. Bioquímica .................................................................................................. 77

8.8.1. Triglicéridos .......................................................................................... 78

8.8.2. Lípidos totales ....................................................................................... 83

8.8.3. Proteínas totales ................................................................................... 89

8.8.4. Carbohidratos ....................................................................................... 95

8.9. Correlaciones de sperman ........................................................................ 101

IX. DISCUSIONES .............................................................................................. 106

X. CONCLUSIONES ........................................................................................... 111

XI. BIBLIOGRAFÍA .............................................................................................. 112

11

GLOSARIO

Batimetría: Conjunto de métodos que se utilizan para determinar profundidades y

formas del terreno en el fondo de mares, ríos, lagos, presas o canales.

Bivalvo: Organismo de agua dulce o marina perteneciente al filo Mollusca,

caracterizado por la presencia de concha formada por dos valvas unidas entre sí

por una articulación con dientes; también son llamados pelecípodos ó

lamelibranquios en los que se incluyen almejas, ostras y mejillones.

Carga parasitaria: Método que permite estimar el número de parásitos por gramo

de peso fresco del organismo hospedero.

Cariocinesis: División del núcleo en una célula durante el proceso de mitosis. Se

forman núcleos separados con idéntica dotación cromosómica.

Carroñeros: Animales que se alimentan de cadáveres en descomposición de

otros animales.

Citocinesis: Proceso de separación física del citoplasma en dos partes, dentro de

una célula durante su división.

Condición fisiológica: Estado y comportamiento de funciones esenciales de un

organismo, en respuesta a la interacción con factores ambientales.

Desove: Puesta de huevos durante la reproducción de especies animales como

anfibios, peces y moluscos.

Ectoparásito: Organismo huésped que vive en el exterior de otro organismo

(hospedador) y se beneficia de la relación a expensas del hospedador.

Endémico: Termino utilizado para indicar la distribución limitada de una especie a

un ámbito geográfico exclusivo y que no se encuentra en forma natural en ninguna

otra parte del mundo.

Enfermedad: Cualquier desviación genética, nutricional o infecciosa que afecta el

estado de equilibrio de un organismo.

12

Epizootias: Enfermedad eventual que se dispersa rápidamente afectando a varios

individuos de una o más especies simultáneamente.

Espectrofotómetro: Instrumento usado para la cuantificación de sustancias en

función de la longitud de onda.

Esquizogonia: Tipo de reproducción asexual en protozoarios. El núcleo se divide

varias veces y cada fragmento adquiere una porción del citoplasma.

Etiología: Ciencia encargada del estudio del comportamiento o de la causalidad

de un evento.

Exótico: Termino utilizado para indicar la distribución externa de una especie a un

ámbito geográfico natural.

Fagocitosis: Proceso por el cual ciertas células capturan y digieren partículas

nocivas o microorganismos unicelulares como patógenos.

Fecundación: Fase de la reproducción sexual en la cual el gameto femenino se

une con el masculino para iniciar el desarrollo de un nuevo ser.

Gametos: Células sexuales haploides de organismos pluricelulares.

Hemocitos: Células componentes del sistema inmune, están especializadas en

reconocer, controlar y matar agentes patógenos y remover sustancias.

Hermafrodita protándrico: Organismos que presentan ambos sexos y tiene la

capacidad de madurar sus órganos sexuales femeninos o masculinos

dependiendo de las condiciones ambientales o estructura de la población.

Histología: Estudio de la composición, estructura y características de los tejidos

orgánicos de los seres vivos mediante técnicas que permiten realizar cortes

microscópicos.

Hospedero: Organismo que alberga en su interior o exterior a otro organismo que

se beneficia de él.

13

Infección: Colonización de un organismo por otros organismos generalmente más

pequeños. Dichas especies colonizadoras afectan negativamente el

funcionamiento normal del organismo hospedero.

Liofilización: Método de conservación de tejidos que consiste en deshidratar la

muestra sometiéndola a una rápida congelación y posterior eliminación del hielo

mediante aplicación de vacío.

Metamorfosis: Transformación que experimentan determinados animales en su

desarrollo biológico afectando su forma, funciones y hábitos de vida.

Organismos epibiontes: Organismos no parásitos que vive por lo menos una

fase de su ciclo vital encima de otro de mayor tamaño, al cual generalmente no le

causa ningún problema.

Parasito: Organismo que vive en el interior o sobre la superficie de un organismo

de distinta especie, y se alimenta de las sustancias que elabora causando algún

daño o enfermedad.

Patógeno: Cualquier agente biológico causal de una enfermedad.

PCR (Polymerase Chain Reaction o Reacción en cadena de la Polimerasa):

Metodología empleada para generar múltiples copias de un fragmento de DNA de

interés.

Prevalencia: Proporción de individuos de un grupo o una población que presenta

una enfermedad en un periodo determinado.

Surgencia: Fenómeno oceanográfico que consiste en el movimiento vertical de

las masas de agua, desde niveles profundos hacia la superficie.

Transfaunación: Transferencia de un patógeno a través del movimiento de un

hospedero de un sitio, a otro hospedero (de la misma o diferente especie) de otro

lugar.

Zoosporas: Espora asexual provista de flagelos para su locomoción.

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ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1. Ciclo de vida y anatomía de Crassostrea gigas (Hickman, 2003). ....................... 22

Figura 2. Ciclo de vida de Perkinsus sp. en el interior del ostión. Trofozoito inmaduro (1 y

2), trofozoito desarrollando su vacuola (3), trofozoito maduro (4), trofozoito en palintomía

(división interna) (5, 6 y 7) (Tomado de Cáceres-Martínez, 2002). ........................................ 30

Figura 3. Ciclo de vida de Perkinsus sp. en vida libre. Trofozoito libre (1), trofozoito sin

vaculoplasto (2), trofozoito con el tubo de descarga (3), trofozoito en palintomia

(esporulación) (4-6), esporas libres (7) (Tomado de Cáceres-Martínez, 2002). .................. 31

Figura 4. Localización geográfica de El Colorado, Municipio de Ahome y Las Aguamitas,

Municipio de Navolato, Sinaloa, sitios de cultivo del ostión C. gigas. .................................... 48

Figura 5. Sistema de cultivo ostrícola Línea suspendida o ―Long line‖. (Villanueva-

Fonseca, 2007). .............................................................................................................................. 49

Figura 6. a) Filtros de fibra de vidrio, b) Filtrado de muestras para sólidos suspendidos

totales (SST) y materia orgánica particulada MOP), c) Horno para secado de filtros para

determinación de SST y d) Mufla para la determinación de MOP. ....................................... 52

Figura 7. Crecimiento en largo (mm) y peso (g) de C. gigas durante los 13 meses de

cultivo en El Colorado, Ahome, Sinaloa. .................................................................................... 65

Figura 8. Crecimiento en largo (mm) y peso (g) de C. gigas durante los 13 meses de

cultivo en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa. ............................................................................ 66

Figura 9. Tasa de crecimiento específico (gramos ganados por mes-1) de C. gigas

durante los 13 meses de cultivo en El Colorado, Ahome, Sinaloa. ........................................ 67

Figura 10. Tasa de crecimiento específico (gramos ganados por mes-1) de C. gigas

durante los 13 meses de cultivo en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa. ............................... 68

Figura 11. Índice de condición fisiológica de C. gigas durante los 13 meses de cultivo en

El Colorado, Ahome, Sinaloa. ...................................................................................................... 69

Figura 12. Índice de condición fisiológica de C. gigas durante los 13 meses de cultivo en

Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa. .............................................................................................. 70

Figura 13. Supervivencia de C. gigas cultivado en El Colorado, Ahome, Sinaloa, de junio

de 2013 a julio de 2014. ................................................................................................................ 71

Figura 14. Supervivencia de C. gigas cultivado en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa, de

junio de 2013 a julio de 2014. ....................................................................................................... 72

Figura 15. Detección de células de Perkinsus sp. en FTM. A) Ostión con signos de

enfermedad, B) Frotis de tejidos de C. gigas libre de células de Perkinsus sp. y C) Frotis

15

de tejidos de C. gigas con células de Perkinsus sp. características por su forma esférica y

su color negra-azulada (OIE, 2009). ........................................................................................... 72

Figura 16. Carga parasitaria de Perkinsus sp en C. gigas cultivado durante los 13 meses

en El Colorado, Ahome, Sinaloa. ................................................................................................. 73

Figura 17. Carga parasitaria de Perkinsus sp. en C. gigas cultivado durante los 13 meses

en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa. ........................................................................................ 74

Figura 18. Variación de la prevalencia de la infección por Perkinsus sp. durante los 13

meses de cultivo de C. gigas en Ahome, Sinaloa. .................................................................... 76

Figura 19. Variación de la prevalencia de la infección por Perkinsus sp. durante los 13

meses de cultivo de C. gigas en Ahome, Sinaloa ..................................................................... 77

Figura 20. Variación estacional de triglicéridos en músculo aductor de ostión japonés C.

gigas cultivado en Ahome, Sinaloa. ............................................................................................ 78

Figura 21. Variación estacional de triglicéridos en glándula digestiva de ostión japonés C.


Figura 22. Variación estacional de triglicéridos en gónada de ostión japonés C. gigas

cultivado en Ahome, Sinaloa. ....................................................................................................... 80

Figura 23. Variación estacional de triglicéridos en músculo aductor de ostión japonés C.

gigas cultivado en Navolato, Sinaloa. ......................................................................................... 81

Figura 24. Variación estacional de triglicéridos en glándula digestiva de ostión japonés C.


Figura 25. Variación estacional de triglicéridos en gónada de ostión japonés C. gigas

cultivado en Navolato, Sinaloa. .................................................................................................... 83

Figura 26. Variación estacional de lípidos totales en músculo aductor de ostión japonés

C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa. ....................................................................................... 84

Figura 27. Variación estacional de lípidos totales en glándula digestiva de ostión japonés


Figura 28. Variación estacional de lípidos totales en gónada de ostión japonés C. gigas


Figura 29. Variación estacional de lípidos totales en músculo aductor de ostión japonés C.


Figura 30. Variación estacional de lípidos totales en glándula digestiva de ostión japonés

C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa. .................................................................................... 88

16

Figura 31. Variación estacional de lípidos totales en gónada de ostión japonés C. gigas


Figura 32. Variación estacional de proteínas en músculo aductor de ostión japonés C.


Figura 33. Variación estacional de proteínas en glándula digestiva de ostión japonés C.


Figura 34. Variación estacional de proteínas en gónada de ostión japonés C. gigas


Figura 35. Variación estacional de proteínas en músculo aductor de ostión japonés C.


Figura 36. Variación estacional de proteínas en glándula digestiva de ostión japonés C.


Figura 37. Variación estacional de proteínas en gónada de ostión japonés C. gigas


Figura 38. Variación estacional de carbohidratos en músculo aductor de ostión japonés C.


Figura 39. Variación estacional de carbohidratos en glándula digestiva de ostión japonés


Figura 40. Variación estacional de carbohidratos en gónada de ostión japonés C. gigas


Figura 41. Variación estacional de carbohidratos en músculo aductor de ostión japonés C.


Figura 42. Variación estacional de carbohidratos en glándula digestiva de ostión japonés

C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa. .................................................................................. 100

Figura 43. Variación estacional de carbohidratos en gónada de ostión japonés C. gigas

cultivado en Navolato, Sinaloa. .................................................................................................. 101

17

ÍNDICE DE CUADROS

Cuadro 1. Algunas enfermedades y parásitos de varios ostiones reportados a nivel

mundial, distribución geográfica y posible causa, en orden cronológico (Tomada y

modificada de Cáceres-Martínez y Vásquez-Yeomans, 2013). .............................................. 24

Cuadro 2. Especies de Perkinsus, sus hospederos y su distribución (Tomado y

modificado de Villalba, 2008). ...................................................................................................... 28

Cuadro 3. Índice de infección de acuerdo a la escala de Mackin) (1962). Categorías de

infección por Perkinsus marinus. Modificado por Craig et al.(1989). ..................................... 55

Cuadro 4. Parámetros fisicoquímicos y químico-biológicos monitoreados en el sistema de

cultivo ubicado en El Colorado, Ahome, Sinaloa, durante el periodo 2013- 2014 (P<0.05).

........................................................................................................................................................... 63

Cuadro 5. Parámetros fisicoquímicos y químico-biológicos monitoreados en el sistema de

cultivo ubicado en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa, durante el periodo 2013-2014

(P<0.05). .......................................................................................................................................... 64

Cuadro. Índice de infección (Escala de Mackin, 1962, modificada por Craig et al., 1989)

por Perkinsus sp. en ostión C. gigas cultivado en las zonas costeras de los Municipios de

Ahome y Navolato, Sinaloa........................................................................................................... 74

Cuadro 7. Correlaciones de Sperman (P<0.05) entre parámetros fisicoquímicos, químico-

biológicos, poblacionales, prevalencia y carga parasitaria de Perkinsus sp., y composición

bioquímica de los ostiones cultivados en Ahome. .................................................................. 103

Cuadro 8. Correlaciones de Sperman (P<0.05) entre parámetros fisicoquímicos, químico-

biológicos, poblacionales, prevalencia y carga parasitaria de Perkinsus sp., y composición

bioquímica de los ostiones cultivados en Navolato. ............................................................... 105

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RESUMEN

El ostión japonés Crassostrea gigas es la especie comercial más importante de las ostras de cultivo en el mundo. En el Noroeste de México la producción de ostión ha visto afectada por numerosas enfermedades infecciosas causando altas mortalidades, siendo Perkinsus sp. uno de los patógenos de mayor importancia. El objetivo del presente estudio fue evaluar la condición fisiológica del ostión japonés C. gigas durante un ciclo de cultivo junio 2013-junio 2014, ante eventos de infecciones de Perkinsus sp. en los municipios de Ahome y Navolato, Sinaloa. La densidad fue de 42 ostiones/canasta. Se realizaron muestreos mensuales para relacionar parámetros fisicoquímicos del agua: Temperatura, oxígeno disuelto, salinidad, pH, profundidad y transparencia, parámetros químico-biológicos: sólidos suspendidos totales, materia orgánica particulada y clorofila a, parámetros poblacionales: crecimiento, tasa de crecimiento específico, índice de condición fisiológica y supervivencia, la infección de Perkinsus sp. y análisis de triglicéridos, lípidos totales, proteínas totales y carbohidratos en músculo abductor, glándula digestiva y gónada del ostión. Se recolectaron 30 ostiones para diagnóstico de Perkinsus sp., con el método de ensayo de tejidos en Medio Fluido de Tioglicolato, la carga parasitaria para estimar la intensidad de la infección. Los cultivos de C. gigas en Ahome y Navolato, alcanzaron tallas comerciales de 80 mm, en 7 meses de cultivo. Las mayores prevalencias ocurrieron en verano, coincidiendo con las mayores temperaturas y salinidades. El patógeno Perkinsus sp. se encontró presente en C. gigas en los dos sitios a partir del segundo mes (julio) de cultivo. En general, en Ahome se presentó una prevalencia media de 55.3 % y una carga parasitaria media de 10.1 cel/g, y en Navolato una prevalencia media de 55.0 % y una carga parasitaria media de 5.3 cel/g. La prevalencia de la infección y carga parasitaria no afectaron el índice de condición fisiológica ni el contenido de los nutrientes (triglicéridos, proteínas, carbohidratos y lípidos) en ninguno de los dos sitios de cultivo. Asimismo no se presentó correlación de Perkinsus sp entre los parámetros fisicoquímicos, quimicos-biológicos, poblacionales, prevalencia, carga parasitaria y el contenido de nutrientes. Sugiriendo que C. gigas es una especie poco susceptible a la infección por el patógeno Perkinsus sp. en Ahome y Navolato, Sinaloa México.

Palabras claves: Cultivo, Crassostrea gigas, Perkinsus sp, Condición.

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ABSTRACT

The Pacific oyster Crassostrea gigas is the most important oyster cultivation in the world commercial species. In the Northwest of Mexico oyster production has been affected by numerous infectious diseases causing high mortality, with Perkinsus sp. one of the most important pathogens. The aim of this study was to evaluate the physiological condition of Pacific oyster C. gigas during crop cycle in June 2013-June 2014, when events infections Perkinsus sp. in the municipalities of Ahome and Navolato, Sinaloa. The density was 42 oysters / basket. Monthly samplings were performed to relate physicochemical water parameters: temperature, dissolved oxygen, salinity, pH, depth and transparency, chemical-biological parameters: total suspended solids, particulate organic matter and chlorophyll a, population parameters: growth, specific growth rate, index of physiological condition and survival, infection of Perkinsus sp. and analysis of triglycerides, total lipids, total protein and carbohydrates in adductor muscle, digestive gland and gonad of the oyster. Diagnostic 30 oysters harvested from Perkinsus sp., With the test method in tissue Fluid Thioglycollate Medium, parasite burden for estimating the intensity of the infection. Cultures of C. gigas in Ahome and Navolato, reached commercial size of 80 mm, in 7 months of cultivation. The highest prevalence occurred in summer, coinciding with higher temperatures and salinities. The pathogen Perkinsus sp. present in C. gigas was found in two places in the second month (July) crop. In general, in Ahome an average prevalence of 55.3% and an average worm burden of 10.1 cells / g was introduced, and in Navolato an average prevalence of 55.0% and an average worm burden of 5.3 cells / g. The prevalence of infection and parasite load did not affect the rate of physiological condition or content of nutrients (triglycerides, proteins, carbohydrates and lipids) in either culture sites. Also no correlation of Perkinsus sp arose between the physicochemical parameters, population-biological chemicals, prevalence, parasite load and nutrient content. Suggesting that C. gigas is a kind little susceptible to infection by the pathogen Perkinsus sp. and Navolato in Ahome, Sinaloa Mexico.

Keywords: culture, Crassostrea gigas, Perkinsus sp Condition.

20

I. INTRODUCCIÓN

1.1. Ostricultura

El cultivo de moluscos bivalvos es una actividad acuícola de bajo costo de

operación y de fácil desarrollo en esteros y costas. Para llevar a cabo la

ostricultura, no se requiere de infraestructura especializada o alimentación

balanceada, debido a que los organismos filtran el alimento del agua marina. De

igual manera, la producción es considerada de bajo impacto para el ambiente, y

en el caso del ostión, su alto valor nutritivo le confiere gran valor para el consumo

humano (CONAPESCA, 2008).

En 2013, la producción mundial de moluscos derivada de la pesca registró

un volumen total de 6’918,347 toneladas, mientras que la producción acuícola se

estimó en un total de 15’514,280 toneladas. De este volumen, el ostión de la

especie Crassostrea gigas contribuyó con 35,935 toneladas proveniente de la

pesca y 555,994 toneladas cosechadas por acuacultura (FAO, 2015)

1.2. Ostricultura en México

En México en el año 2013, la producción ostrícola derivada de la

acuacultura fue de 43,611 toneladas en peso vivo, cifra que coloca a nuestro país

dentro de los 10 principales países ostrícolas del mundo (FAO, 2015). Las costas

del Golfo de México concentraron la mayor producción representada por el ostión

americano C. virginica, resultado de una pesquería y un semicultivo con cosechas

de 40,000 t anuales. Mientras que en el Noroeste del país se cultiva el ostión

japonés C. gigas con 4,000 toneladas anuales. Cáceres-Martínez y Vásquez-

Yeomans, (2013) reportan que en menor grado, se producen el ostión Kumamoto

C. sikamea y el ostión nativo o de placer C. corteziensis, este último se cultiva

ocasionalmente junto con el ostión de mangle Saccostrea palmula y el ostión de

piedra C. iridescens, los cuales sostienen una pesquería regional. El estado de

21

Sinaloa contribuye con cerca de 79 toneladas anuales de C. gigas (SAGARPA,

2015).

1.3. Crassostrea gigas en México

El ostión C. gigas, es la especie comercial más importante de las ostras de

cultivo, y se encuentra en el segundo lugar entre las diez principales especies

acuáticas cultivadas de todo el mundo. Es una especie originaria del Japón que

fue introducida a más de 20 países por su alta tasa de crecimiento y tolerancia a

factores ambientales como la salinidad y la temperatura (FAO, 2015).

Este ostión se introdujo en aguas de la costa del estado de Washington

(EUA) en 1902, donde llegó a ser uno de los moluscos de mayor importancia del

Noroeste del Pacífico (Korringa, 1976). Posteriormente, a finales de 1972, fue

introducida de manera experimental en la Bahía de San Quintín en Baja California,

México (Islas-Olivares, 1975); y para principios de 1980, se introdujo en los

estados de Sonora y Sinaloa cultivándose exitosamente e iniciando así, la primera

industria de C. giga en México (Mazón-Suástegui, 1996).

1.4 Biología del ostión Crassostrea spp.

El ostión japonés pertenece al Phylum Mollusca, Clase Bivalvia, Orden

Ostreoida, Familia Ostreidae y género Crassostrea. Es ovíparo y libera sus

gametos en el agua, en donde se realiza la fecundación (Orton, 1928). Por lo

general, tienen sexos separados y son considerados como hermafroditas

protándricos, es decir, en su mayoría son machos funcionales durante su primer

desove (Barnes, 1986). Puede producir hasta 50 millones de gametos, tanto la

hembra como el macho, en un solo desove. Una vez realizada la fecundación, el

cigoto o huevo comienza a dividirse para formar el primer estadio larval, conocido

como larva trocófora (Figura 1) (Hickman, 2003).

22

Figura 1. Ciclo de vida y anatomía de Crassostrea gigas (Hickman, 2003).

La larva trocófora es de vida libre y se alimenta de sus reservas mientras

desarrolla su sistema digestivo y la formación de la concha, la cual no contiene

suficiente carbonato de calcio por lo que es casi transparente (Galtsoff, 1964).

Posteriormente, pasa al estadio de larva véliger, presentando una concha definida

secretada por el manto que cubre a todo el organismo, la cual está compuesta de

carbonato de calcio; la larva es llamada así por el velo que forma para nadar y

capturar su alimento (Kennedy et al., 1996). Posteriormente, su morfología cambia

a larva pedivéliger, que desarrolla el pie para fijarse al sustrato, dando lugar al

estadio de semilla. Finalmente, crece y se convierte en ostión adulto (Galtsoff,

1964).

23

Los órganos internos del ostión están cubiertos por el manto, el cual está

compuesto por tejido conectivo, vasos sanguíneos, fibras musculares y nervios

(Figura 1). El manto se encuentra adherido a las valvas y es el responsable de la

secreción de la concha y del ligamento, que mantiene unidas a las valvas. El

músculo aductor se encuentra unido a ambas valvas y actúa en contra de la

presión ejercida por el ligamento (Kennedy et al., 1996). El sistema digestivo está

formado por boca, esófago, estómago, glándula digestiva, intestino, recto y ano.

Las branquias se extienden desde la boca hasta la proximidad del ano y tienen

una doble función, al encargarse de la alimentación y del intercambio gaseoso en

el proceso de respiración (Kennedy et al., 1996). Presenta un sistema circulatorio

abierto, esto es, ni el suero ni los hemocitos están confinados al interior del

corazón y vasos sanguíneos, sino que también se encuentran en senos y tejidos.

Los hemocitos de los moluscos no sólo funcionan para el proceso digestivo, la

formación de la concha, el transporte de nutrientes y la excreción, sino que

además son los responsables de los mecanismos de defensa del organismo.

Estos tienen un papel fundamental en la fagocitosis, encapsulación de materiales

extraños, inflamación y reparación de daños (Cheng, 1996).

1.5 Sanidad acuícola y enfermedades en moluscos bivalvos

No obstante la creciente producción ostrícola registrada en las últimas

décadas, la producción mundial de moluscos se ha visto afectada por varias

enfermedades ocasionando un impacto negativo sobre el desarrollo económico y

socioeconómico de muchos países productores (OIE, 2006). La dinámica de libre

comercio actual y la búsqueda de nuevas alternativas para producir alimentos y

generar desarrollo económico y social a corto plazo, exigen la realización de

registros sanitarios esenciales en los animales y sus procesos de producción que,

de no considerarse en su justo contexto, pueden hacer fracasar los cultivos de

moluscos (Cáceres-Martínez et al. 2008). Además, la diversificación de los

cultivos, el aumento en la demanda y la globalización de la producción, han

acentuado los riesgos de dispersión de agentes patógenos que en algunos casos,

se han convertido en una restricción primaria para el desarrollo y la sustentabilidad

24

del cultivo de moluscos. La transferencia de agentes infecciosos vía transporte de

moluscos vivos o transfaunación, ha sido la principal causa de brotes de

enfermedades y epizootias (Cáceres-Martínez et al. 2008).

1.5.1 Principales enfermedades en moluscos bivalvos

Los microorganismos Perkinsus marinus, P. olseni, Haplosporidium nelsoni,

Marteilia refringens, Bonamia exitiosa, B. ostreae, Mikrocytos mackini, (Cáceres-

Martínez et al. 2008) y virus de tipo herpes (cuadro 1) (Farley, 1976; Farley, 1978;

Bower, 2001; Cáceres-Martínez y Vásquez-Yeomans, 2013), se encuentran entre

los agentes patógenos que mayor impacto han causado en el desarrollo de la

ostricultura y pesquerías de moluscos al ocasionar importantes pérdidas

económicas por disminución en la tasa de crecimiento y mortalidades. Por esta

razón, estos causantes de enfermedades se encuentran sujetos a declaración

obligatoria por la Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE, 2015) en la

producción de moluscos.

Cuadro 1. Algunas enfermedades y parásitos de varios ostiones reportados a nivel mundial, distribución geográfica y posible causa, en orden cronológico (Tomada y modificada de Cáceres-Martínez y Vásquez-Yeomans, 2013).

Hospedero Área

geográfica

Causa de la

mortalidad

Año que se

encuentra

Autor

Crassostrea

virginica

Canadá (Golfo

de St.

Lawrence)

Enfermedad de

la Bahía de

Malpeque

1915-1933 Needler y Logie

(1947)

C. gigas Japón (Bahía

Kanasawa)

Desconocida 1915 Takeushi et al.

(1960)

Ostrea. edulis Europa (mar

Piccolo-

Taranto, Italia;

Inglaterra,

Holanda y otros

países

europeos)

Desconocida 1919-1923 Cerruti (1941),

Orton (1937)

25


de Miura)

Desconocida 1927-1937 Ogasawara et

al. (1962)

O. edulis y

C.angulata

Europa Enfermedad de

la concha

Ostracoblabe

implexa

1930 Korringa (1947)

C. virginica Estados Unidos

(Golfo de

México)

Perkinsus

marinus

1940-presente Mackin et al.

(1950)


de Hiroshima)

Desconocida

(probablemente

infección

bacteriana)

1945-1955 Fujita et al.

(1953)

C. gigas Japón, EUA y

otros países del

mundo

Mortalidad de

verano

(Factores

ambientales y

fisiológicos)

1950- presente Mori (1979),

Beattie et al.

(1980) Perdue

et al. (1981)

C. virginica EUA (costa del

Atlántico)

Haplosporidium

nelsoni, H.

costale

1957- presente Mackin (1960)

C.gigas Japón (Bahía

Matsushima)

Desconocida

(probablemente

factores

ambientales y

fisiológicos)

1961 Tamate et al.

(1965)

C. gigas EUA (costa del

Pacífico)

Desconocida

(probablemente

infección

bacteriana)

1963-1969 Sinderman y

Rosenfield

(1967)

C. angulata y C.

gigas

Francia Enfermedad de

las branquias

Iridovirus

1967-1977 Marteil (1969),

Comps (1969)

O. edulis Europa Marteilia

refrigens

1967- presente Comps (1970),

Herrbach

(1971), Bonami

et al. (1977)

26

Saccostrea commercialis

Australia

Marteilia sydneyi

1968- presente

Wolf (1972), Perkins y Wolf (1976)

C. gigas

Francia

Infección hemocítica viral, Iridovirus

1977

Comps y Bonami (1977)

O. edulis

Europa

Bonamia ostreae

1979- presente

Comps et al. (1980)

C. gigas

Francia

Herpesvirus-semilla

1992- presente

Hine et al. (1992), Nicolas et al. (1992)

C. gigas

EUA

Desconocida

1993

Friedman et al. (1997), Cherr y Friedman (1998)

C. gigas

Francia

Herpesvirus-semilla

1998-2006

García et al. (2011)

C. gigas

México

Herpesvirus del ostión

2000

Vásquez-Yeomans et al. (2004)

C. gigas

Francia

Vibrio splendidus- Mortalidades de verano en juveniles

2001

Lacoste et al. (2001)

C. gigas

EUA

Mortalidad de verano y herpesvirus del

2002-2003 Friedman et al. (2005)

27

ostión

C. gigas EUA


2003

Burge et al. (2006)

C. gigas

Francia


2008- presente

Segarra et al. (2010)

C. gigas

México

Mortalidad de verano

2012

Cáceres-Martínez y Vásquez-Yeomans (2013)

S. palmula México P.marinus 2012 Cáceres-

Martínez et al.,

(2012)

C. gigas México Perkinsus sp. 2013 Villanueva-

Fonseca y

Escobedo-

Bonilla, (2013)

28

1.6 Perkinsus sp.

El género Perkinsus alberga a nueve especies del Phyllum Apicomplexa,

entre ellas se encuentran P. beihaiensis, P. chesapeaki, P. honshuensis, P.

mediterraneus, P. qugwadii, P. olseni y P. marinus, siendo las últimas dos las que

mayor impacto han tenido sobre la producción de moluscos (Villalba, 2008).

P. marinus es un protozoario parásito facultativo intracelular con la

capacidad de parasitar diversas especies de moluscos bivalvos (Cuadro 2) de

importancia comercial en la pesca y cultivo (Villalba, 2008). Además, se le asocia

a episodios de mortalidad masiva en poblaciones cultivadas de C. virginica

(Aguirre-Macedo et al., 2007), C. gigas (Calvo et al., 1999), C. ariakensis (Calvo et

al., 2001), C. corteziensis (Cáceres-Martínez et al., 2008), y en las almejas M.

arenaria y M. balthica (Dungan et al., 2007).

Cuadro 2. Especies de Perkinsus, sus hospederos y su distribución (Tomado y modificado de Villalba, 2008).

Especie de Perkinsus

Hospedero natural Especies Susceptibles

Distribución

P. marinus Crassostrea virginica C. gigas, C. ariakensis C. rhizophorae, C. corteziensis

EUA, Hawaii, México, Cuba, Puerto Rico, Venezuela y Brasil

P. olseni (P. atlanticus)

Haliotis ruber Almejas: Ruditapes decussatus, R. philippinarum, Anadara trapezia, Austrovenus stutchburyi, Pitar rostrata, Protothaca jedoensis; Ostiones: C. ariakensis, C. hongkongensis; Ostras perleras: Pinctada margaritifera, P. martensii. Abulones: Haliotis laevigata, H. scalaris, H. cyclobates.

Australia, Nueva Zelanda, Korea, Japón, China, Portugal, España, Italia y Uruguay.

P. chesapeaki

Mya arenaria Macoma baltica, M. mitchelli, Mercenaria mercenaria, Tagelus

Estados Unidos

29

(P. andrewsi) plebeius, C. virginica.

P. mediterraneus Ostrea edulis España

P. qugwadi Patinopecten yessoensis

Canadá

P. honsuensis R. philippinarum

Japón

1.6.1. Ciclo de vida y transmisión

El protozoario Perkinsus sp. se multiplica dentro del hospedero en una fase

vegetativa que inicia con un trofozoito inmaduro de forma esférica. Al madurar,

aumenta de tamaño y desarrolla una vacuola excéntrica con forma de anillo que

contiene un organelo libre llamado vaculoplasto. El trofozoito maduro (10 a 20 μm)

inicia la fase de multiplicación por fisión múltiple (esquizogonia), mediante la cual

se obtienen de 8 a 32 células hijas (Soniat, 1996). Cada célula hija es llamada

trofozoito inmaduro (3 a 7 μm), los cuales permanecen juntos rodeados por una

pared, y la estructura de entre 10 a 40 µm que se forma en conjunto, es

denominada tomonte (Goggin y Lester, 1995). Posteriormente, la pared del

tomonte se rompe y libera a los trofozoitos inmaduros los cuales iniciarán un

nuevo ciclo. La rapidez con que P. marinus se desarrolla dentro de su hospedero

dependerá de la susceptibilidad del mismo, las condiciones ambientales y la

variedad del parásito (Chu, 1996). Los trofozoitos pueden ser liberados del

hospedero a través de las heces o al morir el animal, lo cual puede causar la

infección de otros ostiones al entrar en contacto con estos (Bushek et al. 2002)

(Figura 2).

30

Figura 2. Ciclo de vida de Perkinsus sp. en el interior del ostión. Trofozoito inmaduro (1 y 2), trofozoito desarrollando su vacuola (3), trofozoito maduro (4), trofozoito en

palintomía (división interna) (5, 6 y 7) (Tomado de Cáceres-Martínez, 2002).

Otra fase en el desarrollo de P. marinus es la de vida libre, ya que tiene la

capacidad de sobrevivir fuera de su hospedero en un estado de resistencia

denominado hipnospora. La hipnospora se forma a partir de que el trofozoito

aumenta de tamaño, pierde el vaculoplasto y desarrolla una pared gruesa

alcanzando un tamaño de entre 40 y 150 μm. Este desarrollo se ha observado in

vitro, cuando se incubaron tejidos infectados de los hospederos en medio de

tioglicolato (Ray, 1952). En agua de mar, la hipnospora empieza a dividirse por

ciclos de cariocinesis y citocinesis, aunque también puede mantenerse inactiva por

largos periodos con la capacidad de esporular (Casas et al. 2002). La hipnospora

desarrolla un poro con un tubo de descarga, mientras se produce la división o

palintomía para formar numerosas zoosporas, las cuales son uninucleadas, con

diversas vacuolas en el citoplasma y móviles, debido a la presencia de dos

flagelos laterales (Perkins y Menzel, 1966; Casas et al. 2002). Se ha estimado que

se producen alrededor de 1,000 a 2,000 zoosporas por cada hipnospora, siendo

liberadas al ambiente cuando el poro de descarga se abre (Figura 3) (Perkins,

31

1976). Las zoosporas pueden infectar a nuevos ostiones, encontrándose en los

tejidos de branquia, manto o intestino. Presumiblemente, las zoosporas pierden

sus flagelos y complejo apical, convirtiéndose en trofozoitos inmaduros una vez

que entran al hospedero (Perkins, 1996).

Figura 3. Ciclo de vida de Perkinsus sp. en vida libre. Trofozoito libre (1), trofozoito sin vaculoplasto (2), trofozoito con el tubo de descarga (3), trofozoito en palintomia (esporulación) (4-6), esporas libres (7) (Tomado de Cáceres-Martínez, 2002).

La transmisión de Perkinsus sp. entre huéspedes es directa (horizontal), de

hospedero a hospedero, y todas las etapas de vida del parasito son infecciosas

(Andrews, 1996). La proximidad de los ostiones infectados con los no infectados

juega un papel importante en la diseminación de la enfermedad (Andrews y Ray,

1988). Por esta razón, el potencial de una epizootia está estrechamente

relacionado con la distancia de las diferentes poblaciones a la fuente de infección,

patrón de corrientes, mareas, batimetría, etc. También la dispersión del patógeno

se puede dar por la acción de los animales carroñeros que consumen a los

ostiones moribundos (Andrews y Ray, 1988) desconociéndose qué tanto puede

transportar al parásito a través del océano. Como ejemplo están los peces

Gobiosoma bosci, Chasmodes bosquianus y Opsanus tau, en los cuales el

parásito sobrevive dentro del tracto digestivo. Los cangrejos Neopanope texana y

32

Rithropanopeus harrisii lo pueden mantener en la superficie de su exoesqueleto

(Hoese, 1962), y el ectoparásito Boonea impressa lo succiona de los fluidos de

ostiones infectados, pudiéndolo propagar cuando este se alimenta de ostiones

sanos (White et al. 1987).

1.6.2. Infección y condición fisiológica

Las especies de Perkinsus sp. deben superar barreras tanto físicas como

químicas que el hospedero posee para protección de sus tejidos (Chintala et al.

2002). Aunque no está bien comprendido como es que las células de P. marinus

evaden los primeros mecanismos de defensa del ostión, una vez establecido en

éste, el parásito empieza a multiplicarse y colonizar nuevos órganos (Villalba et al.

2004). En C. virginica, la infección provoca infiltración hemocitaria en el tejido

donde el parásito se encuentra presente y los hemocitos fagocitan activamente las

células invasoras. Sin embargo, estas últimas no son destruidas, sino por el

contrario, se multiplicarán dentro del hemocito hasta causar su ruptura (La Peyre

et al. 1995). En este sentido, una infección severa está caracterizada por una

infiltración hemocitaria masiva en los epitelios del intestino, tejido conectivo, manto

y branquia, con células del parásito tanto dentro de los hemocitos como fuera de

éstos de forma libre, lo que finalmente conlleva a la destrucción y pérdida de la

estructura normal del tejido así como a la disfunción de órganos (Mackin, 1951; La

Peyre et al. 1995).

Los ostiones de talla comercial con infecciones avanzadas pueden mostrar una

apariencia de palidez en el manto y glándula digestiva, disminución del índice de

condición debido al severo adelgazamiento, débil cierre de las valvas, contracción

del manto, pobre desarrollo gonadal y disminución de crecimiento (Cáceres-

Martínez, 2002). Consecuentemente, puede haber disminución en las reservas de

energía como respuesta de una mayor actividad en el sistema celular de defensa

(hemocitos) como respuesta inmunitaria a patógenos (Chu et al., 1993; Anderson

et al., 1995), Además, se ha encontrado que cualquier cambio en las condiciones

ambientales puede provocar estrés fisiológico inducido por condiciones

33

ambientales adversas como las bajas de oxígeno disuelto, contaminación, cargas

de sedimentos, nutrientes, entre otros, que influyen en las interacciones

hospedero-parásito, repercutiendo en la sobrevivencia, tasa de crecimiento,

condición del tejido, haciéndolos más susceptibles a los patógenos (Shumway,

1996; Ríos-Quintal et al. 2010).

1.6.3. Métodos de diagnóstico y control de la enfermedad

Existen diferentes métodos de diagnósticos para detectar y vigilar la

infección por Perkinsus sp., entre ellos, la realización de análisis histopatológicos

que ayudan a observar la morfología y localización del patógeno; cultivos de

tejidos en Medio Fluído de Tioglicolato (FTM) líquido de Ray que provoca el

crecimiento de las células facilitando su identificación al microscopio; y técnicas

moleculares como la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) que permite la

identificación a nivel de DNA el agente etiológico. De estos métodos, el cultivo en

FTM es considerado como el estándar en la detección por su alta sensibilidad, ya

que permite crecer casi todas las células de las especies de Perkinsus que se

conocen, además de ser barato y fácilmente reproducible (OIE, 2006).

Se han probado varias técnicas en la producción de semilla ostrícola para

la prevención y control de Perkinsus sp., por ejemplo, se ha observado que la

desecación, cloración y luz ultravioleta inactivan las células del patógeno (Bushek

et al., 1997; Bushek y Howell 2000). La exposición a los compuestos

desinfectantes de N-halamina causan la muerte de las células de Perkinsus sp.,

sin afectar a las larvas de los ostiones (Delaney et al., 2003). La quimioterapias

(Calvo y Burreson, 1994), bacitracina, cicloheximida o agua dulce en organismos

portadores reduce la infección, pero no elimina la presencia de Perkinsus sp.

(Calvo y Burreson, 1994; Faisal et al., 1999; La Peyre et al., 2003). Estos

tratamientos pueden ser relevantes en la acuicultura pero no son prácticos para el

entorno natural (OIE, 2015). Otras alternativas son la producción de especies de

rápido crecimiento y resistentes a la infección, además de las buenas prácticas de

34

manejo, donde se han observado beneficios en los cultivos extensivos en por

ejemplo, áreas con salinidades inferiores a 12 ups (OIE, 2009).

1.6.4. Introducción en México

En México, el primer registro de la presencia de P. marinus se obtuvo para

C. virginica en 1994, en las costas del Golfo de México, en el estado de Tabasco

(Burreson et al.,1994). Mientras que en Pacifico Mexicano, P. marinus se registra

por primera vez en el 2006 en una nueva especie hospedera, C. corteziensis,

mediante un monitoreo sanitario en dos lagunas costeras del Estado de Nayarit

(Cáceres-Martínez et al., 2008).

La presencia de P. marinus en el Pacífico Mexicano es el resultado de una

transfaunación debido al movimiento de C. virginica del Golfo de México al Golfo

de California, lo cual se apoya con los registros de introducciones de ostiones de

la costa Este -áreas endémicas de P. marinus-, a la costa Oeste del territorio

mexicano. Una de estas introducciones fue alrededor de los años 80´s, con la

comercialización de ejemplares de C. virginica provenientes del Estado de

Veracruz, hacia Boca de Camichín, en el Estado de Nayarit. Los ostiones se

distribuyeron en locales comerciales a pie de playa colocándoseles dentro del

agua para su mantenimiento. Los organismos muertos, así como los desechos de

aquellos que se consumieron por los habitantes de esa área, se arrojaron en la

zona (Parra-Laca, 2010). Se sugiere que estas prácticas dispersaron al parásito

que infectó a hospederos susceptibles. Este tipo de movilizaciones son comunes

entre comerciantes y aparentemente han ocurrido a lo largo del tiempo (Cáceres-

Martínez et al., 2008). El segundo registro fue en el año 2005, al introducir un lote

de C. virginica de las costas de Luisiana, EUA, hacia la Bahía de San Jorge, en

Sonora. En este caso, productores de Luisiana, con el fin de evitar la pérdida total

de su producción, enviaron a Sonora reservas de ejemplares de ostiones que

habían sobrevivido al huracán Katrina (Parra-Laca, 2010).

35

36

II. ANTECEDENTES

2.1. Estudios nacionales sobre cultivos

En México, C. gigas se introdujo en la Bahía de San Quintín, Baja

California, con fines de cultivo entre 1972-73. El método de cultivo empleado fue el

de sartas suspendidas en balsas. Paralelamente, se realizaron estudios

hidrológicos de la zona para constatar las condiciones favorables para su cultivo,

con los que se concluyó que la temperatura y salinidad del agua, así como el

aporte de nutrientes por las corrientes de surgencias ocurridas en la zona, hacían

del litoral Oeste de la península de Baja California un lugar muy favorable para el

cultivo de la especie. Se obtuvieron resultados satisfactorios debido a que el ostión

alcanzó la talla comercial en la mitad de tiempo requerido en Europa, Japón y

Estados Unidos (Islas-Olivares, 1975; Rangel-Dávalos, 1990).

Castillo-Duran et al. (2010) reportaron diferencias en el crecimiento de C.

gigas y C. corteziensis cultivados en Las Guásimas, Sonora, México durante el

verano y el invierno. En dicho estudio, se, establecieron tres estaciones de

muestreo para determinar las variaciones de temperatura, salinidad, clorofila a

(Clo-a), oxígeno y pH, obteniendo como resultados una mayor tasa de crecimiento

durante el invierno para ambas especies y una mortalidad mayor en verano,

aunque las diferencias entre estaciones resultaron significativas sólo para C.

gigas. Mientras que la disponibilidad de alimento no fue limitante en ninguna

temporada, las diferencias en crecimiento y supervivencia, estuvieron relacionadas

con la temperatura, la cual varió entre 32.7ºC en verano y 12.7ºC en invierno. Las

bajas temperaturas resultaron propicias para C. gigas, ya que mayores gradientes

parecen causarle estrés fisiológico; por otro lado, C. corteziensis mostró la

capacidad de adaptar sus funciones metabólicas a los cambios de temperatura sin

mostrar variaciones en su crecimiento ni condición durante temporadas extremas.

Los resultados sugirieron que el otoño es propicio para iniciar el cultivo de C.

gigas, mientras que C. corteziensis se puede cultivar todo el año.

37

Camacho-Evans (2008) evaluó el crecimiento y la supervivencia de C. gigas

con relación a los parámetros físico-químicos y biológicos presentes en la

ensenada La Palmita, Navolato, Sinaloa, México, localidad donde el ostión

presentó un crecimiento promedio de 1.52 cm/mes. La temperatura del agua se

mantuvo entre 27-31°C, la temperatura ambiente entre los 29-34.33°C, la salinidad

presentó una variación entre 32.66–36 ups, el oxígeno disuelto fluctuó entre los

5.44-6.29 mg L-1 y el pH se mantuvo entre los 8.96-7.90 upH. La transparencia del

agua fue de 1.30-1.0 m, la profundidad entre 4.46-2.05 m, los silicatos (SiO2) de

11.13-26.97 µM, el nitrógeno inorgánico disuelto (NID) de 0-23 µM, la Clo-a de

3.32-2.05 mg m-3. Los resultados de crecimiento y supervivencia permitieron inferir

que es biológicamente factible el cultivo de ostión en esta laguna. Con esta misma

especie, Villanueva-Fonseca (2011) evaluó el efecto de la densidad de siembra y

los factores ambientales en la península de Lucernilla, Navolato, Sinaloa. En dicho

trabajo, se utilizó el método de Long-line y las semillas fueron sembradas en

canastas Nestier a tres diferentes densidades (14, 28 y 42 organismos por

canasta). Se encontró que la densidad de siembra de 42 organismos por canasta

obtuvo el mejor crecimiento, con una talla de 118.33 mm de largo y un peso de

146.38 g, en 12 meses; mientras que de los factores ambientales como la

temperatura y la salinidad fueron los que más influyeron en su crecimiento.

2.2. Estudios internacionales sobre Perkinsus sp.

Almeida et al. (1999) evaluaron la sensibilidad de los métodos de histología

y carga parasitaria (FTM) en la intensidad de la infección de Perkinsus sp. en 60,

44 y 60 almejas Ruditapes decussatus procedentes de Portugal, Francia e Irlanda

respectivamente. En las almejas de Portugal, la prevalencia de Perkinsus

mediante histología fue del 28 %, mientras que mediante la carga parasitaria, la

prevalencia fue del 95 %. En las almejas de Francia e Irlanda, mediante histología

no se detectó células de Perkinsus sp., mientras que la carga parasitaria detectó

prevalencias del 30 % en Francia y 5 % en almejas de Irlanda. La carga parasitaria

en complementación con FTM es más sensible que la técnica de histología, en

38

especial cuando las infecciones por Perkinsus sp. son tempranas o de baja

intensidad.

Yarnall et al. (2000) evaluaron la eficacia e intensidad de la infección de P.

marinus inducida en C. virginica mediante FTM, la escala de Mackin (1962), la

carga parasitaria (No. células/ gramos de tejido) y PCR en branquia y manto. El

análisis con PCR detectó infección de P. marinus en 24 de 25 ostras, mientras que

la carga parasitaria arrojó valores desde 14 hasta 38´725,490 células por gramo

de tejido. El ensayo de tejido FTM registró sólo 19 infecciones, las cuales fueron

consideradas como moderadas.

Leite et al. (2004) caracterizaron la prevalencia e intensidad de la infección

de Perkinsus atlanticus en 1700 almejas Ruditapes decussatus. Se recogió

muestra de cinco sitios diferentes de la costa Portuguesa y una de España. El

nivel de infección se avaluó por el método de FTM usando el ensayo de la carga

parasitaria. Se encontró presente Perkinsus sp. en todos los sitios de muestreo

con diferentes intensidades. Se encontró una clara correlación entre el índice de

condición fisiológica (ICF) y la intensidad de la infección en primavera, cuando el

ICF se encontró bajo y la intensidad de la infección fue alta.

2.3. Estudios nacionales sobre Perkinsus sp.

El primer registro de P. marinus en México se documentó en 1994 para C.

virginica en las costas del Golfo de México, específicamente en el estado de

Tabasco (Burreson et al. 1994), y en 2006, P. marinus fue detectado por primera

vez en el Pacífico mexicano en C. corteziensis como resultado de un monitoreo

sanitario en dos lagunas costeras del Estado de Nayarit (Cáceres-Martínez et al.,

2008). Un año más tarde, se registró en el mismo hospedero en la Bahía San

Jorge, Sonora (Navarro-Barrera, 2011).

Parra-Laca (2010) sugiere que la presencia de P. marinus en el Pacífico

Mexicano es resultado de una transfaunación debido al movimiento de C. virginica

39

desde el golfo de México. Esto se apoya con los registros de dos introducciones

de organismos de la costa Este -áreas endémicas de P. marinus-, a la costa Oeste

de México.

Aguirre-Macedo et al. (2007) analizaron ostiones de 11 localidades a lo

largo del Golfo de México, en los estados de Tamaulipas, Veracruz, Tabasco y

Campeche. Las muestras se obtuvieron durante la estación seca (octubre-abril) y

la lluviosa (mayo-septiembre). Se cultivó tejido de branquia, manto y recto en FTM,

a temperatura ambiente durante 5 días, el tejido fue teñido con lugol y observado

en un microscopio compuesto. P. marinus estuvo presente en 9 de las 11

localidades. En general, la prevalencia de P. marinus fue baja en las temporadas

muestreadas (<50%). De acuerdo a escala relativa de Mackin (1962), la intensidad

de infección se consideró baja en la mayoría de los casos.

Ríos-Quintal et al. (2010) determinaron la prevalencia de P. marinus en C.

virginica en las costas de Veracruz durante un ciclo anual de muestreos, utilizando

la técnica de FTM. Dicho trabajo resultó en una prevalencia del 89.8% en 360

ostiones muestreados, principalmente en los meses de julio a agosto, y octubre a

diciembre. La intensidad de la infección fue alta en la mayoría de los organismos,

lo cual fue relacionado con la temperatura del agua (26.3 ±4.2ºC) y la salinidad

(19.85±9 ‰). Se concluyó que estos parámetros son los dos principales factores

ambientales que afectan la susceptibilidad, el grado infectivo y transmisión de P.

marinus.

Navarro-Barrera (2011) detectó P. marinus en C. corteziensis del estado de

Nayarit al tomar muestras en 6 localidades de 5 lagunas costeras, en

comunidades naturales y de cultivo. Recolectó 120 ostiones por localidad para ser

analizados en fresco, tomando tejido de branquia, manto y recto para su cultivo en

el FTM; adicionalmente, complementó el estudio con PCR e histología para

identificar al parásito. P. marinus se encontró presente en todas las lagunas

estudiadas del estado de Nayarit, mostrando una prevalencia del 4.16% al

40

69.16%, mientras que su intensidad fue de ligera a severa. Los valores más altos

de prevalencia e intensidad se registraron en las poblaciones de cultivo y fueron

de 50 y 69.16%. La técnica más efectiva para el diagnóstico de P. marinus fue la

histología con un 90.10% de efectividad.

Cáceres-Martínez et al. (2012) reportaron por primera vez la presencia de

P. marinus en ostión de mangle Saccostrea palmula en costas de Sinaloa, en

muestras tomadas entre octubre-noviembre de 2010, en poblaciones del Puerto de

Topolobampo, La Bocanita, La Reforma y Cospita. Se analizaron muestras de

tejido de manto, recto y branquias para análisis de PCR, FTM y análisis

histológico. Los exámenes de tejidos frescos no mostraron signos graves de

infección en ninguno de los sitios. La incubación de los tejidos en FTM mostró que

las ostras de las cuatro localidades fueron infectados por una especie de

Perkinsus sp. Su prevalencia fue de 13.3% en Topolobampo, 6.7% en La

Bocanita, 13.3% en La Reforma y 20% en Cospita. El análisis histológico de las

ostras muestreadas reveló infecciones moderadas con etapas de parásitos en el

epitelio de algunas áreas del intestino y en los tejidos conectivos, con infiltración

sistémica focal de hemocitos producidos en respuesta por el anfitrión. Las células

observadas fueron generalmente pequeñas (<5 µ). Tres muestras positivas por

FTM y la histología de Perkinsus sp. fueron utilizados para el análisis específico de

la especie P. marinus por medio de PCR usando los iniciadores que amplifican la

región NTS que dan un fragmento de 307 pares de bases, lo que indicó presencia

de esta especie en particular.

En lo que respecta a estudios regionales sobre Perkinsus sp. Villanueva-

Fonseca y Escobedo-Bonilla, (2013), evaluaron la presencia de Perkinsus sp. en

390 organismos de C. gigas cultivados en el estero La Pitahaya, Guasave,

Sinaloa, durante 13 meses a densidades de 28 y 42 ostiones por canastas.. Con el

uso de FTM y PCR, obtuvieron la mayor prevalencia de Perkinsus sp. entre julio

(16.6%), octubre (23.3%) y diciembre (20%) de 2011, aumentando en marzo y

abril de 2012, hasta 26% y 40%, respectivamente. Las muestras positivas de FTM

41

con mayor grado de infección fueron utilizadas para realizar el análisis de PCR, de

la cual se determinó la presencia del género Perkinsus sp. No encontraron

correlación significativa entre la prevalencia del patógeno con los parámetros

ambientales.

Rubio-Zepeda (2013) analizó 120 organismos del callo de hacha Atrina

maura, cultivado en sistema en parques durante cuatro estaciones anuales en el

estero La Piedra, Guasave, Sinaloa., Perkinsus sp. fue detectado con FTM y PCR

y la prevalencia total fue de 65.83%. La carga parasitaria promedio fue de

1,032.62 células por gramo de tejido. La infección mostró correlación negativa no

significativa entre la intensidad de la infección y el desarrollo gonadal, pero no se

correlacionó con los parámetros ambientales.

2.4. Estudios internacionales sobre bioquímica

Barber et al., (1988) analizaron la composición bioquímica de los tejidos de

Crassostrea virginica de la bahía de Delaware (EE.UU.), en función de la

intensidad y duración de la infección por el endoparásito Haplosporidium nelsoni.

El contenido de lípidos, glucógeno y proteínas (mg g‾¹) disminuyeron con el

aumento de la intensidad y duración de la infección de H. nelsoni. Las reducciones

en glucógeno y proteínas fueron significativa (P<0.05). El glucógeno fue el

nutriente más rápido en consumirse para satisfacer la carga energética

demandada por el patógeno.

Kesarcodi-Watson et al. (2001) determinaron la concentración y distribución

de energía en los alimentos entre los componentes del cuerpo de ostiones

juveniles y adultos de S. commercialis diploides y triploides, alimentados con

Spongiococcum excentricum a diferentes concentraciones, en una localidad de

Australia. Los ostiones triploides crecieron más mientras que el costo energético

de la respiración y la excreción fue significativamente mayor para las ostras

diploides adultos en baja concentración de alimento. Sin embargo, los triploides

tuvieron menos capacidad para filtrar altas concentraciones de alimento que los

42

diploides. Los triploides desarrollaron concha de mayor peso en comparación con

diploides de la misma longitud. El ciclo reproductivo en triploides no disminuyó los

niveles de energía del tejido blando, en cambio, los diploides gastaron más

nutrientes después del episodio reproductivo.

2.5. Estudios nacionales sobre análisis bioquímicos

García-Esquivel et al. (2001) realizaron cuatro ensayos en estanques

utilizando larvas pedivéliger de C. gigas. El primer día se obtuvieron mediciones

de la tasa fisiológica, crecimiento, mortalidad y bioquímica a un grupo, y al resto

se les adicionó ácido ascórbico y epinefrina, con el objetivo de aumentar los

asentamientos y el éxito metamórfico. Los resultados mostraron que el crecimiento

no fue afectado por los químicos adicionados, pero la concentración de las

proteínas disminuyó durante las primeras 11 horas (de 417 a 321 µg/mg) y

después se presentó de manera irregular. El contenido de lípidos disminuyó

durante la metamorfosis y se mantuvo constante a partir de entonces, mientras

que los hidratos de carbono se acumularon de forma continua de 20-30 µg/mg.

Rodríguez-Jaramillo et al. (2008) describieron la histología e histoquímica

cuantitativa y cualitativa de C. corteziensis provenientes de una laguna costera en

el noroeste de México. Los organismos mostraron una tendencia a acumular

lípidos en el tejido gonadal con la maduración sexual, mostrando una correlación

inversa con los carbohidratos en las gónadas y en el tejido vesicular,

principalmente en las hembras. No se encontraron diferencias en los lípidos o

carbohidratos contenidos en la glándula digestiva. Observaron una correlación

negativa entre contenido de Clo-a y el crecimiento de las gónadas de los machos y

las hembras. La maduración se produjo a temperaturas superiores a 20 ºC, y el

desove cuando la temperatura fue mayor a 27 ºC.

Con base a los antecedentes anteriormente mencionados, los análisis

bioquímicos permiten conocer las rutas de almacenamiento de nutrientes en los

distintos tejidos que componen a los ostiones, como medida de respuesta

43

fisiológica ante la influencia de factores ambientales (Romo-Piñeda, 2010) y

eventos de patógenos (Barber et al., 1988).

44

III. JUSTIFICACIÓN

El ostión japonés C. gigas es la especie comercial más importante de ostras

de cultivo a nivel mundial (FAO, 2015). Se introdujo en México con gran éxito

desarrollándose su cultivo principalmente en los Estados de Baja California, Baja

California Sur, Sonora, Sinaloa y Nayarit (Mazón-Suástegui, 1996) gracias a su

alta tasa de crecimiento, alta tolerancia a la temperatura y salinidad, así como a su

gran aceptación en el mercado nacional e internacional (Shpigel y Blaylock, 1991).

No obstante, a pesar de que México es un país muy importante en producción

ostrícola, no existen estudios realizados sobre la condición fisiológica de ostiones

en condiciones de cultivo ante eventos de infección por patógenos.

Debido a las múltiples detecciones del patógeno P. marinus en C. virginica,

C. cortesiensis, S. palmula y C. gigas en costas mexicanas (Golfo de México y

Golfo de California) y su asociación a mortalidades masivas, se requiere estudiar

la condición fisiológica de C. gigas bajo condiciones de cultivo en el Estado de

Sinaloa, para proponer estrategias de producción oportunas que brinden la

posibilidad de implementar nuevas medidas y técnicas para su control, con la

finalidad de evitar afectaciones en la industria ostrícola de Sinaloa.

45

IV. HIPÓTESIS

La condición fisiológica del ostión japonés C. gigas cultivado en dos

localidades de Sinaloa estará afectada por el protozoario Perkinsus sp.,

disminuyendo su desempeño en cultivo; y la incidencia del patógeno se

relacionará con los parámetros ambientales.

V. OBJETIVOS

5.1. Objetivo General

Evaluar la condición fisiológica del ostión japonés C. gigas durante un ciclo de

cultivo, ante eventos de infección causados por el protozoario Perkinsus sp. en El

Colorado, Ahome y Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa.

46

5.2. Objetivos Específicos

• Estudiar la relación de los parámetros biológicos (crecimiento, tasa de

crecimiento específica, índice de condición fisiológica y supervivencia) y

químico-biológicos (sólidos suspendidos totales, SST; materia orgánica

particulada, MOP; y clorofila a, Clo-a) con los eventos de infección

provocada por el protozoario Perkinsus sp. en C. gigas durante un ciclo de

cultivo en dos localidades de Sinaloa,

• Identificar la presencia del protozoario Perkinsus sp. con FTM en C. gigas y

su relación con los parámetros fisicoquímicos (temperatura del agua,

salinidad, oxígeno disuelto, pH, profundidad, transparencia) durante el ciclo

de cultivo en dos localidades de Sinaloa.

• Evaluar el efecto de la infección provocada por Perkinsus sp. en la

composición bioquímica (triglicéridos, lípidos, proteínas, y carbohidratos) de

músculo, glándula digestiva y gónada de C. gigas cultivado en dos

localidades de Sinaloa.

47

VI. MATERIAL Y MÉTODOS

6.1 Área de estudio

El cultivo de C. gigas se realizó en dos localidades de Sinaloa: El Colorado,

en el Municipio de Ahome, y Las Aguamitas, en el Municipio de Navolato. La

laguna El Colorado es un cuerpo de agua somero de 146 km² aproximadamente,

con aportes del río Fuerte y los drenes agrícolas Colorado y Pascola (Díez y

Ramírez, 1976). Se localiza en el norte del estado de Sinaloa entre las

coordenadas 25° 39ý 25° 47´de latitud norte, y 109° 16ý 109° 24´ longitud oeste.

Es un cuerpo de agua semicerrado al oeste por la presencia de la isla Lechuguilla

al Oeste. Presenta una conexión al mar por el Suroeste, circundada por una gran

cantidad de esteros y manglar (Diarte-Plata, 2007). En el sitio predomina el clima

tipo árido (Cárdenas-Gàmez, 2007). La laguna cuenta con una boca de

aproximadamente 2.57 Km de longitud. Muy cerca del centro de la boca se

encuentra un área muy somera de 700 m de largo aproximadamente, en la que al

bajar la marea, llega a tener una profundidad menor a 2 m. De la boca se

extienden dos canales pequeños que se ramifican a los lados y al centro con

profundidad descendente al interior de la laguna. La isla Santa María sirve de

división entre la Laguna El Colorado y la Laguna Santa María-Ahome (Bahía

Lechuguilla). Entre El Colorado y Santa María-Ahome, se encuentra un pequeño

canal o estero que las comunica y es navegable durante la pleamar, pero en

bajamar no es navegable, el cual es conocido como el canal de la ―Z‖ o esterito la

―Z‖ (Figura 4).

Las Aguamitas, Navolato, se localiza en la parte central del estado de

Sinaloa (Noroeste de México), en la Bahía de Altata, entre los 107° 30ý los 107°

58’ de longitud oeste y los 24° 20ý 24° 40´de latitud (supongo que es este) este .

Tiene 8,800 ha de superficie, 27 km de longitud y 5 km máximo de ancho, con

valor promedio de 2 km (¿promedio de qué?) y una profundidad promedio de 5 m.

Posee una plataforma de barrera interna y se comunica con el mar por medio de

una boca central con el Océano Pacífico. Al este, se conecta con el estero

48

Lucernilla y la costa. Su principal afluente es el río Culiacán. El clima

predominante es cálido, subhúmedo (aquí está bien, no hay iniciales de A-II, etc.)

con lluvias en verano, precipitación media anual de 716 mm y temperatura 25°C

(Secretaría de Agricultura y Recursos Hidráulicos, 1979). Fisiográficamente, el

cuerpo lagunar principal es de forma alargada y relativamente estrecha, con su eje

mayor paralelo a la costa. Con una extensión aproximada de 360 km², es una

laguna somera (profundidad inferior a 8 m) que se comunica al mar a través de

dos bocas, una permanente y otra temporalmente abierta (INEGI, 1987). La

cuenca de drenaje tiene una superficie de 17,195 km², con un escurrimiento

promedio de 3,276.2 millones de metros cúbicos por año. El río Culiacán

desemboca en el sistema lagunar en su porción central, muy cerca de la boca

principal (INEGI, 1987)(Figura 4).

Figura 4. Localización geográfica de El Colorado, Municipio de Ahome y Las Aguamitas, Municipio de Navolato, Sinaloa, sitios de cultivo del ostión C. gigas.

49

6.2 Construcción del sistema de cultivo

El sistema de línea suspendida o ―Long-line‖ consiste en una o dos líneas

de longitud variable de cabo de polietileno suspendidas en los extremos mediante

flotadores o boyas, los cuales se fijan al fondo con ―muertos‖ de concreto. A estas

líneas se sujetan canastas construidas de polipropileno rígido con dimensiones de

50 X 50 X 10 cm. Se instalan colocando una sobre otra formando módulos de 5 o

más canastas, a los cuales se les fija un flotador en la parte superior y se colocan

a una distancia de 20 a 50 cm entre cada módulo (Figura 5) (Villanueva-Fonseca,

2007).

Figura 5. Sistema de cultivo ostrícola Línea suspendida o ―Long line‖. (Villanueva-Fonseca, 2007).

6.3 Obtención de semillas

Para la realización de los cultivos se utilizaron 3,000 ostrillas (longitud y

peso promedio inicial con media y desviación estándar) para cada sitio, obtenidas

del Centro de Reproducción de Especies Marinas del Estado de Sonora

(CREMES). Las semillas fueron transportadas en una caja de corcho de 20 x 20

cm, en seco y frío hasta cada sitio de cultivo.

50

6.4 Desarrollo del cultivo

La siembra se realizó en el mes de junio de 2013. El proceso consistió en

aclimatar la semilla a las condiciones propias de temperatura y salinidad del agua

presentes en el área de estudio. Una vez aclimatadas, se formó una línea de

aproximadamente medio metro de largo (con el lote total de ostrillas), la cual fue

dividida en partes iguales para ser repartidas por separado en bolsas de malla

plástica mosquitera de 40X40 cm y con una abertura de 1 mm. Las bolsas fueron

ensambladas y amarradas a manera de módulos. Posteriormente, se utilizó una

lancha y un motor fuera de borda para poder transportar los módulos desde la

orilla y atarlos a la línea suspendida. Después del primer mes de la siembra se

llevó a cabo el primer desdoble, que consistió en una revisión del crecimiento de la

semilla que estuvo dentro de las bolsas y así seleccionar la semilla con un tamaño

mayor a los 6 mm de longitud, posteriormente, fueron transferidas a las canastas

tipo Nestier fuera de las bolsas. Las ostrillas de menor tamaño fueron regresadas

a las bolsas. La operación de criba se realizó hasta terminar con el lote total de

semillas contenido en las bolsas.

6.4.1 Limpieza y mantenimiento del cultivo

Los módulos fueron limpiados quincenalmente para evitar la presencia de

organismos que pudieran afectar a los ostiones tales como: crustáceos, peces,

algas, esponjas y otros moluscos. La limpieza consistió en retirar los módulos de

la línea madre o ―Long–line‖ y llevarlos a la orilla de la playa con la ayuda de una

lancha, para así limpiar las canastas, bolsas y ostrillas. La limpieza se realizó

utilizando cepillos y espátulas. Simultáneamente, se revisó el estado físico de los

ostiones para detectar la presencia de algunos depredadores y/o competidores, y

al mismo tiempo, se llevó a cabo la contabilidad de los organismos muertos

presentes en las canastas para determinar la mortalidad al final del cultivo.

51

6.5. Toma de parámetros físicos

Los siguientes parámetros físico-químicos se midieron mensualmente:

temperatura ambiente (termómetro Brannan 76 mm inmersión de – 20 a 10º),

temperatura del agua y oxígeno disuelto (oxímetro, YSI, 55/12 FT, Ohio 45387),

salinidad (refractómetro de precisión, Atago, S/Mill), pH (potenciómetro, Hanna, HI

8314), profundidad y transparencia (disco de Secchi).

6.6. Toma de parámetros químico-biológicos

6.6.1. Determinación de sólidos suspendidos totales (SST) y materia

orgánica particulada (MOP)

Se tomaron muestras de agua de mar mensualmente, mismas que se

transportaron en hielera al Laboratorio de Malacología del CIIDIR-IPN, Unidad

Sinaloa, para la determinación de los sólidos suspendidos totales (SST) y materia

orgánica particulada (MOP), de acuerdo a las técnicas propuestas en APHA

(1995). Se pesaron filtros Whatman GF/C nuevos y se registró como peso 1 (W1).

Con ellos se filtró la muestra de agua de mar hasta saturar los filtros. Éstos se

pusieron en un horno a 100 °C por una hora y posteriormente, se pesó obtuvo el

peso 2 (W2). Se colocaron nuevamente los filtros en una mufla a 550 °C durante

20 min, y se pesaron para obtener el peso 3 (W3) (Figura 6). La concentración de

sólidos suspendidos totales y materia orgánica particulada se determinó

realizando los siguientes cálculos:

Donde:

W1= Peso antes de filtrar la muestra W2= Peso del filtro después de introducirlo a la estufa a 100 °C durante una hora W3= Peso del filtro después de introducirlo a la mufla a 550 °C durante 20 min V= Volumen de agua filtrado 1000= Valor utilizado para convertir los mililitros a litros

SST = W1 – W2 (1000)

V MOP =

W2 – W3 (1000)

V

52

6.6.2 Determinación de clorofila (Clo-a)

Las muestras de agua para determinar clorofila a (Clo-a) fueron filtradas

utilizando filtros de fibra de vidrio Whatman (GF/F, 0.7 µm) y usando una bomba

de vacío. Al momento de realizar la filtración, se protegieron las muestras de la luz

para disminuir la actividad fotosintética, posteriormente, los filtros se guardaron en

papel aluminio y congelaron a -20 °C hasta efectuar la extracción del pigmento

con acetona al 90% durante 24 horas, (Strickland y Parsons, 1972). Se realizó la

lectura a 664 nm en un espectrofotómetro (Genesys 2, Thermo Spectronic).

6.7. Toma de parámetros poblacionales

6.7.1 Crecimiento

Se midieron mensualmente 50 organismos de cada uno de los sitios de

cultivo. Las biometrías se realizaron con un vernier digital (Mitutoyo, CD–8‖ CS)

para determinar la longitud del organismos, y se utilizó una balanza granataria

(OHAUS, Scout Pro SP 2001) para el peso húmedo total.

6.7.2. Tasa de crecimiento especifica

La tasa de crecimiento específica en peso húmedo (g) se estimó mediante

la fórmula propuesta por Ziaei-Nejad et al., (2006):

SRG= InWt – InW0 (100)

b) a) c) d)

Figura 6. a) Filtros de fibra de vidrio, b) Filtrado de muestras para sólidos suspendidos totales (SST) y materia orgánica particulada MOP), c) Horno para secado de filtros para

determinación de SST y d) Mufla para la determinación de MOP.

53

T

donde: t = periodo de cultivo en días, lnW0 = logaritmo natural del peso húmedo

(g) del ostión al inicio del periodo y lnWt = logaritmo natural del peso húmedo (g)

del ostión en el día t.

6.7.3. Índice de condición fisiológica (ICF)

Cada mes, se recolectaron 30 ostiones de cada sitio de cultivo, los cuales

se transportaron al Laboratorio de Malacología del CIIDIR-IPN, Unidad Sinaloa,

para eliminar organismos epibiontes, materia orgánica e inorgánica de su concha.

Se registró su peso húmedo total utilizando una balanza analítica (plus OHAUS

AP210) de 1/100 g de precisión. Posteriormente, fueron diseccionados para

separar el tejido blando de la concha a fin de ser secados y pesados tras

colocarlos en charolas de aluminio dentro de una estufa (Riossa EC-41) a 100 ºC,

durante 24 h. Los pesos secos de la concha y carne se registraron con una

balanza analítica (plus OHAUS AP210) de 1/100 g de precisión. El cálculo del ICF

se obtuvo con la ecuación de Chavez-Villalba et al., (2008):

ICF= Peso seco tejido blando (g)

(1000) Peso seco tejido concha (g)

6.7.4. Supervivencia

La supervivencia se registró cuantificando mensualmente el número de

organismos muertos en cada uno de los módulos hasta el término del cultivo, y

restando al total de organismos sembrados.

54

6.8 Detección del patógeno Perkinsus sp.

6.8.1 Preparación del Medio Fluido de Tioglicolato (FTM)

Cada mes, se preparó FTM para analizar 30 muestras de cada sitio de

cultivo de la siguiente manera: se agregaron 22.35 g de FTM, 21.77 g de dextrosa

y 14.46 g de NaCl en 750 ml de dH2O; posteriormente, fueron disueltos aplicando

calor y agitación para luego esterilizar el medio en autoclave (ALL AMERICAN,

mod. No. 75X) por 15 minutos. Después se adicionaron antibióticos (pemprocilina

a 500 U/ml y estreptomicina a 500 U/ml), se homogeneizo y vertió 25 ml para

cada muestra en tubos Falcon de 50 ml de capacidad y como antifúngico se

aplicó Nistatina a 400 U/ml, el cual fue suministrado directamente en el tubo

Falcón (OIE, 2009).

6.8.2. Ensayo de tejidos

Se pesó el cuerpo blando del ostión (branquia, manto, músculo aductor,

parte gonadal y digestiva) de acuerdo a Diamond (2012). Posteriormente, los

tejidos fueron macerados con una navaja de bisturí y sembrados en un tubo con

MFT. Las muestras fueron incubadas en un sitio oscuro a 22-25°C durante 4 y 7

días (OIE, 2012).

6.8.3. Carga parasitaria total

Después del ensayo con FTM, las muestras fueron centrifugadas a 1500 g

por 10 minutos, posteriormente, el tejido fue separado decantando el FTM. Se

añadió 2 M de NaOH (20 ml/g de tejido) y se incubaron a 60°C durante 2–6 horas

hasta que se digiriera el tejido. Las muestras fueron nuevamente centrifugadas a 1

500 g por 10 minutos, y se decantó el sobrenadante. Las muestras fueron lavadas

tres veces con agua desionizada y el precipitado fue resuspendido en 1 mL de

Lugol (6 g yoduro de potasio, 4 g de yodo y 100 ml de dH2O) (OIE, 2009).

Después de agregar el Lugol, se tomó 100 µL de cada muestra y se depositó

sobre un portaobjetos colocando encima un cubreobjetos para dejarla reposar

55

durante 10 minutos. Los tejidos procesados fueron observados en un microscopio

compuesto a 100X y 400X para el conteo de células de Perkinsus sp. y estimar la

carga parasitaria, la cual resulta de multiplicar el número de células de Perkinsus

sp. por el factor de dilución, y dividido entre el peso húmedo de los tejidos

analizados (Fisher y Oliver, 1996).

CP (cel/g) = (No. células) (factor de dilución)

gramos te tejido analizado

6.8.4. Índice de infección

El índice de infección fue medido con relación al rango de 0 a 5 de la escala

de Mackin (1962), modificada por Craig et al. (1989) (Cuadro 3). Dicho índice se

obtiene determinando el Log10 del total de hipnosporas o células de Perkinsus sp.

contabilizadas, entre el peso húmedo del tejido analizado; (Log10 de la Carga

parasitaria).

Tabla 3. Índice de infección de acuerdo a la escala de Mackin) (1962). Categorías de infección por Perkinsus marinus. Modificado por Craig et al.(1989).

Designación de

letra

Intensidad de

infección

Valor de

numérico Descripción

N Negativo 0.00 Sin hipnosporas

VL Muy ligera 0.33 1-10 hipnosporas

L-

Ligera

0.67

11-74

hipnosporas

L

1.00 75-125

hipnosporas

L+

1.33 >125 pero <25%

del tejido

LM-

Ligera/moderada

1.67 >25% del tejido

LM 2.00 25 % del tejido

LM+ 2.33 >25% pero <50%

56

del tejido

M-

Moderada

2.67

>25 pero <50%

del tejido

M 3.00 50% del tejido

M+

3.33 >50% pero<75%

del tejido

MH-

Moderada/intensa

3.67

>50% pero <75%

del tejido

MH 4.00 75% del tejido

MH+

4.33

>75% pero

mucho>100% del

tejido

H- Intensa

4.67

>75% del tejido

visible

H 5.00 100% del tejido

6.8.5. Prevalencia de la infección

El cálculo de la prevalencia de la infección se expresa en porcentaje, y se

obtiene mediante la fórmula de Thrusfield (1995):

P= Número de animales infectados

(100) Total de animales colectados

6.9 Bioquímica

6.9.1 Procesamiento de muestras

A cada ostión se le extrajo 1 gramo de tejido de tres diferentes órganos

(músculo aductor, glándula digestiva y gónada), los que se maceraron en fresco,

se depositaron en microtubo eppendorf de 2.0 ml y se maceraron con un pistilo.

Después, se cubrieron con parafilm perforado con una aguja. Las muestras fueron

congeladas a -70 °C durante 24 horas, liofilizadas por otras 24 horas, y

pulverizadas con la ayuda de una espátula. Se tomó una muestra de 200 µg en

57

microtubos de cada una, se les agregó 1 ml de solución salina (35 ups) y se

homogenizaron.

6.9.2 Triglicéridos

Para el análisis de triglicéridos se utilizó el kit comercial GPO-PAP (Randox,

Crumlin, UK) de la siguiente manera: En una microplaca, se depositaron 20 µl del

homogenizado (muestra) y 200 µl de la solución reactiva y se dejó reposar 20

minutos. Las absorbancias se midieron con un lector de microplaca

(Spectrophotometer MULTISKAN GO ThermoFisher CIENTIFIC) a una longitud de

onda de 490 nm. Con la solución estándar del kit, se preparó una curva tipo a un

intervalo de concentración de 6.25 a 200 mg/dL⁻¹. La concentración de triglicéridos

se calculó de acuerdo a Hurtado-Oliva (2004):

Donde:

Absorbancia= Absorbancia de la muestra

FD = es el factor de dilución

m= es la pendiente en la curva tipo

6.9.3. Lípidos totales

Los lípidos totales se obtuvieron con el método de la fosfovainillina (Barnes

y Blackstock, 1973). Se colocó una alícuota de 0.025 ml (25 μl) de cada muestra

en tubos de vidrio de 25 ml, a los que se les agregó 0.25 ml de ácido sulfúrico

concentrado y se incubaron en baño maría a 90°C, por 10 minutos. Después, los

tubos se enfríaron en baño de hielo, se extrajeron 20 μl de cada tubo y se

colocaron en el fondo del pozo de una microplaca (placa elisa) de 96 pozos.

Finalmente, se le agregó solución reactiva para lípidos (fosfovainillina al 0.2 % en

ácido sulfúrico al 80%) para incubarse la placa por 40 minutos a temperatura

mg/gr = (Absorbancia) (FD)

(m) (peso de la muestra)

58

ambiente y tomar la lectura en un lector de microplacas (Spectrophotometer

MULTISKAN GO ThermoFisher CIENTIFIC) a 540 nm. Al mismo tiempo, las

muestras se hicieron reaccionar en una curva de calibración preparada de la

siguiente manera: La solución estándar de lípidos (Lin-Trol Sigma L-2648; St.

Louis, MO, USA) contiene 20 mg/ml, de los que se preparan diluciones en

proporción 1:2, en 1ml de solución salina, ajustando las concentraciones: 10, 5,

2.5 1.25, 0.625, 0.3125 y 0.15625 mg/ml de lípidos. Se utiliza solución salina como

blanco. La cantidad de lípidos se calculó con la siguiente relación (Mercier et al.,

2006):

Donde:




6.9.4. Proteínas totales

Para la determinación de las proteínas totales se utilizó el método de Bradford

(1976), basado en la reacción de los grupos amino libres con el azul Cromassie en

presencia de ácido fosfórico y metanol. El complejo formado por la proteína y el

colorante provoca un desplazamiento en la absorción máxima del colorante desde

465 a 595 nm. La absorción es proporcional a la concentración de proteína

(albúmina en suero bovino) de manera lineal desde 1 μg a 140 μg usando una

solución reactiva comercial (Spectrophotometer MULTISKAN GO ThermoFisher

CIENTIFIC). Una alícuota de 10 μl del homogenizado se pone a digerir en 100 μl

de NaOH 0.1N durante 120 minutos, posteriormente, se toman 10 μl de la solución

digerida, se deposita en un tubo de vidrio y se agrega un mililitro de reactivo de

Bradford. Después de reaccionar durante 5 minutos se procede a tomar las

lecturas en un lector de microplacas BioRad a 595 nm. La concentración de

proteínas se calcula según la siguiente fórmula (Mercier et al., 2006):



59

Donde:




6.9.5. Carbohidratos

Para la determinación de carbohidratos se utilizó la técnica basada en el

método de Roe (1955). Una curva tipo fue elaborada utilizando dextrosa anhidra

(Aprotec Mexicana, S.A. de C.V., Tijuana, B.C., México). Se tomaron 0.2 ml de

homogenizado de cada muestra y se mezclaron con 0.2 ml de ácido tricloroacético

(TCA) al 20% en tubos eppendorf de 0.65 ml. Después de que las proteínas que

interfieren en la medición de carbohidratos se precipitan, se agrega 1 ml de

Antrona. La Antrona (Sigma, A-1631; St. Louis, MO, USA) se prepara mezclando

0.1 g en 1 ml de H2SO4 al 96%. Se calienta a baño maría a 90°C durante 5

minutos y se enfría en baño de hielo. Se lee su absorbancia en un lector de placas

(Spectrophotometer MULTISKAN GO ThermoFisher CIENTIFIC) a 630 nm. Curva

estándar: La solución estándar de carbohidratos contiene 5 mg/ml y se preparan

diluciones en proporción 1:2, en 500 μl de TCA, ajustando concentraciones de

0.625, 0.3125, 0.15625, 0.078125, 0.0390625, 0.01953125, 0.009765625 mg/ml

de carbohidratos. La cantidad de carbohidratos se calculó con la siguiente relación

(Hurtado-Oliva, 2004):




60

Donde:




VII. ANÁLISIS ESTADÍSTICO

Con el paquete Excel 2013 y Statistica 7.0 se realizaron comparaciones de

medias (ANOVA de 1 y 2 vías) y determinación de diferencias en medias (Tukey)

a una significancia de P<0.05 para cada uno de los parámetros fisicoquímicos,

químico-biológicos, poblacionales, prevalencia, carga parasitaria y el contenido

bioquímico en los ostiones. Además se realizaron correlaciones de Sperman

(P<0.05) de los parámetros poblacionales con los químico-biológicos, prevalencia,

carga parasitaria con los parámetros fisicoquímicos, y carga parasitaria con el

contenido bioquímico de los ostiones.

VIII. RESULTADOS

8.1. Parámetros fisicoquímicos

Los parámetros fisicoquímicos monitoreados en los sitios de cultivo (El

Colorado y Las Aguamitas), mostraron diferencias significativas (P<0.05) en la

mayoría de los meses. En El Colorado de Ahome, la temperatura máxima del agua


61

registrada ocurrió al inicio del cultivo en los meses de junio, julio y agosto de 2013

(30.3±0.3, 30.3±0.8 y 30.2±0.7 °C respectivamente), mientras que la menor

temperatura (19.6±0.3 °C) se registró en diciembre. El registro de la mayor

salinidad (38.6±0.3 ups) se observó en agosto de 2013, mientras que la menor

concentración salina se registró en marzo, abril y mayo de 2014 (30±0.5, 30±0.0 y

30±0.5 ups, respectivamente). En cuanto al oxígeno disuelto, el mes de mayo de

2014 mostró la mayor concentración (8.13±0.1 mg L‾¹), mientras que la menor se

presentó en agosto de 2013 (3.17±0.0 mg L‾¹). El pH más alto se registró en julio

de 2013 (8.7±0.0 upH), y el más bajo en febrero de 2014 (6.51±0.2 upH). En

febrero de 2014 se observó la mayor profundidad (2±0.0 m), mientras que en

octubre de 2013 se registró el nivel más somero (0.47±0.0 m). La transparencia

fluctuó desde 0.43±0.0 m en octubre de 2013, hasta 1.07±0.0 m en noviembre de

2013(Cuadro 4).

Los parámetros fisicoquímicos monitoreados en Las Aguamitas, Navolato

mostraron diferencias significativas (P<0.05) en la mayoría de los meses de

cultivo. Los meses de junio y agosto de 2013 mostraron la temperatura del agua

más alta (30.6±0.3 y 30.7±0.1 °C, respectivamente), mientras que la más baja se

registró en diciembre (22.5±0.3 °C).

En el caso de la mayor salinidad, los meses de marzo y mayo de 2014

presentaron la mayor concentración (35.6±0.3 ups), el mes de abril de 2014

obtuvo la más baja (30.3±0.3 ups). Para el oxígeno disuelto, febrero de 2014

registró 8.15±0.0 mg L‾¹ y octubre de 2013, obtuvo 3.17±0.0 mg L‾¹. El valor

máximo de pH registrado se presentó en el mes de abril de 2014 con 8.20±0.0

upH, y el menor fue en febrero de 2014 con 7.54±0.0 upH. Para la profundidad, la

mayor se registró en enero y mayo de 2014 (4±0.0 m) y la menor (0.60±0.0 m) en

abril de 2014. En el caso de la transparencia del agua, el valor mayor se registró

en agosto de 2013 (1.93±0.0 m), y el menor valor en junio de 2013 (0.40±0.1 m)

(Cuadro 4).

62

8.2. Parámetros químico-biológicos.

Durante el cultivo en El Colorado, Ahome, la concentración de sólidos

suspendidos totales (SST) en el agua presentó variaciones, el valor mayor fue de

49.0±0.4 mg L‾¹ en marzo de 2014, y el menor fue de 20.2 ± 0.1 mg L‾¹ en mayo

del mismo año. En cuanto a la concentración de materia orgánica particulada

(MOP), registró su menor valor en julio de 2013 (2.7 ± 0.0 mg L‾¹) y un máximo en

diciembre de 2013 (21.6±0.0 mg L‾¹). Con relación a las concentraciones de

biomasa fitoplanctónica (Clo-a), la concentración máxima registrada fue de

10.2±0.0 mg/g3 en marzo de 2014, mientras que el valor mínimo (0.64±0.0 mg/g3)

en diciembre de 2013 (Cuadro 4).

Para el cultivo en La Aguamitas, Navolato, la concentración de

sólidos suspendidos totales (SST) en el agua presentó variaciones, mostrando el

mayor valor de 56.5±0.7 mg L‾¹ en diciembre de 2013 y el menor de 24.4±0.3 mg

L‾¹ en abril de 2014. En cuanto a la concentración de materia orgánica particulada

(MOP), registró su menor valor en noviembre de 2013 (5.8±0.0 mg L‾¹) y un

máximo en diciembre de 2013 (20.6±0.1 mg L‾¹). Con relación a las

concentraciones de biomasa fitoplanctónica (Clo-a), la concentración máxima

registrada fue de 6.8±0.0 mg/g3 en noviembre de 2013, mientras que el valor

mínimo fue de 2.87±0.0 mg/g3 en febrero del 2014 (Cuadro 5).

63

Tabla 4. Parámetros fisicoquímicos y químico-biológicos monitoreados en el sistema de cultivo ubicado en El Colorado, Ahome, Sinaloa, durante el periodo 2013- 2014 (P<0.05).

Jun Jul Ago Sep Oct Nov Dic Ene Feb Mar Abr May Jun

Tem. Agua (°C) 30.3±0.3

a

30.3±0.8

a

30.2±0.7

a

29.1±0.2

ab

25.9±0.6

cd

24±0.6

cde

19.7±0.3

f

21.9 ±1

ef

23.5±0.0

de

25±0.5

cde

20±0.0

cd

24.2±0.5

cde

26.8±1.4

bc

Salinidad (‰) 35.3±0.3

abc

38.0±1.7

ab

38.6±0.3

a

38.0±0.58

ab

34.3±0.8

c

34.0±1.0

cd

30.6±0.3

de

33.6±0.3

cd

35.0±0.0

bc

30.0±0.5

e

30.0±0.0

e

30.0±0.5

e

34.0±0.0

cd

Oxígeno

disuelto (mg L‾¹)

5.27±0.0

cd

4.37±0.0

def

3.1±0.0

f

3.7±0.2

ef

3.3±0.2

f

4.5±0.2

de

5.0±0.1

d

7.7±0.5

a

6.4±0.2

bc

7.6±0.4

ab

5.1±0.1

d

8.1±0.1

a

5.0±0.0

d

pH (UpH) 8.0±0.0

bc

8.7±0.0

a

8.0±0.0

bc

7.9±0.0

bcd

8.0±0.0

bc

7.5±0.0

d

8.1±0.0 b 7.6±0.0

cd

6.5±0.2

e

8.2±0.0

b

8.1±0.0

b

8.0±0.0

bc

7.9±0.0

bc

Profundidad (m) 0.8±0.0

bcd

0.8±0.0

bcde

1.0±0.0

b

0.9±0.0

bc

0.4±0.0

f

1.0±0.0

b

0.5±0.0

ef

0.9±0.0

bc

2.0±0.0

a

0.6±0.0

def

0.7±0.0

cdef

0.6±0.0

def

0.5±0.0

f

Transparencia

(m)

0.67±0.2

Abcd

0.83±0.0

abcd

0.93±0.0

abc

0.93±0.0

abc

0.43±0.0

d

1.03±0.0

a

0.53±0.0

cd

0.97±0.0

Ab

0.50±0.0

d

0.60±0.0

bcd

0.70±0.0

abcd

0.60±0.0

bcd

0.50±0.0

d

SST (mg L‾¹) 40.33±1.0

c

40.3±1.0

c

30.3±0.6

ef

27.5±0.5

f

42.0±0.6

c

33.4±0.4

d

45.0±0.1

b

42.2±0.1

bc

40.6±0.1

c

49.0±0.4

a

22.1±0.0

g

20.2±0.1

g

31.7±0.6

de

MOP (mg L‾¹) 2.74±0.0

k

2.74±0.0

k

10.1±0.0

f

8.27±0.0

g

11.6±0.1

d

13.2±0.0

c

21.62±0.0

a

4.1±0.0

J

12.9±0.1

c

14.4±0.0

b

7.5±0.1

h

6.2±0.0

i

10.7±0.0

e

Clorofila α (mg

gᶟ)

4.94±0.0

e

4.9±0.0

e

5.8±0.0

c

5.9±0.0

c

5.2±0.0

d

2.1±0.0

h

0.6±0.0

J

6.6±0.0

b

4.9±0.0

e

10.2±0.0

a

1.1±0.0

i

3.8±0.0

g

4.3±0.0

f

64

Tabla 5. Parámetros fisicoquímicos y químico-biológicos monitoreados en el sistema de cultivo ubicado en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa, durante el periodo 2013-2014 (P<0.05).

Jun Jul Ago Sep Oct Nov Dic Ene Feb Mar Abr May Jun

Tem. Agua (°C) 30.7±0.3

a

29.7±0.3

ab

30.7±0.2

a

28.1±0.7

bc

26.4±0.4

cd

25.97±0.5

d

22.5±0.3

f

23.2±0.0

ef

22.6±0.0

f

23.8±0.0

ef

24.6±0.3

de

24.6±0.7

de

30.8±0.0

a

Salinidad (‰) 35.3±0.3

a

34.7±0.3

a

34.0±0.6

a

34.6±0.8

a

35.0±0.5

a

34.6±0.6

a

34.6±0.3

a

34.6±0.3

a

34.3± 0.3

a

35.6±0.3

a

30.3±0.3

b

35.6±0.3

a

35.0±0.0

a

Oxígeno disuelto

(mg L‾¹)

5.4±0.1

de

4.2±0.0

fg

4.1±0.1

fgh

3.9±0.1

gh

3.1±0.0

h

3.2±0.1

gh

3.6±0.1

gh

6.9±0.3

bc

8.1±0.0

a

5.8±0.2

de

7.5±0.4

ab

6.4±0.0

cd

5.1±0.0

ef

pH (UpH) 8.1±0.0

a

8.0±0.0

abc

8.1±0.0

a

7.9±0.0

abc

7.8±0.0

abcd

7.5±0.0

de

8.0±0.0

abc

7.7±0.0

cde

7.5±0.0

e

7.9±0.0

abc

8.2±0.0

a

7.7±0.0

bcde

7.9±0.0

abc

Profundidad (m) 1.1±0.1

c

2.8±0.1

b

3.9±0.0

a

3.8±0.1

a

3.8±0.1

a

3.8±0.1

a

3.9±0.0

a

4.0±0.0

a

3.2±0.0

b

3.0±0.0

b

0.6±0.0

c

4.0±0.0

a

4.0±0.0

a

Transparencia

(m)

0.4±0.1

h

0.9±0.0

fg

1.9±0.0

a

1.2±0.1

cde

1.3±0.1

bcd

1.0±0.0

def

0.9±0.0

ef

1.5±0.0

bc

0.9±0.0

fg

1.1±0.0

def

0.6±0.0

g

1.6±0.0

b

1.1±0.0

def

SST (mg L‾¹) 37.5±0.6

e

37.5±0.6

e

41.5±0.7

cd

38.5±0.5

e

39.4±0.7

de

31.0±0.0

f

56.5±0.7

a

48.8±0.5

b

28.9±0.5

f

44.1±0.2

c

24.4±0.3

g

37.3±0.5

e

49.4±0.1

b

MOP (mg L‾¹) 8.9±0.0

f

8.9±0.0

f

13.2±0.0

b

6.2±0.1

h

11.7±0.0

d

5.8±0.0

i

20.6±0.1

a

12.4±0.0

c

8.9±0.1

f

12.0±0.0

cd

7.4±0.0

g

10.4±0.0

e

12.2±0.0

c

Clorofila α (mg

gᶟ)

5.6±0.0

c

5.6±0.0

c

3.7±0.0

f

3.7±0.0

f

5.9±0.0

b

6.8±0.0

a

3.3±0.0

g

3.4±0.0

g

2.8±0.0

i

3.7±0.0

f

4.4±0.0

e

4.8±0.0

d

3.1±0.0

h

65

8.3. Parámetros poblacionales

8.3.1. Crecimiento

El cultivo de C. gigas en El Colorado, Ahome y Las Aguamitas, Navolato

inició en junio de 2013 con la siembra de semillas (6.8±0.9 mm de largo de la

concha y 0.02 g de peso inicial) para cada uno de los sitios y se extendió por 13

meses, hasta junio de 2014.

En El Colorado, el crecimiento promedio mensual de C. gigas presentó

diferencias significativas (P<0.05). La mayor talla en largo de la concha fue de

105.3±1.3 mm, en abril de 2014, a los siete meses de la siembra. El mayor valor

(117.8±2.1 g) se presentó en marzo de 2014(Figura 7).

Figura 7. Crecimiento en largo (mm) y peso (g) de C. gigas durante los 13 meses de cultivo en El Colorado, Ahome, Sinaloa.

En el cultivo de Las Aguamitas, Navolato, el crecimiento en largo y peso de

C. gigas también presentó diferencias significativas (p<0.05) en la mayoría de los

meses del cultivo. La mayor talla de largo de la concha (96.0±1.2 mm) se registró

en el mes de marzo de 2014, a los nueve meses de la siembra, y el mayor peso

(100.9±2.1 g) se obtuvo en junio del mismo año (Figura 8).

0

20

40

60

80

100

120

140

J J A S O N D E F M A M J

Larg

o (

mm

) y P

es

o (

g)

Meses de cultivo (2013-2014)

Crecimiento de C. gigas en El Colorado Largo Peso

a ab b b

c d

e f

g h

i i j

a a b b

c d

e f f

g

66

Figura 8. Crecimiento en largo (mm) y peso (g) de C. gigas durante los 13 meses de cultivo en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa.

8.3.2. Tasa de crecimiento específico (TCE)

La tasa de crecimiento específico de C. gigas en los dos sitios de cultivo

presentó diferencias significativas (P<0.05) en la mayoría de los meses. En el

Colorado, Ahome, los ostiones mostraron un crecimiento promedio mensual de

7.64 g. La mayor TCE se registró al inicio del cultivo en los mes de junio y julio de

2013 con 11.8±0.3 y 7.1±0.3 g respectivamente cuando se registraron valores

altos de SST (40.3±1.0 mg g‾¹), MOP (2.7 ± 0.0 mg g‾¹) y Cloα (4.9±0.0 mg g³).

Mientras que los valores mínimos en la TCE se registraron en el mes de

septiembre de 2013 con 4.7±0.4 g que ocurrió cuando se registró una SST con

valores de 27.5±0.5 mg m‾¹, MOP de 8.2±0.0 mg m‾¹ y Cloα de 5.9±0.0 mg g³.

(Figura 9)

0

20

40

60

80

100

120


Larg

o (

mm

) y P

es

o (

g)


Crecimiento de C. gigas en Las Aguamitas

Largo Peso

a a b b b b

c

d

e e

f g

h

a

b b b

c c

d

e

f f g g g

67

Figura 9. Tasa de crecimiento específico (gramos ganados por mes-1) de C. gigas durante los 13 meses de cultivo en El Colorado, Ahome, Sinaloa.

En Las Aguamitas, los ostiones mostraron un crecimiento promedio

mensual en largo de 7.31 g. La mayor TCE se registró al inicio del cultivo en los

mes de junio y agosto de 2013 con 7.4±0.3 y 7.1 ± 0.3 g respectivamente cuando

se registraron valores de SST (37.5±0.6 y 41.5±0.7 mg g‾¹), MOP de 8.9±0.0 y

13.2±0.0 mg g‾¹ y Clo-a (5.6±0.0 y 3.7±0.0 mg m³). Mientras el valor mínimo en la

tasa de crecimiento especifica se registró al final del cultivo en el mes de junio de

2014 (-0.29 ± 0.1 g) cuando se registró SST con valores de 49.4±0.1 mg m‾¹, MOP

de 12.2±0.0 mg m‾¹ y Clo-a de 3.1±0.0 mg m³ (Figura 10)

0

10

20

30

40

50

60

-5

0

5

10

15

20

25


SS

T (

mg

L‾³

)

TC

E(g

), M

OP

(mg

L‾¹

), C

lo-a

(m

g m

³)


Crecimiento específico de C. gigas en El Colorado

TCE MOP Clo-α SST

a

b bc c c

c c

d de ef

f g

g

a

b

c

c

d

e f g

h i

j k k

a b

c

d

e e

e

f

g h

i

j

c

a

b c

d e

ef

ef

fg

fg g g g

h

g

68

Figura 10. Tasa de crecimiento específico (gramos ganados por mes-1) de C. gigas durante los 13 meses de cultivo en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa.

8.3.3. Índice de condición fisiológica (ICF)

El índice de condición fisiológica presentado durante el ciclo de cultivo en

Ahome fue similar entre los meses de julio a octubre de 2013 y marzo-abril de

2014 pero diferentes a los meses de noviembre y diciembre de 2013, y mayo y

junio de 2014 (P<0.05). Los valores máximos y mínimos de I.C.F. se registraron en

el mes de septiembre de 2013 y junio de 2014 con 72.1±2.6 y 24.0±1.1

respectivamente, coincidiendo en meses con los registros de valores máximos y

mínimos de carga parasitaria con 75.7±19.6 y 24.0±1.1 cel/g. (Figura 11).

0

10

20

30

40

50

60

70

-1

4

9

14

19

24


SS

T (

mg

L‾³

)

TC

E(g

), M

OP

(mg

L‾¹

), C

lo-a

(m

g m

³)


Crecimiento específico de C. gigas en Las Aguamitas

TCE MOP Clo-α SST

a

a

b c d de de def efg efgh fgh gh h

a

c

b c d e f f

f

g g h i

a

b c

c cd d e f f

f g h

i

a b b c

cd de e e e e

f f g

69

Figura 11. Índice de condición fisiológica de C. gigas durante los 13 meses de cultivo en El Colorado, Ahome, Sinaloa.

El índice de condición fisiológica registrada durante el ciclo de cultivo en

Navolato fue similar en los meses de septiembre y noviembre pero diferentes al

resto de los meses (P<0.05). El valor máximo de I.C.F. se registró en el mes de

noviembre (63.9±2.5) cuando se registró una carga parasitaria de 1.9±0.5 cel/g y

el valor mínimo de I.C.F. se registró a final del cultivo con 24.8±1.0 y una carga

parasitaria de 1.6±0.5 cel/g. Por otra parte en el mes de agosto se registró un

I.C.F. de 43.5±1.5 cuando se presentó la mayor carga parasitaria (27.5±9.5 cel/g).

(Figura 12).

0

20

40

60

80

100

120

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100


Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

I.C

.F.

Meses de cultivo en Ahome (2013-2014)

ICF Carga parasitariaa

b ab abc

abcd

abcd

abcd bcd bcd

cd cd

d

a

b b b

b b b b b b b

b

70

Figura 12. Índice de condición fisiológica de C. gigas durante los 13 meses de cultivo en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa.

8.3.4. Supervivencia

En Ahome la mayor mortalidad de ostiones (8%) ocurrió al inicio del cultivo

entre los meses de junio y agosto de 2013, cuando se presentaron las primeras

infecciones por Perkinsus sp. alcanzando una prevalencia de 80±2 % en la

población. A partir de este último mes (agosto) hasta junio de 2013, la

supervivencia se estabilizó, obteniendo una supervivencia final del 90.5 % al

termino del cultivo aun cuando la prevalencia de Perkinsus sp., se comportó de

forma irregular oscilando entre 43.3±13 y 70±21% (Figura 13)

0

5

10

15

20

25

30

35

40

0

10

20

30

40

50

60

70


Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

I.C

.F.

Meses de cultivo en Navolato (2013-2014)

I.C.F. ICF Carga parasitaria

a ab

abd abde bde de

cde cde ce ce

c

f

a

b b b b b

b b

b b

b b

71

Figura 13. Supervivencia de C. gigas cultivado en El Colorado, Ahome, Sinaloa, de junio de 2013 a julio de 2014.

En Las Aguamitas, Sinaloa, la mayor pérdida de ostiones (7%) ocurrió al

inicio del cultivo entre los meses de junio y octubre de 2013. Meses en que

ocurrieron las primeras infecciones por Perkinsus sp. con una prevalencia máxima

de 63.3±19 % en agosto. A partir de noviembre la prevalencia de Perkinsus sp. se

mantiene oscilando entre 43.3±13 y 80±24 %, sin embargo, a partir de octubre la

supervivencia se estabiliza y se mantiene con el 93 % de la población viva, hasta

junio de 2014. (Figura 14)

0

20

40

60

80

100

120

8486889092949698

100102


Pre

va

len

cia

(%

)

Su

perv

ive

ncia

(%

)


Supervivencia Supervivencia Prevalencia

a a

abc ac

abc abc abc

abc abc abc bc

b

72

Figura 14. Supervivencia de C. gigas cultivado en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa, de junio de 2013 a julio de 2014.

8.4. Detección de Perkinsus sp. en Medio Fluido de Tioglicolato (FTM)

Para los dos sitios de cultivo, la técnica de FTM indicó la presencia de

Perkinsus sp., al observar células esféricas de color marrón oscuro, indicativo de

un estadio vegetativo del parasito (Figura 15).

Figura 15. Detección de células de Perkinsus sp. en FTM. A) Ostión con signos de enfermedad, B) Frotis de tejidos de C. gigas libre de células de Perkinsus sp. y C) Frotis

de tejidos de C. gigas con células de Perkinsus sp. características por su forma esférica y su color negra-azulada (OIE, 2009).

0

20

40

60

80

100

120

88

90

92

94

96

98

100

102


Pre

va

len

cia

(%

)

Su

perv

ive

ncia

(%

)


Supervivencia Supervivencia Prevalencia

73

8.5. Carga parasitaria

En El Colorado, Ahome, las primeras infecciones por Perkinsus sp.

ocurrieron desde el segundo mes de cultivo. La carga parasitaria fue diferente

(P<0.05) solo en el mes de septiembre, cuando se presentaron los valores

máximos (74.7±19.6 cel/g) coincidiendo con las mayores temperaturas y

salinidades (29.1±0.1 °C y 38.0±0.5 ups). Y es a partir de este mismo mes que la

intensidad de la infección disminuye y se mantienen baja hasta el término del

cultivo con temperaturas que oscilaron entre 19.6±0.3 y 26.8±1.4 °C y salinidades

entre 30.0±0 y 35.0±0 ups. El valor mínimo de carga parasitaria se presentó en

abril con 1.0±0.4 cel/g, cuando se registraron temperaturas y salinidades bajas de

26.0±0.0 °C y 30.0± 0.0 ups respectivamente (Figura 16).

Figura 16. Carga parasitaria de Perkinsus sp en C. gigas cultivado durante los 13 meses en El Colorado, Ahome, Sinaloa.

Las primeras infecciones de Perkinsus sp. en C. gigas cultivado en Las

Aguamitas, Sinaloa, ocurrieron desde el segundo mes de cultivo. La carga

parasitaria de agosto fue diferente (P<0.05) con respecto al resto de los meses.

En este mes se presentó la mayor carga parasitaria con 27.5±9.5 cel/g, a

temperatura y salinidad de 30.7±0.1 °C y 34.0±0.5 ups, respectivamente. Y es a

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

0

20

40

60

80

100

120

J J A S O N D E F M A M JT

em

pera

tura

(°C

) -

Salin

idad

(u

ps)

Ca

rga p

ara

sit

ari

a (

cel/

g)


Carga parasitaria

Carga parasitaria Temperatura del agua Salinidad

a

b b

b b b b b b b

b b

a ab ab abc bc c cd cd cd de e e e

a a a

b

bc cd cd cde cde cde de ef f

a

74

partir de este mismo mes que la intensidad de la infección disminuye y se

mantiene baja hasta el término del cultivo, cuando la temperatura y la salinidad

oscilaron entre 22.5±0.3 y 30.8±0.0 °C, y entre 30.3±0.3 y 35.6±0.3 ups,

respectivamente. La carga parasitaria más baja se presentó en abril (1.6±0.3

cel/g), cuando la temperatura y salinidad fueron de 24.6±0.3 °C y 30.3±0.3 ups,

respectivamente (Figura 17).

Figura 17. Carga parasitaria de Perkinsus sp. en C. gigas cultivado durante los 13 meses en Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa.

8.6. Índice de infección

El índice de infección de Perkinsus sp. en ostión C. gigas de cultivado en

las zonas costeras de los municipios de Ahome y Navolato, Sinaloa, no mostró

diferencias significativas (P>0.05) mensualmente, siendo de ligera a muy ligera

(Cuadro 6).

Tabla 6. Índice de infección (Escala de Mackin, 1962, modificada por Craig et al., 1989) por Perkinsus sp. en ostión C. gigas cultivado en las zonas costeras de los Municipios de Ahome y Navolato, Sinaloa.

Tiempo Ahome Infección Navolato Infección

26

28

30

32

34

36

38

0

5

10

15

20

25

30

35

40


Tem

pera

tura

(°C

) -

Salin

idad

(u

ps)

Ca

rga p

ara

sit

ari

a (

cel/

g)


Carga parasitaria Carga parasitaria Temperatura del agua Salinidad

a

b b b b b b b

b b b b

b

a a a

a a a a a a

a

a a

a a

a bc ab

cd d

de

de ef ef f f

75

Junio (0.0±0.0) N Negativo (0.0±0.0) N Negativo

Julio (0.33±0.06) VL Muy ligera (0.48±0.09) VL Muy ligera

Agosto (0.36±0.06) VL Muy ligera (0.91±0.14) L- Ligera

Septiembre (1.20±0.18) L Ligera (0.48±0.09) VL Muy ligera

Octubre (0.46±0.11) VL Muy ligera (0.44±0.09) VL Muy ligera

Noviembre (0.45±0.08) VL Muy ligera (0.24±0.05) VL Muy ligera

Diciembre (0.39±0.06) VL Muy ligera (0.58±0.06) VL Muy ligera

Enero (0.44±0.07) VL Muy ligera (0.34±0.06) VL Muy ligera

Febrero (0.18±0.04) VL Muy ligera (0.25±0.05) VL Muy ligera

Marzo (0.38±0.09) VL Muy ligera (0.25±0.05) VL Muy ligera

Abril (0.13±0.04) VL Muy ligera (0.23±0.05) VL Muy ligera

Mayo (0.55±0.05) VL Muy ligera (0.33±0.05) VL Muy ligera

Junio (0.20±0.04) VL Muy ligera (0.20±0.05) VL Muy ligera

General (0.39±0.02) VL Muy ligera (0.36±0.02) VL Muy ligera

8.7. Prevalencia de la infección por perkinsus sp.

En el sistema de cultivo realizado en la zona costera de Ahome la

prevalencia de Perkinsus sp. fue similar durante todos los meses del ciclo del

cultivo. Los máximos valores de prevalencia se registraron en los meses de agosto

(80.0±24 %) cuando se presentó temperatura de 30.2±0.7 ºC y salinidad de

38.6±1.7 ups y, en mayo con una prevalencia de 83.3±25 % cuando se presentó

temperatura y salinidad de 24.2±0.5 ºC y 30.0±0.5 ups. Sin embargo la menor

prevalencia se registró en abril con 26.6±8 % cuando se presentó temperatura de

26.0±0.0 ºC y salinidad de 30.0±0.0 ups (Figura 18).

76

Figura 18. Variación de la prevalencia de la infección por Perkinsus sp. durante los 13 meses de cultivo de C. gigas en Ahome, Sinaloa.

En el sistema de cultivo realizado en la zona costera de Navolato la

prevalencia de Perkinsus sp. no mostró diferencias significativas (P<0.05) entre los

meses del cultivo. Sin embargo las mayores prevalencias se restringen para los

meses de diciembre (80±24 %) y mayo (73.3±22 %) cuando se presentaron

temperaturas de 22.5±0.3 y 24.6±0.7 ºC y salinidades de 34.6±0.3 y 35.6±0.3 ups.

Mientras la menor prevalencia (40±12 %) se presenta al final del cultivo en el mes

de junio de 2014 cuando se registra temperatura de 30.8±0.0 ºC y salinidad de

35.0±0.0 ups. (Figura 19)

0

10

20

30

40

50

0

20

40

60

80

100

120


Tem

pera

tura

(°C

)- S

alin

idad

(u

ps)

Pre

va

len

cia

(%

)


Prevalencia Prevalencia Temperatura del agua Salinidad

abc ab

a ab

c cd de

cd bc

e

e e cd

a a a ab cd cde f

ef de cde cd cde bc

abc a abc

abc abc

abc abc

a

bc ac

abc

b

77

Figura 19. Variación de la prevalencia de la infección por Perkinsus sp. durante los 13 meses de cultivo de C. gigas en Ahome, Sinaloa.

8.8. Bioquímica

La concentración de reservas energéticas en mg g⁻¹ peso seco en

triglicéridos, lípidos, proteínas y carbohidratos contenidas en músculo aductor,

glándula digestiva y gónada en los ostiones cultivados durante 13 meses en zona

costera de Ahome y Navolato fueron diferentes (P<0.05) dependiendo del lugar de

cultivo, la estación y tejido analizado. Los ostiones cultivados en zona costera de

Ahome registraron en promedio las mayores concentraciones de triglicéridos con

valor de 88.5±4.3 mg g‾¹ en la glándula digestiva en invierno y lípidos con

concentración de 276.1±6.9 mg g‾¹ en glándula digestiva en primavera. Mientras

que en los ostiones cultivados en zona costera de Navolato se presentó mayor

concentración de proteínas (688.2±10.33 mg g‾¹) en musculo aductor en invierno y

carbohidratos en tejido de gónada en invierno con 459.0±17.2 mg g‾¹.

26

28

30

32

34

36

38

0

20

40

60

80

100

120


Tem

pera

tura

(°C

)- S

alin

idad

(u

ps)

Pre

vale

ncia

(%

)


Prevalencia Prevalencia Temperatura del agua Salinidad

b

a a a

a a a

a a a a a

a

ab a a bc cd d f ef f ef de de a

78

8.8.1. Triglicéridos

La concentración de triglicéridos en los ostiones cultivados en zona costera

de Ahome el contenido de triglicéridos fue diferente (P<0.05) durante las

estaciones de otoño, invierno y primavera, y diferente del contenido de trigliceridos

en el pool de tejidos durante la estaciòn de verano. El mayor contenido de

triglicèrido se encontrò en el pool de tejidos en verano con 75.4±7.3 mg g⁻¹,

periodo en el que la infecciòn en el ostiòn presento una carga parasitaria de 3

celulas de Perkinsus sp. por gramo de tejido blando. Mientras en otoño se registrò

una disminuciòn en el contenido de trigliceridos en mùsculo aductor (39.3±2.2 mg

g⁻¹) despues de presentarse la mayor carga parasitaria de Perkinsus sp. (75

cel/g). Sin embargo, en invierno se registro la menor concentraciòn de triglicèridos

en mùsculo aductor (23.5±0.9 mg g‾¹), cuando la carga parasitaria se habia

mantenido baja (3 a 4 cel/g) durante toda la estaciòn. (Figura 20)

Figura 20. Variación estacional de triglicéridos en músculo aductor de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.

La concentración de triglicéridos en glándula digestiva durante la estación

de invierno fue diferente de la concentración de triglicéridos durante las estaciones

de otoño y primavera, pero similar a la concentración de triglicéridos en el pool de


0

20

40

60

80

100

120

0

20

40

60

80

100

Verano Otoño Invierno Primavera

Pool Músculo

Ca

rga

pa

ras

ita

ria

(c

el/

g)

mg

g⁻¹

Triglicéridos

Carga parasitaria

c

d

b

a a

b b

79

tejidos durante la estación de verano (P<0.05). La mayor y menor concentración

de triglicéridos en la glándula digestiva fueron de 88.5±4.3 y 43.2±1.2 mg g‾¹

durante el invierno y la primavera respectivamente. Los dos registros sucedieron

cuando la carga parasitaria se encontró de 3 a 4 células de Perkinsus sp. por

gramo de tejido blando de ostión. (Figura 21)

Figura 21. Variación estacional de triglicéridos en glándula digestiva de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.

La concentración de triglicéridos en gónada no mostro diferencias

significativas (P<0.05) entre las estaciones de otoño, invierno y primavera, pero si

con respecto a la estación de verano. La mayor concentración de triglicéridos en

gónada fue de 36.4±1.6 mg g‾¹ durante la estación de primavera cuando se

presentó una carga parasitaria de 1 a 11 células de Perkinsus sp. por gramo de

tejido blando de ostión, mientras la menor concentración de triglicéridos se

encontró en la estación de otoño con 30.7±1.5 mg g‾¹ después de que se

registrara una carga parasitaria de 75 cel/g. sin embargo, la concentración de

triglicéridos en invierno se mantuvo similar a la de otoño aun cuando la carga

parasitaria por Perkinsus sp. se mantuvo baja (2 a 11 cel/g). (Figura 22)


0

20

40

60

80

100

120

0

20

40

60

80

100


Pool Digestivo

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Triglicéridos

Carga parasitariaa

b

a

b

b b

80

Figura 22. Variación estacional de triglicéridos en gónada de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.

La concentración de triglicéridos en músculo aductor de ostiones cultivados

en zona costera Navolato durante la estación de otoño fue diferente de las

registradas durante las estaciones de invierno y primavera, y diferente de la

concentración de triglicéridos en el pool de tejidos durante la estación de verano

(P<0.05). La mayor concentración fue de 41.2±2.7 mg g‾¹ y se registró al inicio del

cultivo en verano en el pool de tejidos al presentarse una carga parasitaria de 6 a

27 células de Perkinsus sp. por gramo de tejido blando de ostión. En menor

concentración se registró en músculo aductor en las estaciones de otoño, invierno

y primavera con 22.2±0.7, 30.4±1.1 y 30.5±1.9 mg g‾¹ respectivamente cuando la

intensidad de la infección fue de 1 a 5 células de Perkinsus sp. por gramo de tejido

blando de ostión. (Figura 23)


0

20

40

60

80

100

120

0102030405060708090

100


Pool Gónada

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Triglicéridos

Carga parasitaria

b b

b

a a

b b

81

Figura 23. Variación estacional de triglicéridos en músculo aductor de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.

La concentración de triglicéridos en glándula digestiva durante las

estaciones de otoño, invierno, y primavera fueron diferentes, mientras las

concentraciones de primavera fueron similares a las encontradas al inicio del

cultivo en verano en el pool de tejidos (P<0.05). La concentración de triglicéridos

en el pool de tejidos en verano fue de 41.2±2.7 mg g‾¹ cuando se presente una

carga parasitaria de 6 a 27 cel/g. Por otra parte, mayor concentración de

triglicéridos en glándula digestiva fue de 67.2±1.5 mg g‾¹ en otoño y la menor de

37.0±1.4 mg g‾¹ en primavera, las dos cantidades se registraron cuando la

intensidad de la infección de Perkinsus sp. se encontró de 1 a 5 cel/g. (Figura 24)


0

20

40

60

80

100

120

0

20

40

60

80

100


Pool Músculo

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Triglicéridos

Carga parasitaria

a

c b b a

b b

82

Figura 24. Variación estacional de triglicéridos en glándula digestiva de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.

La concentración de triglicéridos en gónada durante la estación de otoño

fue diferente de las concentraciones registradas durante las estaciones de invierno

y primavera, pero diferentes de la encontrada en el pool de tejidos en verano

(P<0.05). La concentración de triglicéridos en el pool de tejidos en verano fue de

41.2±2.7 mg g‾¹ cuando se presentó una carga parasitaria de 6 a 27 cel/g.

Mientras la mayor concentración en músculo aductor fue de 41.2±2.7 mg g‾¹ en

otoño y la menor concentración de 26.0±1.4 mg g‾¹ en invierno, periodo en el que

la carga parasitaria por Perkinsus sp. fue de 1 a 5 cel/g. (Figura 25)


0

20

40

60

80

100

120

0

20

40

60

80

100


Pool Digestivo

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Triglicéridos

Carga parasitaria

c c

b

a

a

b b

83

Figura 25. Variación estacional de triglicéridos en gónada de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.

8.8.2. Lípidos totales

La concentración de lípidos en músculo aductor de ostiones cultivados en

zona costera de Ahome durante las estaciones de otoño, invierno y primavera

fueron similares, pero diferentes de la encontrada en el pool de tejidos en verano

(P<0.05). La mayor concentración de lípidos fue de 255.8±23.4 mg g‾¹ en el pool

de tejidos en la estación de verano cuando se presentó una carga parasitaria de 2

a 3 células de Perkinsus sp. por gramo de tejido de cuerpo blando de ostión. El

mayor contenido de lípidos en músculo aductor fue de 116.0±2.2 mg g‾¹ en otoño,

después que se presentó una carga parasitaria de 75 cel/g. Mientras el menor

contenido de lípidos en músculo aductor fue de 102.0±4.0 mg g‾¹ cuando se

presentó carga parasitaria de 1 a 11 cel/g. (Figura 26)


0

20

40

60

80

100

120

0

20

40

60

80

100


Pool Gónada Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Triglicéridos

Carga parasitaria

a b

c c

b b

a

84

Figura 26. Variación estacional de lípidos totales en músculo aductor de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.

La concentración de lípidos en glándula digestiva durante las estaciones de

otoño, invierno y primavera fueron diferentes, pero el contenido de lípidos durante

la estación de primavera fue similar al contenido de lípidos en el pool de tejidos en

verano (P<0.05). El mayor contenido de lípidos en glándula digestiva fue de

276.1±6.9 mg g‾¹ en primavera al presentarse una carga parasitaria de 1 a 11

células de Perkinsus sp. por gramo de tejido blando de ostión y el menor

contenido de lípidos fue de 183.5±6 mg g‾¹ en otoño cuando se presentó una

carga parasitaria de 75 cel/g. (Figura 27)


0

20

40

60

80

100

120

0

50

100

150

200

250

300


Pool Músculo

ca

rga

para

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Lípidos

Carga parasitaria

b

a

b b

a

b b

85

Figura 27. Variación estacional de lípidos totales en glándula digestiva de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.

La concentración de lípidos en gónada durante la estación de primavera fue

diferente de las concentraciones de otoño e invierno, y diferente de la

concentración de lípidos en el pool de tejidos durante la estación de verano

(P<0.05). El mayor contenido de lípidos fue de 255.8±23.4 mg g‾¹ en el pool de

tejidos en verano cuando se presentó carga parasitaria de 2 a 3 células de

Perkinsus sp. por gramo de tejido de cuerpo blando de ostión. El mayor contenido

de lípidos en gónada fue de 149.7±5.7 mg g‾¹ después de presentarse una carga

parasitaria de 3 a 75 células del parasito por cada gramo del cuerpo blando del

ostión, mientras el menor contenido de lípidos fue de 128.1±4.1 mg g‾¹ al

presentarse una carga parasitaria de 1 a 11 cel/g. (Figura 28)


0

20

40

60

80

100

120

0

50

100

150

200

250

300


Pool Digestivo

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Lípidos

Carga parasitariab

c

a a

a

b b

86

Figura 28. Variación estacional de lípidos totales en gónada de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.

La concentración de lípidos totales en tejido de músculo aductor de ostiones

cultivados en zona costera de Navolato durante la estación de otoño fue diferente

de la registrada durante las estaciones de invierno y primavera, y diferente de la

concentración de lípidos en el pool de tejidos durante la estación de verano

(P<0.05). La concentración de lípidos en el pool de tejidos durante el verano fue

de 171.0±8.9 mg g‾¹, cuando se presentó una carga parasitaria de 6 a 27 células

de Perkinsus sp. por cada gramo del tejido blando del ostión. La mayor

concentración de lípidos en músculo aductor fue de 114.7±2.8 mg g‾¹ cuando se

presentó carga parasitaria de 1 a 5 células de Perkinsus sp. por gramo del cuerpo

blando del ostión y la concentración mínima de lípidos en músculo aductor fue de

95.8±2.0 mg g‾¹ en la estación de otoño cuando se presentó una carga parasitaria

de 6 a 27 cel/g. (Figura 29)


0

20

40

60

80

100

120

0

50

100

150

200

250

300


Pool Gónada

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Lípidos

Carga parasitariaa

b b c

a

b b

87

Figura 29. Variación estacional de lípidos totales en músculo aductor de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.

La concentración de lípidos totales en glándula digestiva durante la estación

de otoño fue diferente de las estaciones de invierno, primavera, pero similar a la

concentración de lípidos en el pool de tejidos en la estación de verano (P<0.05).

La máxima concentración fue de 186.1±6.3 mg g‾¹ en invierno y la mínima

concentración fue de 159.8±5.4 mg g‾¹ en la estación de otoño, las dos al

presentarse una carga parasitaria de 1 a 5 células de Perkinsus sp. por gramo del

tejido blando del ostión. (Figura 30)


0

20

40

60

80

100

120

0

50

100

150

200

250

300


Pool Músculo

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Lípidos

Carga parasitaria

c b

a

b

b b

a

88

Figura 30. Variación estacional de lípidos totales en glándula digestiva de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.

La concentración de lípidos totales en gónada durante las estaciones de

otoño, invierno y primavera no mostro diferencias significativa (P<0.05), pero si

con respecto a la concentración de lípidos en el pool de tejidos en verano. La

concentración de lípidos en el pool de tejidos durante el verano fue de 171.0±8.9

mg g‾¹, cuando se presentó una carga parasitaria de 6 a 27 células de Perkinsus

sp. por cada gramo del tejido blando del ostión. En tejido de gónada la máxima

concentración fue de 148.0±7.3 mg g‾¹ durante la estación de otoño y la mínima

concentración fue de 137.5±3.4 mg g‾¹, las dos concentraciones se registraron

cuando se presentó carga parasitaria de 1 a 5 células de Perkinsus sp. por cada

gramo de cuerpo blando de ostión. (Figura 31)


0

20

40

60

80

100

120

0

50

100

150

200

250

300


Pool Digestivo

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Lípidos

Carga parasitaria

ab b a a

b b

a

89

Figura 31. Variación estacional de lípidos totales en gónada de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.

8.8.3. Proteínas totales

La concentración de proteínas en músculo aductor de ostiones cultivados

en zona costera de Ahome durante la estación de invierno fue diferente de las

concentraciones de otoño y primavera, y diferente al contenido de proteínas en el

pool de tejidos en verano (P<0.05). La máxima concentración de proteínas fue de

519.7±45.0 mg g‾¹ en el pool de tejidos durante la estación de verano, cuando se

presentó carga parasitaria de 2 a 3 células de Perkinsus sp. por gramo de tejido

blando de ostión. La mayor concentración de proteínas en músculo aductor fue de

444.4±20.6 mg g‾¹ en la estación de otoño, después de presentarse carga

parasitaria de 75 células de Perkinsus sp. por gramo del cuerpo blando de ostión y

la menor cantidad de proteínas fue de 380.2±13.6 mg g‾¹ durante la estación de

primavera cuando se presentó carga parasitaria de 1 a 11 células del patógeno

por gramo del cuerpo blando del ostión. (Figura 32)


0

20

40

60

80

100

120

0

50

100

150

200

250

300


Pool Gónada

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Lípidos

Carga parasitaria

a b b b

a

b b

90

Figura 32. Variación estacional de proteínas en músculo aductor de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.

La concentración de proteínas en glándula digestiva durante las estaciones

de otoño, invierno y primavera fueron diferentes entre ellas y diferentes del

contenido de proteínas en el pool de tejidos en verano (P<0.05). La mayor

concentración de proteínas en glándula digestiva fue de 233.3±13.7 mg g‾¹

durante la estación de otoño, después de presentarse carga parasitaria de 75

células de Perkinsus sp. por gramo de cuerpo blando del ostión y la mínima

concentración de proteínas fue de 78.2±9.1 mg g‾¹ durante la estación de

primavera, cuando se presentó carga parasitaria de 1 a 11 células de Perkinsus

sp. por gramos de tejido blando. (Figura 33)


0

20

40

60

80

100

120

0

100

200

300

400

500

600

700

800


Pool Músculo

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Proteínas

Carga parasitaria

a

b c

b

a

b b

91

Figura 33. Variación estacional de proteínas en glándula digestiva de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.

La concentración de proteínas en gónada durante las estaciones de otoño,

invierno y primavera fueron diferentes entre ellas y diferentes al contenido de

proteínas en el pool de tejidos durante la estación de verano (P<0.05). La mayor

concentración de proteínas en gónada fue de 155.3±9.8 mg g‾¹ durante la estación

de otoño, después de presentarse carga parasitaria de 75 células de Perkinsus sp.

por gramo de cuerpo blando del ostión y la menor concentración de proteínas fue

de 98.2±9.1 mg g‾¹ durante la estación de primavera cuando se presentó una

carga parasitaria de 1 a 11 células de Perkinsus sp. por gramos de tejido blando.

(Figura 34)


0

20

40

60

80

100

120

0

100

200

300

400

500

600

700

800


Pool Digestivo

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Proteínas

Carga parasitaria

a

b c

d b b

a

92

Figura 34. Variación estacional de proteínas en gónada de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.

La concentración de proteínas en músculo aductor de ostiones cultivados

en zona costera de Navolato durante la estación de invierno fue diferente de las

concentraciones registradas durante otoño y primavera, y diferente al contenido de

proteínas en el pool de tejidos en verano (P<0.05). La concentración de proteínas

en el pool de tejidos durante la estación de verano fue de 417.1±18.7 mg g‾¹

cuando la intensidad de la infección por Perkinsus sp. fue de 25 células por gramo

del cuerpo blando del ostión. La mayor y menor concentración de proteínas en

músculo aductor fue de 688.2±10.3 y 593.1±13.8 mg g‾¹ durante las estaciones de

invierno y otoño respectivamente, las dos concentraciones ocurrieron cuando se

presentó una carga parasitaria de 1 a 5 células de Perkinsus sp. por gramos del

cuerpo blando del ostión. (Figura 35)


0

20

40

60

80

100

120

0

100

200

300

400

500

600

700

800


Pool Gónada

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Proteínas

Carga parasitaria

a

b c d b b

a

93

Figura 35. Variación estacional de proteínas en músculo aductor de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.

La concentración de proteínas en glándula digestiva durante la estación de

invierno fue diferente de las estaciones de otoño y primavera, y diferente de la

concentración de proteínas en el pool de tejidos durante la estación de verano

(P<0.05). La concentración de proteínas en el pool de tejidos durante la estación

de verano fue de 417.1±18.7 mg g‾¹ cuando la intensidad de la infección por

Perkinsus sp. fue de 6 a 27 células por cada gramo del cuerpo blando de ostión.

En glándula digestiva la máxima concentración de proteínas fue de 350.9±12.1 mg

g‾¹ durante la estación otoño y la mínima concentración de proteínas fue de

299.1±11.2 mg g‾¹ durante la estación de invierno, los dos valores ocurrieron

cuando la intensidad de la infección por Perkinsus sp. fue de 1 a 5 células por

gramo del cuerpo blando del ostión. (Figura 36)


0

20

40

60

80

100

120

0

100

200

300

400

500

600

700

800


Pool Músculo

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g¹

Proteínas

Carga parasitariab b

c

a

b b

a

94

Figura 36. Variación estacional de proteínas en glándula digestiva de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.

La concentración de proteínas en gónada durante la estación de invierno

fue diferente de otoño y primavera, y diferente del contenido de proteínas en el

pool de tejidos durante el verano (P<0.05). La concentración de proteínas en el

pool de tejidos durante el verano fue de 417.1±18.7 mg g‾¹ cuando la intensidad

de la infección por Perkinsus sp. fue de 6 a 27 células por cada gramo del cuerpo

blando de ostión, mientras la máxima y mínima concentración de proteínas en

gónada fueron de 281.0±9.9 y 169.9±8.6 mg g‾¹en las estaciones de otoño e

invierno respectivamente, las dos ocurrieron cuando la intensidad de la infección

por Perkinsus sp. fue de 1 a 5 células por gramo del cuerpo blando del ostión.

(Figura 37)


0

20

40

60

80

100

120

0

100

200

300

400

500

600

700

800


Pool Digestivo

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Proteínas

Carga parasitaria

b a

c b

b b

95

Figura 37. Variación estacional de proteínas en gónada de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.

8.8.4. Carbohidratos

La concentración de carbohidratos en músculo aductor en ostiones

cultivados en zona costera de Ahome durante las estaciones de otoño, invierno y

primavera fueron diferentes entre ellas y diferentes a la concentración de

carbohidratos en el pool de tejidos en verano (P<0.05). La concentración de

carbohidratos en el pool de tejidos durante la estación de verano fue de

114.8±13.2 mg g‾¹, periodo en el que la infección por Perkinsus sp. fue de 2 a 3

células por gramo de cuerpo blando de ostión. La máxima concentración de

carbohidratos en músculo aductor fue de 59.4±4.9 mg g‾¹ en invierno, cuando la

infección por Perkinsus sp. presentó una carga parasitaria de 1 a 3 células por

gramo de cuerpo blando de ostión, mientras la mínima concentración de

carbohidratos fue de 7.9±0.5 mg g‾¹ cuando la infección por Perkinsus sp. fue de 1

a 11 células por gramo de cuerpo blando de ostión. (Figura 38)


0

20

40

60

80

100

120

0

100

200

300

400

500

600

700

800


Pool Gónada

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Proteínas

Carga parasitaria

b

a

b

c

b b

a

96

Figura 38. Variación estacional de carbohidratos en músculo aductor de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.

La concentración de carbohidratos en glándula digestiva durante la estación

de otoño fue diferente de las registradas en las estaciones de invierno y

primavera, y diferente de la concentración de carbohidratos en el pool de tejidos

durante el verano (P<0.05). La concentración máxima de carbohidratos en

glándula digestiva fue de 192.2±12.6 mg g‾¹y se presentó en la estación de

invierno, cuando se registró una carga parasitaria de 1 a 11 células de Perkinsus

sp. por gramo de cuerpo blando de ostión. La mínima concentración de

carbohidratos fue de 129.2±12.3 mg g‾¹ durante la estación de otoño, después de

que se presentó una carga parasitaria de 75 células de Perkinsus sp. por gramo

de cuerpo blando de ostión. (Figura 39)


0

20

40

60

80

100

120

0

100

200

300

400

500


Pool Músculo

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Carbohidratos

Carga parasitaria

c

a

d b

a

b b

97

Figura 39. Variación estacional de carbohidratos en glándula digestiva de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.

La concentración de carbohidratos en gónada durante la estación de

primavera fue diferente de la registrada durante las estaciones de otoño e invierno,

y diferente de la concentración de carbohidratos en el pool de tejidos durante la

estación de verano (P<0.05). La máxima concentración de carbohidratos en

gónada fue de 370.7±39.2 mg g‾¹ y se al final del cultivo, en la estación de

primavera, cuando se presentó cuando una carga parasitaria de 1 a 11 células de

Perkinsus sp. por gramo del cuerpo blando del ostión y la mínima concentración

de carbohidratos fue de 262.2±16.4 mg g‾¹ durante la estación de invierno, cuando

la carga parasitaria de 1 a 3 células de Perkinsus sp. por gramo del cuerpo blando

del ostión. Mientras que la concentración de carbohidratos en el pool de tejidos

durante la estación de verano fue de 114.8±13.2 mg g‾¹, periodo en el que la

infección por Perkinsus sp. fue de 2 a 3 células por gramo de cuerpo blando de

ostión. (Figura 40)


0

20

40

60

80

100

120

0

100

200

300

400

500


Pool Digestivo

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Carbohidratos

Carga parasitaria

a a

c b

b b

a

98

Figura 40. Variación estacional de carbohidratos en gónada de ostión japonés C. gigas cultivado en Ahome, Sinaloa.

La concentración de carbohidratos en músculo aductor de ostiones

cultivados en zona costera de Navolato durante las estaciones de otoño, invierno y

primavera fueron similares entre ellas, pero diferentes de la concentración de

carbohidratos en el pool de tejidos durante la estación de verano (P<0.05). La

concentración de carbohidratos en el pool de tejidos durante la estación de verano

fue de 88.3±12.3 mg g‾¹, periodo en el que la infección por Perkinsus sp. fue de 6

a 27 células por gramo de cuerpo blando de ostión. Mientras la máxima y mínima

concentración de carbohidratos en musculo aductor fueron de 68.2±6.4 y 56.7±6.2

mg g‾¹ durante las estaciones de otoño e invierno respectivamente, las dos

concentraciones ocurrieron cuando se presentó una carga parasitaria de 1 a 5

células de Perkinsus sp. por gramo del cuerpo blando del ostión. (Figura 41)


0

20

40

60

80

100

120

0

100

200

300

400

500


Pool Gónada

ca

rga

para

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Carbohidratos

Carga parasitaria a

b b

c b b

a

99

Figura 41. Variación estacional de carbohidratos en músculo aductor de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.

La concentración de carbohidratos en glándula digestiva durante la estación de

invierno fue diferente de la obtenida en otoño y primavera, y diferente de la

concentración de carbohidratos registrada en el pool de tejidos durante el verano

(P<0.05). La máxima y mínima concentración de carbohidratos en glándula

digestiva fueron de 269.5±13.9 y 180.5±16.0 mg g‾¹ durante las estaciones de

invierno y otoño respectivamente, las dos concentraciones ocurrieron cuando se

presentó una carga parasitaria de 1 a 5 células de Perkinsus sp. por gramo del

cuerpo blando del ostión. (Figura 42)


0

20

40

60

80

100

120

0

100

200

300

400

500


Pool Músculo

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Carbohidratos

Carga parasitaria

b

a

b b

a b b

100

Figura 42. Variación estacional de carbohidratos en glándula digestiva de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.

La concentración de carbohidratos en gónada durante las estaciones de

otoño, invierno y primavera fue diferente, y diferente de la concentración de

carbohidratos en el pool de tejidos durante la estación de verano (P<0.05). La

máxima y mínima concentración de carbohidratos en gónada fueron de

459.0±17.2 y 283.5±34.8 mg g‾¹ durante las estaciones de invierno y otoño

respectivamente, las dos concentraciones ocurrieron cuando se presentó una

carga parasitaria de 1 a 5 células de Perkinsus sp. por gramo del cuerpo blando

del ostión. (Figura 43)


0

20

40

60

80

100

120

0

100

200

300

400

500


Pool Digestivo

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g⁻¹

Carbohidratos

Carga parasitaria

b b a

c

b b

a

101

Figura 43. Variación estacional de carbohidratos en gónada de ostión japonés C. gigas cultivado en Navolato, Sinaloa.

8.9. Correlaciones de sperman

Se realizaron correlaciones entre las variables de los parámetros

fisicoquímicos, químico-biológicos, poblacionales, prevalencia y carga parasitaria

de Perkinsus sp., y composición bioquímica de los ostiones cultivados en Ahome y

Navolato. En el cultivo realizado en Ahome no se encontró correlación (P<0.005)

entre los parámetros poblacionales (largo, peso, tasa de crecimiento especifica e

índice de condición fisiológica) y parámetros quimico-biologicos (SST, MOP, Clo-

a). No se encontró correlación entre la presencia e intensidad de la infección por

Perkinsus sp. (prevalencia y carga parasitaria) y los parámetros fisicoquímicos

(Temperatura del agua, salinidad, oxígeno, pH, profundidad y transparencia). No

se presentó correlación entre prevalencia, carga parasitaria y la composición

bioquímica (triglicéridos, lípidos, proteínas y carbohidratos) de los ostiones. La

salinidad presentó correlación inversa (-0.7276) con el peso de los ostiones, (-

0.8880) con el contenidos de carbohidratos en el pool de tejidos en la estación

de verano. Los sólidos suspendidos (SST) en la columna de agua se

correlacionaron significativamente (0.7887) con el contenido de triglicéridos en

glándula digestiva, (0.7600) con el contenido de lípidos en gónada y (0.8888) con


0

20

40

60

80

100

120

0

100

200

300

400

500


Pool Gónada

Carg

a p

ara

sit

ari

a (

ce

l/g

)

mg

g¹

Carbohidratos

Carga parasitaria

c b

a

d b b

a

102

el contenido de carbohidratos en músculo aductor. La MOP se correlacionó

significativamente (0.8964) con el contenido de proteínas en glándula digestiva. El

crecimiento en largo (mm) en el ostión presentó una correlación significativa

(0.9182) con el crecimiento en peso, y una correlación inversa (-0.7011) con el

contenido de proteínas en glándula digestiva. El crecimiento en peso (g) presento

una correlación inversa (-0.7320) con el contenido de proteínas en glándula

digestiva. En el pool de tejidos, el contenido de triglicéridos se correlacionó

(0.9288 y 0.8501) significativamente con el contenido de lípidos y proteínas

respectivamente. (Cuadro 7)

103

Tabla 7. Correlaciones de Sperman (P<0.05) entre parámetros fisicoquímicos, químico-biológicos, poblacionales, prevalencia y carga parasitaria de Perkinsus sp., y composición bioquímica de los ostiones cultivados en Ahome.

Tem-agua

(°C)

Salinidad

(‰)

Oxigeno

(mg L‾¹)

SST

(mg L‾¹)

MOP

(mg L‾¹)

Clo-a

(mg m³)

Largo

(mm)

Peso

(g)

TCE I.C.F.

Carga parasitaria

(cel/g)

Prevalencia

(%)

Triglicéridos-Pool

(mg g‾¹)

Triglicéridos-Gónada

(mg g‾¹)

Lípidos-Pool

(mg g‾¹)

Lípidos-Musculo

(mg g‾¹)

Tem-agua

Salinidad

Oxigeno

Peso

-0.7275

0.9192

TCE

Triglicéridos-Pool

Triglicéridos-Musculo

Triglicéridos-Digestivo

0.7667

Triglicéridos-Gónada

Lípidos-Pool

0.9288

Lípidos-Musculo

Lípidos-Digestivo

Lípidos-Gónada

0.7500

Proteínas-Pool

0.8501

Proteínas-Musculo

Proteínas-Digestivo

0.8954

-0.7011 -0.7320

Proteínas-Gónada

Carbohidratos-Pool

-0.8660

Carbohidratos-Musculo

0.8333

Carbohidratos-Digestivo

Carbohidratos-Gónada

104

En el cultivo realizado en zona costera del municipio de Navolato no se

encontró correlación (P<0.005) entre los parámetros poblacionales (largo, peso,

tasa de crecimiento especifica e índice de condición fisiológica), parámetros

quimico-biologicos (SST, MOP, Clo-a) y los eventos de infección por Perkinsus sp.

No se encontró correlación entre la presencia e intensidad de la infección por

Perkinsus sp. (prevalencia y carga parasitaria) y los parámetros fisicoquímicos

(Temperatura del agua, salinidad, oxígeno, pH, profundidad y transparencia). No

se presentó correlación entre prevalencia, carga parasitaria y la composición

bioquímica (triglicéridos, lípidos, proteínas y carbohidratos) de los ostiones. La

temperatura del agua presentó correlación significativa (0.5977) con la TCE,

(0.7364) con el contenido de triglicéridos en glándula digestiva, y una correlación

inversa (0.8786) con el contenido de triglicéridos en músculo aductor. La salinidad

del agua se correlacionó inversamente (-0.6503) con el contenido de carbohidratos

en músculo aductor. La transparencia del agua mostro correlación significativa

(0.7798) con el contenido de lípidos en músculo y correlación inversa de -0.8660, -

0.7104, -0.8660, -0.8660, -0.8751 y -0.7191 con el contenido de triglicéridos en

pool de tejidos durante el verano, triglicéridos en músculo aductor, lípidos en pool,

proteínas en pool y músculo, y carbohidratos en gónada respectivamente. Solidos

suspendidos totales (SST) presentó correlación significativa (0.8000) con el

contenido de lípidos en músculo aductor y una correlación inversa (-0.7000) con

las proteínas en músculo. La materia orgánica particulada (MOP) mostró una

correlación (0.9166) con el contenido de lípidos en gónada y una correlación

inversa (-0.7166) con el contenido de carbohidratos en gónada. La Clo-a mostró

correlación significativa (0.8833) con el contenido de triglicéridos en glándula

digestiva. (Cuadro 8)

105

Tabla 8. Correlaciones de Sperman (P<0.05) entre parámetros fisicoquímicos, químico-biológicos, poblacionales, prevalencia y carga parasitaria de Perkinsus sp., y composición bioquímica de los ostiones cultivados en Navolato.

Tem-agua

(°C) Salinidad

(‰) Oxígeno (mg L‾¹)

Profundidad (m)

Transparencia (m)

pH (UpH)

SST (mg L‾¹)

MOP (mg L‾¹)

Clo-a (mg m³)

Largo (mm)

Peso (g)

TCE ICF Carga parasitaria

(cel/g) Prevalencia

(%) Triglicéridos-Pool

(mg g‾¹)

Tem-agua

Salinidad

SST

Mop

Clo-a

Largo

Peso

TCE 0.5977

ICF

Carga parasitaria

Prevalencia

Triglicéridos-Pool

-0.8660

Triglicéridos-Musculo -0.8786

-0.7104

Triglicéridos-Digestivo 0.7364

0.8833

Triglicéridos- Gónada

Lípidos-Pool

-0.8660

Lípidos-Musculo

0.7798

0.8000

Lípidos-Digestivo

Lípidos- Gónada

0.9166

Proteínas-Pool

-0.8660

Proteínas-Musculo

-0.8751

-0.7000

Carbohidratos-Digestivo

Carbohidratos-Gónada

-0.6503

-0.7191

-0.7166

106

IX. DISCUSIONES

El cultivo de C. gigas realizado tanto en El Colorado como en Las

Aguamitas, Sinaloa, mostró que los organismos alcanzaron la talla comercial de

80 mm de longitud después de 7 meses de cultivo, y finalizaron con tallas de hasta

105 mm en la cosecha final. Estos resultados son similares a los obtenidos por

Villanueva-Fonseca y Escobedo-Bonilla (2013) para C. gigas en costas de

Sinaloa, quienes alcanzaron tallas comerciales a los 8 meses después de su

siembra, y coinciden con Leal-Sepúlveda (2011) con C. corteziensis al reportar la

talla comercial a los 7 meses de iniciado su cultivo. Sin embargo, el desempeño de

crecimiento de los ostiones cultivados en ambas localidades del presente trabajo

fue diferente (P<0.05), ya que parámetros poblacionales para los animales en el

sitio de Ahome fueron mayores.

En general, el crecimiento de moluscos bivalvos está afectado por cambios

estacionales que modifican la composición de la biomasa del tejido blando y su

relación con el ciclo reproductivo, reflejando una compleja interacción entre los

factores ambientales externos e internos (Giese y Pearce, 1974; Sastry, 1979).

Entre los factores externos estudiados, los que presentan mayor influencia sobre

la reproducción de bivalvos son la temperatura, la salinidad y el alimento

disponible (Muranaka y Lannan, 1984; Robinson, 1992). En este sentido, el cultivo

de C. gigas realizado en Las Aguamitas se desarrolló a mayor temperatura

(22.5±03-30.8 °C) y salinidad (30.3±0.3-35.6±03 ups) con respecto a las

registradas en El Colorado, sin embargo, estos parámetros parecieran no haber

afectado su crecimiento ya que fue continuo a lo largo del cultivo y por otra parte,

los valores obtenidos se encuentran dentro de los límites de tolerancia (16-32 °C

de temperatura y 25-37 ups de salinidad) para el cultivo de C. gigas (Mazón-

Suástegui, 1996).

Deslous-Paoli, et al., (1982) menciona que la cantidad del alimento presente

en el medio tiene influencia directa sobre la acumulación de reservas energéticas

en el ostión. Esto podría explicar parcialmente el mayor crecimiento mostrado por

los ostiones cultivados en El Colorado, Ahome, ya que en dicho sitio se presentó

107

mayor disponibilidad de alimento (1.1 a 10.2 mg m³ de Clo-a), en comparación con

Las Aguamitas, Navolato (2.8 a 6.8 mg m³ de Clo-a).

El ICF está asociado al almacenamiento de energía y la reproducción, y

puede ser influenciado, al igual que el crecimiento, por factores ambientales como

la temperatura, salinidad, disponibilidad de alimento (Muranaka y Lannan, 1984;

Robinson, 1992), al igual que por la incidencia y prevalencia de parásitos

(Shumway, 1996; Ríos-Quintal, et al. 2010). El ICF en los ostiones cultivados en El

Colorado y en Las Aguamitas, Sinaloa, fluctuó dependiendo de los meses de

muestreo. No se encontró correlación (P>0.05) entre el ICF, temperatura,

salinidad, disponibilidad de alimento y carga parasitaria para ninguno de los dos

sitios. Sin embargo, se observó que los valores mínimos de ICF en Ahome y

Navolato se presentaron en junio de 2014, en contraste, los valores máximos se

presentan con dos meses de diferencias, en septiembre (Ahome) y noviembre

(Navolato) de 2013 respectivamente. Estos resultados podría deberse a que las

reservas energéticas y su comportamiento de almacenamiento pueden cambiar

ligeramente entre localidades una vez que estas están influenciadas por factores

externos como temperatura, salinidad, disponibilidad de alimento (Gabbott, 1975 y

Bayne, 1975), la presencia de patógenos (Barber et al., 1988). En el presente

trabajo el ICF y carga parasitaria fue diferente (P<0.05) para cada sitio

dependiendo de la estación. Los máximos valores del ICF se encontraron en

verano e invierno, mientras que la carga parasitaria fue mayor en verano con

respecto al invierno y no se encontró correlación entre los dos parámetros. El

comportamiento del ICF y carga parasitaria difieren de lo reportado por Leite et al.,

(2004) al analizar seis poblaciones cultivadas de almeja Ruditapes decussatus

durante el verano e invierno de los años 2000/2001 y 2002/2003 ( )en costas entre

Portugal y España, encuentran diferencias significativas en el ICF y carga

parasitaria en cada año, sin embargo, en dos de los sitios no encuentran

diferencias entre la carga parasitaria de verano e invierno, encontrando mayor

valor de ICF en verano con respecto al invierno con una correlación inversa entre

ICF y carga parasitaria.

108

La presencia de Perkinsus sp. en Sinaloa estaba reportada solamente para

poblaciones cultivadas y silvestres del ostión de mangle S. palmula en La Cospita,

La Reforma, Topolobampo y La Bocanita (Cáceres-Martínez et al., 2012), en el

ostión japonés C. gigas cultivado en el estero la Pitahaya, Guasave (Villanueva-

Fonseca, 2012), y en el callo de hacha Atrina maura, en el estero la Piedra,

Guasave (Rubio-Zepeda, 2013). Con el presente trabajo, es posible establecer

que la distribución del patógeno es más amplia al reportar su presencia en otras

localidades del estado de Sinaloa. De acuerdo a Burreson y Calvo (1996), la

temperatura del agua y la salinidad son los parámetros ambientales que tienen

mayor influencia en el crecimiento y supervivencia de la C. gigas, y en la dinámica

de las infecciones por patógenos como Perkinsus sp., lo cual coincide con lo

observado en estos resultados. Durante los trece meses de cultivo, las

temperaturas del agua para los dos sitios oscilaron entre 19.7±03 y 30.8±0 °C, lo

que de acuerdo a Villanueva-Fonseca (2012) se encuentra dentro de los límites de

tolerancia para C. gigas. Las salinidades oscilaron entre 30.0±05 y 38.6±0 ups,

valores por encima de los limites (25-37 ups) adecuados para el desarrollo del

cultivo de ostión (Mazón-Suástegui, 1996).

Por otra parte, en el presente estudio las infecciones por Perkinsus sp.

presentaron su máxima intensidad (72 cel/g) y prevalencia (80%) a mediados del

verano con temperaturas de 30.7 °C y la más baja intensidad (1 cel/g) y

prevalencia (26 %) al final del invierno con temperaturas de 19.7 °C . Estos

resultados concuerdan con el patrón general de la infección encontrado en otros

trabajos donde se ha demostrado que la temperatura del agua controla el ciclo

anual en la dinámica de Perkinsus sp., de tal manera, que la máxima prevalencia e

intensidad se producen 1-2 meses después de las máximas temperaturas del

agua en verano, y la prevalencia e intensidad más bajas se suceden 1-2 meses

después de las temperaturas mínimas del invierno (Burreson y Calvo, 1996; Leite

et al.,2004; Rubio-Zepeda, 2012 y OIE, 2012). Aun cuando Perkinsus sp. se

multiplica más rápidamente en temperaturas de 25 a 30 °C (Burreson et al., 1994),

en el presente estudio la temperatura y la salinidad no mostraron correlación

109

significativa con el crecimiento del ostión, prevalencia de la infección y carga

parasitaria.

La prevalencia de la infección por Perkinsus sp. encontrada en el cultivo de

C. gigas del presente estudio, es mayor a lo reportado por Villanueva-Fonseca y

Escobedo-Bonilla, (2013) al evaluar mediante la escala de Mackin, (1962),

infecciones por P. marinus en C. gigas cultivado en el estero La Pitahaya,

Guasave, registraron prevalencias que variaron entre 6.6 y 20 %. Mientras que en

el presente estudio, se obtuvieron prevalencias que variaron entre 26 y 83% en El

Colorado, Ahome, y 40 y 80% en Las Aguamitas, Navolato. La diferencia entre las

mayores prevalencias del presente trabajo podrían deberse a la cantidad de

muestra utilizada en el cultivo de tejido en MFT. Villanueva-Fonseca y Escobedo-

Bonilla, (2013) utilizaron pequeños fragmentos de 1 a 3 g de tejido y en el

presente trabajo, se utilizaron 5 g de tejido. Esto puede apoyarse en los resultados

obtenidos por Yarnall et al., (2000), al comparar la sensibilidad entre la técnica de

cultivo de tejidos en MFT con la metodología para estimar la intensidad con la

escala relativa de Mackin, (1962) y la metodología para la carga parasitaria (Fisher

y Oliver, 1996). Se analizó tejido de manto y branquias de 25 ostiones de C.

virginica infectados con P. marinus para los dos técnicas. En la escala de Mackin

se detectaron 19 de 25 infecciones, mientras que en la carga parasitaria se

detectaron 24 de 25 infecciones. Por otra parte, Oliver et al. (1998) y Cáceres-

Martínez et al. (2012) encuentran una distribución no homogénea del parásito

entre los diferentes órganos del hospedador. Fisher y Oliver, (1996) y OIE, (2010)

sugieren que aumentando la cantidad de tejido también se aumenta la posibilidad

de detectar las células de Perkinsus sp.

Los contenidos de nutrientes encontrados en el presente trabajo son

similares a los reportados por Hurtado-Oliva (2008) para una población C.

corteziensis en Laguna Ceuta, Sinaloa, y similares a los obtenidos por Ícaro-

Gomes (2013) en poblaciones cultivadas de C. gigas en Ria de Arousa, Galicia,

España. La concentración de reservas nutricionales (triglicéridos, lípidos, proteínas

y carbohidratos) contenidas en músculo aductor, glándula digestiva y gónada en

110

los ostiones cultivados durante 13 meses en ambos sitios de Sinaloa del presente

trabajo, mostraron diferencias dependiendo del lugar de cultivo, la estación y tejido

analizado. Estos resultados concuerdan con lo reportado por Gabbott (1975),

Bayne (1975), Sastry (1979) y Fabioux et al. (2005), quienes reportan que el ciclo

estacional de almacenamiento y movilización de reservas energéticas en ostras

mantiene una estrecha relación con el ciclo reproductivo, donde los periodos de

movilización de las reservas pueden cambiar ligeramente entre localidades, una

vez que las etapas del ciclo reproductivo están influenciadas por factores

exógenos como disponibilidad de alimento, temperatura, salinidad y la presencia

de parásitos. Sin embargo, en el presente trabajo no se encontró correlación entre

el crecimiento, la supervivencia, el índice de condición fisiológica, el

almacenamiento y movilización de reservas energéticas, la carga parasitaria y la

prevalencia de la infección por Perkinsus sp. Esta nula correlación podría ser una

evidencia más sobre la poca vulnerabilidad de C. gigas ante la infección de

Perkinsus sp., tal como lo reporta Barber (1996), Calvo et al. (1999, 2001) y Villanueva-Fonseca y Escobedo-Bonilla (2013).

111

X. CONCLUSIONES 1.- C. gigas cultivado en El Colorado, Ahome y Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa,

alcanzó la talla comercial (80 mm) en 7 meses de cultivo.

2.- Se encontró al patógeno Perkinsus sp. en cultivos de C. gigas en El Colorado,

Ahome y Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa. En El Colorado, la prevalencia y carga

parasitaria de Perkinsus sp. fueron de 55.27 % y 10.11 cel/g respectivamente,

mientras que en Las Aguamitas, presentó una prevalencia de 54.99 % y una

carga parasitaria de 5.32 cel/g. Se confirma la presencia de Perkinsus sp. en los

dos sistemas lagunares estudiados.

3.- La infección por Perkinsus sp. en ostiones cultivados en El Colrado, Ahome y

Las Aguamitas, Navolato fue ligera.

4.- La prevalencia de la infección y carga parasitaria de Perkinsus sp. en C. gigas

no mostraron correlación con ninguno de los parámetros ambientales de ambos

sitios de cultivo.

5.- La prevalencia de la infección y la carga parasitaria de Perkinsus sp. en C.

gigas no afectaron su índice de condición fisiológica.

6.- La prevalencia de la infección y carga parasitaria de Perkinsus sp. en C. gigas

no afectaron sus contenidos de triglicéridos, lípidos, proteínas y carbohidratos.

7.- C. gigas cultivado en El Colorado, Ahome y Las Aguamitas, Navolato, Sinaloa,

mostró ser poco susceptible a la infección por Perkinsus sp.

8.- La técnica del FTM aplicada en el presente trabajo mostró ser viable, sensible y

específica para la detección de Perkinsus sp.

9.- El presente trabajo contribuye al conocimiento de la distribución geográfica del

patógeno en las costas de Sinaloa.

112

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Evaluación de la condición fisiológica del ostión japonés