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CENTRO DE CIENCIAS BÁSICAS
TESIS
OBTENCIÓN Y PURIFICACIÓN DE ANTICUERPOS POLICLONALES
ESPECÍFICOS CONTRA EL CONTAMINANTE EMERGENTE
ESTREPTOMICINA
PRESENTA
Ivonne Chaides Zúñiga
PARA OBTENER EL GRADO DE MAESTRA EN CIENCIAS
AREA TÓXICOLOGIA
TUTOR (ES)
Dra. Norma Angélica Chávez Vela
Dra. Eva María Salinas Miralles
COMITÉ TUTORAL
Dr. Juan Jáuregui Rincón: Asesor
Aguascalientes, Ags., Noviembre de 2014
AGRADECIMIENTOS
De corazón, quiero agradecer de la manera más sincera, a la Dra. Norma Angélica
Chávez Vela, ya que confió en mi desde el principio y me permitió trabajar en este
proyecto, siempre estuvo al pendiente de mi trabajo de tesis, y más allá de ser mi tutora,
es un ejemplo para mí.
Así mismo, a la Dra. Eva María Salinas Miralles, por apoyarme en este trabajo,
invitándome a pensar y enseñándome como fundamentar la investigación.
Al Dr. Juan Jáuregui Rincón, por contribuir a la realización de este trabajo, facilitándome
equipos, así como por su asesoramiento.
A mi compañera LAQB. Verónica Elizabeth Moreno Córdova, por estar conmigo en todo
el desarrollo de este trabajo, apoyándome tanto laboral como emocionalmente.
A la Dra. Yvonne Rosenstein, por permitirme trabajar con ella en la estancia realizada en
el IBT, así como a mis compañeros Roberto, Montserrat, Dany, Álvaro, Brenda, Joseph,
porque me recibieron en su laboratorio y me ayudaron en todo, brindándome su amistad.
A mi gran amigo Carlos Encarnación, que siempre me apoyo, ya fuera con palabras de
ánimo o burlas, así como a mis demás compañeros de la maestría, ya que formaron parte
de este proceso de aprendizaje.
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT), por la beca que me otorgó
para realizar los estudios de doctorado y por haber aportado parte de los recursos que
permitieron realizar esta investigación.
DEDICATORIAS
Dedico este trabajo, a todas aquellas personas que han estado a mi lado apoyándome y
dándome ánimos para seguir adelante.
A mis padres, María Elena y Abelardo, por enseñare la importancia de esforzarse al
máximo y dar todo de sí en el trabajo.
A mis hermanos Azucena y Oscar, por ser mi fuente de inspiración.
A mi cuñada Marisol, por apoyarme incondicionalmente.
Y a mi pequeño sobrino Elías, porque quiero ser un ejemplo para él.
Y a mí misma, ya que esta fue una meta que me propuse hace algún tiempo, y que ahora
puedo ver cumplida por mi esfuerzo.
Página | 1
INDICE GENERAL
Pagina
INDICE DE TABLAS…………………………………………………………………………………. 5
INDICE DE FIGURAS ………………………………………………………………………………. 6
ACRONIMOS…………………………………………………………………………………………. 7
RESUMEN……………………………………………………………………………………………. 10
ABSTRAC…………………………………………………………………………………………….. 11
INTRODUCCION…………………………………………………………………………………….. 12
1. ANTECEDENTES.………………………………………………………………………………. 13
1.1. Problemática del agua…………………….……………………………………………….. 13
1.2. Contaminantes emergentes………….……………………………………………………. 15
1.2.1. Características de los contaminantes emergentes…..…………………………... 16
1.2.2. Principales contaminantes emergentes ………………………………………….. 17
1.3. Los antibióticos como contaminantes emergentes.………………..…………………… 20
1.3.1. Aminoglucósidos……………………………………………………………………... 20
1. Mecanismos de acción y efectos.……………………………………………….. 21
2. Uso de antibióticos aminoglucósidos ………………….……………………….. 21
3. Efectos tóxicos……..……….……………………………………………………... 21
4. STR…………………………………………………………………………………. 23
1.4. Métodos de detección de contaminantes emergentes...……………………………….. 24
1.4.1. Métodos Inmunoquímicos…………………………..………………………………. 26
1.5. Inmunología Básica…………….……….………………………………………………….. 26
1.5.1. Anticuerpos…………………………………………………………………………… 26
1. Inmunoglobulinas G……….……………………………………………………… 29
1.5.2. Antígenos e inmunógenos…………………………………………………………. 29
Página | 2
1.5.3. Interacciones Antígeno-Anticuerpo………………………………………………… 30
1.5.4. Anticuerpos policlonales……………………………………………………………. 31
1.5.5. Producción de Anticuerpos….……………………………………………………… 31
1. Inmunización…………….…………………………………………………………
2. Adyuvantes…………………………………….…………………………………..
31
32
3. Portadores Inmunogénicos…………………………….………………………… 33
1.5.5.3.1. Hemocianina de lapa californiana o KLH……………………. 33
1.5.5.3.2. Albumina sérica bovina o BSA……………………………….. 34
1.5.5.3.3. Ovoalbúmina u OVA……………………..…………………….. 34
1.6. Métodos de purificación de anticuerpos……………………….…………………………. 34
1.6.1. Purificación con sulfato de amonio………………………..……………………….. 34
1.6.2. Purificación con ácido Caprilíco………………………………………………….. 35
1.6.3. Purificación de anticuerpos por cromatografía de afinidad……………………… 35
1.7. Ensayos inmunológicos……………………………….…………………………………… 35
1.7.1. Técnicas basadas en “Blotting”…………………………………………………….. 36
1.8. Antecedentes de la detección de antibióticos en agua residual……………………….. 38
2. JUSTIFICACION………………………………………………………………………………… 40
3. HIPOTESIS……………………………………………………..……………………………….. 41
4. OBJETIVOS…………………………………………………………….………………………... 42
4.1. Objetivo general……………………………………….……………………………………. 42
4.2. Objetivos específicos……………………………………………………………………….. 42
5. MATERIALES Y METODOLOGIA………………..…………………..……………………….. 43
5.1. Material………………………………………………………………………………………. 43
5.1.1. Material biológico…………………………………………………………………….. 43
5.1.2. Inmunógeno………………………………………………..…………………………. 43
5.2. Métodos…………………………………………………………………..…………………..
.
43
Página | 3
5.2.1. Obtención de anticuerpos policlonales específicos contra STR………...……… 43
5.2.2. Purificación de anticuerpos policlonales…………………………………………... 45
1. Purificación de anticuerpos por precipitación con sulfato de amonio……….. 45
2. Purificación de anticuerpos por precipitación con ácido caprilíco……………. 46
3. Purificación de anticuerpos específicos contra STR por cromatografía de
inmunoafinidad……………………………………………………………
47
4. Determinación de la pureza de los anticuerpos policlonales anti-STR……... 51
5.2.3. Verificación de la reactividad de los anticuerpos anti-STR…………………….. 55
5.2.4. Verificación de la especificidad de los anticuerpos anti-STR…………….……. 57
1. Diferentes antibióticos aminoglucósidos……………………………………..… 57
2. Diferentes fármacos, entre ellos antibióticos no aminoglucósidos...……….. 57
6. RESULTADOS…………………………………………………………………………………… 58
6.1. Producción de anticuerpos policlonales específicos contra STR……..………………. 58
6.1.1. Inducción de la producción de anticuerpos policlonales anti-STR..……………. 58
6.2. Purificación de anticuerpos policlonales contra STR...…………………………………. 59
6.3. Verificación de la reactividad y especificidad de los anticuerpos anti-STR.…………. 64
a) Reactividad de los anticuerpos policlonales anti-STR………………...……… 64
b) Evaluación de la especificidad de los anticuerpos anti-STR..………………. 65
7. DISCUSIONES…………………………………………………………………………………... 67
7.1. Producción de anticuerpos policlonales específicos contra STR ……………..……… 67
7.2. Purificación de anticuerpos anti-STR………………………..…………………………… 68
7.2.1. Purificación de anticuerpos por cromatografía de inmunoafinidad……………. 69
1. Acoplamiento de la STR a la Sefarosa 4B……………………………………… 70
2. Estandarización del método de purificación por cromatografía de
inmunoafinidad utilizando columna de sefarosa 4B activada con
cianógeno………….……..………………………………………………….
70
Página | 4
7.3. Determinación de la pureza, reactividad y especificidad de los anticuerpos
policlonales anti-STR………………….…………………………………………………...
71
7.3.1. Determinación de la pureza de los anticuerpos policlonales anti-
STR…………………………………………………………………………………….
71
7.3.2. Determinación de la reactividad de los anticuerpos policlonales anti-
STR…………………………………………………………………….
72
7.3.3. Determinación de la especificidad de los anticuerpos policlonales anti-
STR.…………….……………………………………………………………………..
73
CONCLUSIONES…………………………………………….…………………………………. 75
BIBLIOGRAFIA…………………………………………………….……………………………. 76
Página | 5
ÍNDICE DE TABLAS
Tema Página
Tabla 1. Diferentes condiciones de elución 51
Tabla 2. Formulación reactivo de Bradford 52
Tabla 3. Formulación de gel separador para electroforesis SDS-PAGE 52
Tabla 4. Formulación de gel concentrador para electroforesis SDS-PAGE 53
Tabla 5. Formulación de la solución de muestra para electroforesis SDS-
PAGE 54
Tabla 6. Diferentes antibióticos empleados en pruebas de especificidad de
anticuerpos anti-STR, pertenecientes a diferentes grupos de
aminoglucósido
57
Tabla 7. Concentración proteica obtenida en cada perfil de elución 62
Tabla 8. Concentración proteica en la muestra obtenida tras cada paso de
purificación 62
Página | 6
ÍNDICE DE FIGURAS
Tema Página
Figura 1. Ciclo del Agua 13
Figura 2. Estructura química de la STR 23
Figura 3. Estructura de la unidad básica que conforma los anticuerpos 27
Figura 4. Diferentes clases de inmunoglobulinas 29
Figura 5. Etapas de obtención de anticuerpos policlonales de conejo contra
la STR 43
Figura 6. Esquema de los componentes de la columna Hi-Trap NHS-activada 47
Figura 7. Prueba de Dot Blot revelada por fosfatasa alcalina para evaluar la
generación de anticuerpos anti-STR en cada conejo 58
Figura 8. Dot Blot con revelado por ECL para evaluar la generación de
anticuerpos anti-STR en cada etapa de la inmunización de los
conejos
58
Figura 9. Gel electroforético teñido con plata diferentes pasos de purificación:
Hi-Trap NHS-activada 59
Figura 10. Gel electroforético teñido con plata diferentes pasos de purificación:
Sefarosa 4B activada con cianógeno 59
Figura 11. Gel electroforético teñido con azul de Coomassie, prueba de
acoplamiento 60
Figura 12. Diferentes perfiles de elución, Sefarosa 4B activada con cianógeno 61
Figura 13. Inmunoblot a las fracciones de anticuerpos por purificación de
inmunoafinidad 63
Figura 14. Obtencion del titulo de anticuerpos vs antigeno 64
Figura 15. Evaluación de la reactividad de anticuerpos policlonales anti-STR 65
Figura 16. Dot Blot para determinar la presencia de STR en agua residual 65
Figura 17. Prueba por Dot blot para determinar la especificidad de los
anticuerpos anti-STR; diferentes antibióticos aminoglucósido 66
Figura 18 Prueba por Dot blot para determinar la especificidad de los
anticuerpos anti-STR; diferentes antibióticos no
aminoglucósido
66
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ACRONIMOS
(NH4)2SO4 Sulfato de amonio
°C Grados Celsius
µg Microgramo
µl micro litro
µm Micrómetros
Ab Anticuerpos
Abs Absorbancia
ACF Adyuvante completo de Freud
Ag Antígeno
AIF Adyuvante incompleto de Freud
APS Persulfato de amonio
BFR'S Retardantes de llama fluorados
BSA Albumina sérica bovina
C(-) Control negativo
C(+) Control positivo
CaCl2 Cloruro de calcio
CH3COONa Acetato de Sodio
CIM Concentración inhibitoria mínima
Cmax Concentración máxima
CNBr Bromuro de cianógeno
Da Dalton
DA'S Drogas de abuso
DEAD Cromatografía de intercambio iónico
Dm Distancia recorrida por la muestra
Dt Distancia total
DTT Ditrioteitol
ECL Quimioluminiscencia aumentada
EDAR Plantas de tratamiento de agua residual
ELISA Ensayo por inmunoabsorbencia ligado a enzimas
EPA Agencia para la protección de medioambiente
F(ab) Fragmento de unión al antígeno
FAO Organización de las naciones unidas para la alimentación y la
agricultura
Fc Fragmento cristalizable
FIA Inmunoensayo por fluorescencia
g Gravedades
GC-MS Cromatografía liquida acoplada a espectrofotometría de gases
HC Cadena pesada
HCl Ácido Clorhídrico
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HPLC Cromatografía liquida de alta eficiencia
HPLC-MS Cromatografía liquida de alta eficiencia acoplada a masas
HRP Peroxidasa de rábano picante
Ig Inmunoglobulina
IgG Inmunoglobulina de tipo G
kDa KiloDalton
Kg KiloGramo
KH2PO4 Fosfato de potasio monobásico
KLH Hemocianina de lapa californiana
KLH-STR STR acoplada a hemocianina de lapa californiana
KSCN Tiocianato de potasio
L Litros
LC Cadena ligera
LC-MS-(MS) Cromatografía liquida acoplada a Cromatografía de masas en tándem
LIA Inmunoensayo por quimioluminiscencia
Log PM Logaritmo del peso molecular
mg MiliGramo
mg MiliGramo
min Minutos
ml Mililitro
mM Milimolar
Na2HPO4 Fosfato de sodio dibásico
NaCl Cloruro de sodio
NaHCO Carbonato de sodio
NaN3 Azida de Sodio
NaPO3 Fosfato de Sodio
nm Nanómetro
OFL Ofloxacina
OMS Organización mundial de la salud
OVA Ovoalbumina
PBS Solución tampón de fosfatos
PCB's Policlorobifinilos
PCCC Parafinas cloradas
PCP Productos de cuidado personal
PFOA Ácido perfluoroctanoico
PFOS Compuestos perfluorados
pH Potencial de hidrogeno
PO4 Ion fosfato
PVDF Polifluoruro de vilidieno
QA Quinolonas
Rf Coeficiente de migración
SC Subcutánea
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SDS Dodecilsulfato de sodio
SDS-PAGE Electroforesis en gel de poliacrilamida con dodecilsulfato de sodio
STR Estreptomicina
TBS Solución tampón tris-salino
TT Toxoide tetánico
T-TBS Solución tampón tris-salino con tween
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RESUMEN
La principal fuente de generación de antibióticos contaminantes, son las aguas residuales
de origen hospitalario, y debido a los problemas que se presentan para su eliminación, existe un
peligro latente en la generación de cepas bacterianas, de diferentes microorganismos o/y virus
resistentes a los antibióticos. Un antibiótico ampliamente utilizado es la estreptomicina (STR,
antibiótico aminoglucósidos), la cual se tiene reportado que causa problemas de ototoxicidad y
nefrotoxicidad entre otros, en el humano.
Las metodologías más utilizadas para la detección de antibióticos en matrices ambientales
requieren el manejo de equipos complejos, costosos, que consumen mucho tiempo en su manejo,
además de que su operación no es sencilla. Una opción a este tipo de metodologías, son aquellos
basados en interacciones inmunoquímicas. Uno de estos métodos, que han presentado buenos
resultados, así como facilidad de desarrollo y alta sensibilidad de detección, son aquellos basados
en interacciones inmunológicas entre anticuerpo dirigidos específicamente contra el fármaco. Este
tipo de metodologías permite el procesamiento de números elevados de muestras, así como el
uso de pequeños volúmenes de la misma, debido a la especificidad que existe entre la interacción
antígeno anticuerpo.
Es por esto, que este trabajo se enfocó a la obtención y purificación de anticuerpos
policlonales específicos contra la STR, los cuales se produjeron bajo un protocolo de inmunización
en conejos adultos jóvenes de la cepa Nueva Zelanda, cuya reactividad fue demostrada mediante
pruebas de Dot Blot.
El limite más bajo de detección presentado por estos anticuerpos anti-STR, fue de 25
µg/ml (0.0025%). Sin embargo, estos anticuerpos no fueron específicos únicamente contra la STR,
sino que presentaron una reacción cruzada contra otros antibióticos aminoglucósidos (kanamicina,
neomicina y paromomicina), pero no con antibióticos no aminoglucósidos. Esto lejos de presentar
un problema, acarrea la ventaja de un número mayor de moléculas detectables en aguas
residuales. Cabe señalar, que la mayoría de los antibióticos aminoglucósidos se utilizan en
combinación, por lo cual, el que solo exista la presencia de uno solo en el agua residual no es
viable. Al ser los anticuerpos capaces de reconocer otros antibióticos, la utilización de los mismos
en pruebas de detección se amplía a un rango que abarca más moléculas de interés.
Con los anticuerpos obtenidos en el laboratorio, se logró la detección de STR en agua
residual adulterada en el laboratorio. Con esto, se demostró, que las condiciones físicas y
químicas no controladas en las que se encuentra el agua, no afecta la reactividad de los
anticuerpos ante la STR.
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ABSTRACT
The main source of generation of antibiotics as contaminants, are hospital wastewaters.
One of the problems that arise from their disposal, is that they are a potential risk for the generating
of bacterial strains and / or viruses resistant to antibiotics. An antibiotic widely used is the
streptomycin (STR, aminoglycoside antibiotic), which is reported to cause ototoxicity and
nephrotoxicity problems in human.
The methodologies used for the detection of antibiotics in environmental matrices require
complex handling, expensive and time-consuming methodologies and equipment, plus the are not
simple to operate. An option to such methodologies are those based on immunochemical
interactions. One of these methods, which has presented good results, easy development and high
detection sensitivity, are those based on immunological interactions between antibody specifically
directed against the drug. Such methods allow the processing of large numbers of samples, and
the use of small volumes of the same, due to the specificity between the antigen-antibody
interaction.
It is for this reason that the aim of this work was to obtain and purificate specific polyclonal
antibodies to STR, which occurred under an immunization protocol in young-adult rabbits strain
New Zealand, whose reactivity was demonstrated by Dot Blot tests.
The lowest detecting limit presented by these anti-STR, antibodies was 25 mg / ml
(0.0025%). However, these antibodies were not specific only against the STR. they presented a
cross reaction against other aminoglycoside antibiotics (kanamycin, neomycin, and paromomycin)
but not against non-aminoglycoside drugs. This far from presenting a problem, brings the
advantage of a greater number of detectable molecules in wastewater. It is noteworthy that most of
the aminoglycoside antibiotics are used in combination, therefore, the solely presence of one of
them in the wastewater is not viable. As antibodies are capable of recognizing the other
aminoglycoside antibiotics, their use in screening is extended to a range that covers more
molecules of interest.
With the antibodies raised in our laboratory, the detection of STR in adulterated residual
water was achieved. With this, it was shown that the physical and chemical uncontrolled conditions
in which the water is located, does not affect the reactivity of the antibodies to the STR.
Página | 12
INTRODUCCION
Los productos farmacéuticos comprenden un amplio grupo de compuestos químicos,
utilizados en grandes cantidades y variedad, sin embargo el estudio del comportamiento de estas
sustancias al ingresar a las aguas superficiales, su impacto en el ambiente y posible incidencia en
la salud ha recibido atención sólo en los últimos años. Los fármacos luego de su administración
son absorbidos y metabolizados por el organismo y finalmente excretados alcanzan a los sistemas
acuáticos, aunque en pequeñas cantidades, de forma continua a través de los efluentes de agua
residual. (Ankley y cols., 2007).
El perfil de composición y niveles de concentración encontrados varían dependiendo del
país y consumo de los fármacos en cuestión. En los últimos años se han desarrollado y optimizado
métodos analíticos para la determinación de compuestos farmacéuticos, con el objeto de mejorar
la precisión y la sensibilidad, para logra cuantificar con exactitud las concentraciones en muestras
ambientales (Kostopoulou y Nikolaou, 2008).
El objetivo del presente trabajo se enfocó a la obtención y purificación de anticuerpos
policlonales específicos contra un fármaco antibiótico aminoglucósido, la STR, los anticuerpos se
produjeron bajo un protocolo de inmunización en conejos adultos jóvenes de la cepa Nueva
Zelanda, cuya reactividad fue demostrada mediante pruebas de Dot Blot.
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1. ANTECEDENTES
1.1 Problemática del agua
El agua, es un recurso natural escaso, indispensable para la vida humana y el
sostenimiento del medio ambiente, que como consecuencia del rápido desarrollo humano y
económico y del uso inadecuado que se ha hecho de ella como medio de eliminación, ha sufrido
un alarmante deterioro. Al problema de la contaminación, que comenzó a hacerse notable ya a
principios del siglo XIX, cabe añadir el problema de la escasez, aspecto que está adquiriendo
proporciones alarmantes a causa del cambio climático y la creciente desertización que está
sufriendo el planeta (Postigo, López y Barceló, 2010).
La aparición de elementos "no deseables" y tóxicos en el agua, y la variación en las
concentraciones de sus constituyentes comunes, tiene su origen en el denominado "ciclo del
agua" (figura 1). En alguna parte de este ciclo, en el cual confluyen distintos compartimentos
ambientales y actividades humanas, es donde se produce la contaminación del agua, o mejor
dicho, la alteración de su calidad. De acuerdo con este ciclo, las principales vías de entrada de
contaminantes en el medio ambiente acuático son las aguas residuales, entre las que se incluyen
las urbanas, industriales y las de origen agrícola o ganadero. La prevalencia de una u otra
depende en gran medida del tipo de contaminación de que se trate y del nivel de depuración o
atenuación natural (si existe) que experimentan (Postigo, López y Barceló, 2011).
Figura 1. Ciclo del Agua; (Barceló y López, 2011)
Muchas regiones del mundo están experimentando crecientes problemas de déficits
hídricos. Esto se debe al crecimiento implacable de la demanda de agua frente a unos recursos
hídricos estáticos o en disminución y a las periódicas sequías debidas a factores climáticos. El
déficit hídrico también se produce por la contaminación provocada por las aguas residuales de
ciudades en expansión, muchas de las cuales solo han sido tratadas de manera parcial, y de la
contaminación de los acuíferos por diversas fuentes. Dicha contaminación del agua empeora los
efectos de la escasez, al reducir la cantidad de agua segura para el consumo. La escasez de agua
en todos sus aspectos conlleva graves costos económicos, sociales e incluso políticos (FAO,
2013).
Página | 14
Mientras el consumo doméstico de agua a nivel internacional se sitúa alrededor de 150
litros/persona*día, el valor admitido generalmente para los hospitales está dentro de rango de 400
a 1,200 litros/cama/día. Uno de los análisis que permite evaluar el impacto de la actividad
hospitalaria sobre los recursos hídricos es la determinación de la carga contaminante asociada al
caudal de aguas residuales que se genera diariamente. Puede estimarse que el 80% del volumen
de agua consumido en un hospital en un día corresponde a la generación de aguas residuales.
Este consumo importante de agua en los hospitales genera a su vez significantes
volúmenes de aguas residuales cargadas con compuestos químicos tóxicos, residuos de drogas,
microorganismos (algunos de los cuales presentan multirresistencia a los antibióticos), elementos
radioactivos y radio isótopos, metales pesados y compuestos órgano-halogenados. El agua
residual de un establecimiento hospitalario es una mezcla compleja, capaz de generar serios
problemas ambientales, pudiendo llegar a ser de 5 a 15 veces más tóxicas que las aguas
residuales domésticas (Ramos, 2008).
En México el crecimiento económico no ha tomado en cuenta plenamente las señales de
escasez de agua. La concentración de la población y la actividad económica han creado zonas de
alta escasez, no sólo en las regiones de baja precipitación pluvial sino también en zonas donde
eso no se percibía como un problema al comenzar el crecimiento urbano o al establecer
agricultura de riego. Tan sólo para ilustrar la situación extrema en la que se encuentra el agua
subterránea, se puede mencionar que, según cálculos de la Comisión Nacional del Agua (CNA),
101 acuíferos de un total de 600 están sobre explotados (Jiménez, 2011).
Los problemas de escasez de agua en México se han agravado en las últimas décadas, lo
que genera mayor tensión en la competencia por el recurso, no sólo al interior, sino con otros
países. En un intento por regular el uso del agua y de evitar los conflictos, el marco institucional ha
ido cambiando, sin conseguir del todo una reforma acorde con el nivel del problema. El diseño de
mecanismos de prevención y, en su caso, de mediación y resolución de conflictos, requieren de
conocer a fondo la manera en la que surgen y se desarrollan estas problemáticas (Instituto
Nacional de Ecología, 2013).
El agua ha sido tema de interés debido al papel vital que este recurso juega en la vida
humana y su creciente escasez para abastecer los servicios requeridos. El ahorro de agua potable
en el hogar es fundamental para economizarla en cualquier comunidad, sobre todo en zonas
donde el servicio o suministro público de agua suele ser costoso y algunas veces irregular.
Cuando la demanda de agua se acerca a los límites de los recursos disponibles, o bien a
la capacidad límite de los sistemas de suministro de agua, se puede producir competencia entre
los distintos usos del agua. Las áreas urbanas e industrializadas tienen, con frecuencia, una
mayor capacidad económica o poder político para crear infraestructuras y desarrollar nuevos
suministros de agua o reasignar suministros existentes desde las áreas agrícolas a las urbanas.
En la competencia por el agua, las necesidades humanas con frecuencia prevalecen sobre las
necesidades de los ecosistemas (FAO, 2013).
Los altos incrementos de la demanda de agua, con frecuencia en lugares donde son
escasos los recursos hídricos, han motivado a dirigirse hacia los efluentes de plantas de
tratamiento de aguas residuales como una fuente alternativa de recursos hídricos. La
consideración del agua residual tratada como un subproducto conlleva diversas exigencias
Página | 15
técnicas que pueden resumirse en términos de fiabilidad (garantía) tanto de su calidad como de su
cantidad. Esta consideración de producto exige en la práctica una observación estricta de la
calidad del agua residual empleada como materia prima (Kestler, 2004).
La caracterización del uso del agua regenerada como “no convencional” no quiere decir
que las aguas residuales sean poco comunes o que no se ha demostrado que sean una fuente de
suministro de agua efectiva. Las aguas residuales domésticas han sido utilizadas durante siglos
en la agricultura y el uso de las aguas residuales tratadas tiene al menos un siglo de antigüedad.
Su estatus no convencional refleja el hecho de que sólo en los últimos 30 años el uso de agua
regenerada ha tenido importancia en la planificación de los recursos hídricos. Con un tratamiento
adecuado, las aguas residuales son aptas para muchos usos urbanos, industriales y agrícolas.
Aunque aún no ha sido aprobada en muchos países, el agua regenerada se utiliza como agua
potable en algunos lugares, como es el caso de Namibia (Lahnsteiner y Lempert, 2007).
En lugar de utilizar agua potable de consumo público, actualmente se están reutilizando
aguas residuales tratadas, con una calidad sanitaria y con características físicas similares a la del
agua de abastecimiento. Además de agotar todos los recursos tecnológicos al alcance para
disminuir el uso de agua en el hogar y en las actividades comerciales e industriales, es necesario
pensar en esquemas que permitan el buen uso del agua en las ciudades (Kestler, 2004).
La creciente competencia entre los usos agrícolas y urbanos por el agua dulce de alta
calidad, especialmente en las regiones áridas y semiáridas y densamente pobladas, aumentará la
presión sobre este recurso cada vez más escaso. Las aguas residuales pueden ser una fuente de
agua más fiable (disponible todo el año) que otras fuentes con las que cuentan los agricultores,
aunque esto depende de que las fuentes primarias de aguas urbanas también sean fiables (FAO,
2013).
El re-uso del agua, es esencial para salvar este recurso, así como para alcanzar un mejor
aprovechamiento de los recursos hídricos (Scarpa y cols., 2011). Sin embargo, la falta de eficacia
de los sistemas convencionales de tratamiento de aguas residuales para eliminar contaminantes
emergentes pone de manifiesto su entrada continua en las aguas superficiales receptoras
mediante los efluentes de las depuradoras, y el riesgo que supondría la reutilización (García,
2013). Esto plantea serias interrogantes acerca de la presencia de organismos patógenos o
sustancias toxicas en dichas aguas, como son los contaminantes emergentes (Manahan, 2006).
Incluso cuando se someten a un tratamiento biológico, se ha demostrado por muchos estudios
que múltiples compuestos orgánicos, tales como productos farmacéuticos, productos de cuidado
personal (PCP), hormonas y otros compuestos de disrupción endocrina, escapan a tratamientos
convencionales de aguas residuales y algunos de ellos están cada vez más presente en el
ambiente (Scarpa y cols., 2011).
1.2 Contaminantes emergentes
Son contaminantes previamente desconocidos o todavía no reconocidos como tales, que
todavía no están incluidos en la legislación e implican riesgo por ser tóxicos, persistentes y
bioacumulables. Durante décadas, la comunidad científica ha centrado sus esfuerzos en el estudio
de estos contaminantes químicos que en su mayoría son apolares, como los hidrocarburos
aromáticos policíclicos, los policlorobifenilos (PCBs) o las dioxinas (Postigo y cols., 2010).
Página | 16
Los contaminantes emergentes corresponden, en la mayoría de los casos, a
contaminantes no regulados, que pueden ser candidatos a regulación futura, dependiendo de los
resultados de la investigación sobre sus efectos potenciales en la salud y del monitoreo de su
incidencia (Becerril, 2009). Son compuestos de los cuales se sabe relativamente poco o nada
acerca de su presencia e impacto en los distintos compartimentos ambientales (Petrovic y cols.,
2003). Así mismo, en cantidades tan pequeñas que no se detectan por los métodos analíticos
convencionales (Manahan, 2006). El estudio de estos mismos, se encuentra entre las líneas de
investigación prioritarias de los principales organismos dedicados a la protección de la salud
pública y medioambiental, tales como la Organización Mundial de la Salud (OMS), la Agencia para
la Protección del Medio Ambiente (EPA), o la Comisión Europea (Barceló y López, 2012).
Los compuestos emergentes presentan efectos significativos alterando al sistema
endocrino y bloqueando o perturbando las funciones hormonales, afectan a la salud de los seres
humanos y de especies animales aun cuando se encuentran en tan bajas concentraciones (García
y Gómez, 2010). Por su lado, las bacterias son capaces de desarrollar mecanismos de resistencia,
adquiridos y transmisibles, que consisten fundamentalmente en la producción de enzimas
bacterianas que inactivan los antibióticos o en la aparición de modificaciones que impiden la
llegada del fármaco al punto diana o en la alteración del propio punto diana (Daza, 1998). Aunque
estos contaminantes se encuentran en muy bajas concentraciones, sus efectos son significativos,
por lo que es necesario implementar adecuados diseños de tratamientos de aguas para su
eficiente remoción (García y Gómez, 2010).
Los contaminantes emergentes se convierten en un riesgo ambiental para la salud pública
en el mundo. Entre estos se destacan los principios activos farmacéuticos y los productos para el
cuidado personal, que se encuentran en cuerpos de agua para el consumo humano y de reserva.
Ensayos de eco-toxicidad han demostrado in vivo e in vitro el efecto tóxico sobre las cadenas
trófica, y su identificación cuantificación constituyen la primera etapa dentro de la toma de
decisiones para preservación del recurso (Jiménez, 2011).
La mayoría de los compuestos utilizados en la práctica médica son eliminados
directamente en los efluentes hospitalarios o a las redes municipales sin metabolizar o solo
parcialmente metabolizados, impactando finalmente en los ambientes acuáticos y en los
sedimentos. Aquellos que sean más hidrosolubles tendrán mayor movilidad en este medio y los
que poseen elevado carácter lipofílico serán adsorbidos por barros y sedimentos (Löschl y cols.,
2005).
1.2.1 Características de los contaminantes emergentes
Previamente desconocidos o no reconocidos
Su presencia en el medio ambiente no es necesariamente nueva, pero si la
preocupación por las posibles consecuencias de la misma
Son compuestos de los cuales se sabe relativamente poco o nada acerca de su
presencia e impacto en los distintos compartimentos ambientales, razón por la cual
y a su vez, la disposición de métodos para su análisis en nula o limitada.
Compuestos de elevada producción y consumo, por lo cual es continua su
introducción al medio ambiente.
Pueden no ser persistentes y causar efectos negativos.
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Pueden proceder tanto de aplicaciones industriales como de usos domésticos.
1.2.2 Principales contaminantes emergentes
a) Retardantes de llama bromados (BFR’s)
Se emplean en una gran variedad de productos comerciales, muebles, plásticos, tejidos,
pinturas y aparatos electrodomésticos. Cuentan con una gran ubicuidad, siendo detectados en un
amplio abanico de muestras, tanto humanas, animales y de medio ambiente, así como en áreas
alejadas de su área de producción y uso. Su persistencia, biodisponibilidad e indicios sobre
posibles efectos adversos como neurotoxicicidad, disrupción endocrina y cáncer, aún no están
demostradas completamente. Algunos ejemplos de estos compuestos son: Tetrabromo bisfenol A
(TBBPA), el hexabromociclododecano (HBCD), y los polibromodifenilesteres (PBDe’s) (UNAD,
2014).
b) Parafinas cloradas
Las parafinas cloradas de cadena corta (PCCC) son un grupo de compuestos sintéticos
utilizados principalmente como fluidos para el trabajo con metales, líquidos de obturación,
retardantes de llamas en gomas y textiles, en el tratamiento del cuero y en pinturas y
revestimientos.
Los datos de disponibilidad de estos compuestos en zonas apartadas a su fuente de origen
y uso, ponen en manifiesto la contaminación de la biota y del aire por las PCCC. Hay estudios que
han medido PCCC en sedimentos, agua, suelos y aire. No se descomponen de manera natural.
También se han medido en distintos organismos. Un ejemplo son las mediciones realizadas en
nematodos (Sochová y cols., 2007) o su detección en aves (Reth y cols., 2006). Los PCCC son
altamente tóxicos para organismos acuáticos.
Una ruta de exposición para los niños es la leche materna, debido a su lipofila, estas
sustancias tienden a bioacumularse en tejido graso. Su persistencia, bioacumulación y toxicidad
pueden producir efectos nocivos en el medio ambiente.
c) Pesticidas y metabolitos
La organización para la agricultura y la alimentación de las naciones unidas (FAO) y la
organización mundial de la salud (OMS) definen el término pesticida, denominado también
plaguicida, como cualquier sustancia o mezcla de ellas utilizada para prevenir o controlar
cualquier especie de planta o animal indeseable, incluyendo sustancias destinadas a utilizarse
como reguladoras de crecimiento de plantas, o como defoliantes o desecantes, durante la
producción, almacenaje, transporte, comercialización o procesado de alimentos para el hombre o
los animales.
Los pesticidas se pueden clasificar, entre otros, según las siguientes características:
Tipo de organismo al que se desea controlar: insecticida, acaricida, herbicida,
fungicida, rodenticida, etc.
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Grupo químico del principio activo: compuestos órganoclorados, órganofosforados,
carbamatos, triazinas, derivados del ácido fenoxiacetico, etc.
Su persistencia en el medio ambiente: Persistentes, poco persistentes o no
persistentes.
Su toxicidad aguda: según la toxicidad aguda oral en ratones y ratas, clasificándose
según la OMS y la agencia para la protección del medio ambiente (EPA) en: muy
tóxico, moderadamente tóxico, poco tóxico y mínimamente tóxico.
d) Compuestos perfluorados
Los compuestos perfluorados constituyen una familia amplia de contaminantes, de origen
antrópico, de la cual destacan el sulfonato de perfluorooctano (PFOS) y el ácido
perfluorooctanoico (PFOA). Estas sustancias son muy estables, tienen una gran resistencia
térmica, química y biológica. Son sustancias anfipáticas, es decir, se pueden disolver en agua y
grasa. Por estas propiedades se utilizan en multitud de productos industriales, como cosméticos,
productos textiles, revestimientos antiadherentes e impermeabilizantes, productos quita manchas,
productos de limpieza, fitosanitarios, etc.
Algunos compuestos perfluorados como los PFOS y los PFAS son persistentes en el medio
ambiente y se acumulan a lo largo de la cadena trófica. Además, estas dos sustancias son el
compuesto final de la degradación de muchos compuestos perfluorados en el ambiente y dentro
de los organismos vivos.
La alimentación, especialmente de los productos de pesca, es la principal vía de exposición
del hombre a estos compuestos.
e) Drogas de abuso
En los últimos años se han identificado las drogas de abuso (DAs) como contaminantes
ambientales. En la última década se han publicado los primeros estudios sobre la contribución de
las drogas a la carga ambiental y varios estudios recientes han demostrado efectos negativos de
las drogas de abuso sobre los organismos vivos (Chicharro y cols., 2014)
La falta de datos eco-toxicológicos no permite predecir o tener en cuenta los posibles
efectos adversos de las DAs sobre la fauna. La evaluación de riesgos en los seres humanos tras
la exposición a estos compuestos a través de otras vías como el agua potable y/o los alimentos,
requiere un mayor conocimiento, siendo que actualmente no está disponible (EFSA, 2008).
f) Fármacos
Está demostrada la presencia de restos de productos farmacológicamente activos en las
aguas residuales, así como su baja eliminación en los procesos de depuración convencionales.
Así mismo se han detectado muchos de estos compuestos en las aguas superficiales y
subterráneas, existiendo estudios sobre los efectos acumulativos y tóxicos en los peces. Además
se cree que a medio o largo plazo podrían llegar a producir efectos perjudiciales sobre la fauna
acuática y sobre la salud humana (Cortacans y cols., 2014).
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Las investigaciones en este campo se vienen desarrollando hace ya 20 años; y si bien no se
trata de compuestos persistentes, su constante utilización y vertimiento los hacen estar presentes
en nuestro entorno. La principal fuente de ingreso al ecosistema de este tipo de compuestos son
las descargas de aguas no tratadas y los efluentes de las platas de tratamiento; y en lo que
respecta a la presencia de productos y subproductos farmacéuticos en el agua para consumo
humano, existe ciertamente un riesgo menor para la población, que debe ser estudiado.
Actualmente las plantas de tratamiento, ya sean las plantas de tratamiento de agua para consumo
humano, como las de aguas residuales, no están diseñadas para tratar y eliminar productos y
subproductos farmacéuticos, por lo que conocer su presencia en nuestro entorno es fundamental
(Henríquez, 2010).
Los productos farmacéuticos pueden ser clasificados de varias maneras, según su
estructura química, su tipo de acción o su espectro de actividad (Basfar y cols., 2009). Dentro de
las sustancias farmacológicamente activas que se detectan en las aguas, pueden considerarse
como más representativos los siguientes grupos terapéuticos:
Anti-inflamatorios y analgésicos: dentro de este grupo, los compuestos más
empleados son el paracetamol, ácido acetilsalicílico, ibuprofeno y diclofenaco.
Antidepresivos: los más frecuentes son las benzodiacepinas.
Antiepilépticos: el más común es la carbamazepina.
Antilipemiantes: se aplican, fundamentalmente, para bajar los niveles de colesterol
en sangre en personas con arterioesclerosis. Los fármacos más frecuentes son los
fibratos.
β-bloqueantes: los más utilizados son el atenelol, propanolol y metopronol, entre
otros.
Antiulcerosos y antihistamínicos: comúnmente, se emplean la ranitidina y la
famotidina, entre otros.
Antibióticos: entre los más importantes se encuentras las tetraciclinas, macrolidos,
β-lactámicos, penicilinas, quinolonas, sulfamidas, fluoroquinolonas, cloranfenicol,
aminoglucósidos (ej. STR) y derivados imidazólicos.
Otras sustancias: cocaína, barbitúricos, metadona, anfetaminas, opiáceos, heroínas
y otros narcóticos (Prados, 2010).
El alto potencial en la proliferación continua de fármacos y productos de uso personal,
medicamentos veterinarios, y de otros productos químicos antropogénicos, plantea desafíos
substanciales y quizá insuperables para su regulación y control, desde el punto de vista de su
evolución y del diseño de sistemas viables para su aplicación. Por otra parte, la investigación y el
desarrollo de drogas y compuestos bioactivos evoluciona rápidamente y, en muchos casos, los
mecanismos de acción son nuevos para los sistemas biológicos, por lo que las consecuencias en
el ambiente son inciertas (Becerril, 2009). Además de los contaminantes químicos, el efluente
secundario de las plantas de tratamiento de aguas residuales contienen a menudo varios
microorganismos causantes de enfermedades, que requieren la desinfección en casos donde los
seres humanos pueden entrar después en contacto con el agua (Manahan, 2006).
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1.2.3 Los antibióticos como contaminantes emergentes
Alrededor de 3 000 medicamentos diferentes se emplean con diferentes propósitos, tales
como: antibióticos, reguladores de lípidos, agentes citostáticos, beta-bloqueadores, analgésicos,
antiinflamatorios y antiepilépticos, entre otros. Estos compuestos se transforman frecuentemente
en el organismo y una mezcla de medicamentos y/o sus metabolitos son excretados por los
pacientes. A su vez, los medicamentos se descargan en los hospitales y en las casas, a través de
las aguas residuales (Ramos, 2009). Los antibióticos ocupan el tercer puesto en volumen de uso
de todos los fármacos empleados en medicina humana, y el 70% de los empleados en medicina
veterinaria (Díaz-Cruz y cols., 2003; Barceló y López 2008).
Los antibióticos están diseñados para tener un efecto que persiste después de su uso
terapéutico, así si las cepas bacterianas que se encuentran en la naturaleza entran en contacto
con estos antibióticos y se adaptan a ellos, pueden generar más resistencia, por lo que, en un
futuro, estos fármacos no serán capaces de hacerles frente y se tendrán que aumentar las dosis,
como ya se está haciendo o se tendrán que desarrollar fármaco nuevos (Díaz-Cruz y cols., 2003;
Barceló y López 2008).
Hoy en día los contaminantes emergentes, como los antibióticos son ignorados además de
no ser monitoreados. Sus efectos adversos en la vida acuática y humana han sido reportados en
diversas investigaciones, es por eso que el impacto sobre la salud y medio ambiente ha promovido
el estudio de estos contaminantes (García–Gómez y cols., 2011).
Las concentraciones a las que se han encontrado los antibióticos en aguas superficiales,
como consecuencia de una eliminación incompleta en las plantas de depuración de aguas, o en
aguas subterráneas, debido a la escasa atenuación que experimentan algunos compuestos
durante la filtración a través de suelos, se sitúan normalmente en el rango de ng/L o µg/L,
mientras que en suelos y sedimentos, en donde pueden persistir durante largos periodos de
tiempo (la vida media del ácido clofíbrico, por ejemplo, se estima en 21 años), alcanzan
concentraciones de hasta g/Kg (Hernando y cols., 2006; Díaz-Cruz y Barceló, 2005).
1.3 Aminoglucósidos.
Los aminoglucósidos son antibióticos que fueron descubiertos en el transcurso de una
intensa investigación llevada a cabo para encontrar agentes antimicrobianos activos frente a
organismos Gram negativos. Los microbiólogos Waksman y Schatz (1943), examinaron multitud
de actinomicetos de suelos para ver si producían compuestos antimicrobianos. En 1943 se aíslo
una cepa de Streptomyces griseus que produjo la STR. Tiempo después fueron descubiertas otras
drogas relacionadas con la STR incluida la neomicina, la gentamicina, la tobramicina, la
kanamicina y la amikacina (Winter, 1994).
Son antibióticos de espectro restringido que inhiben la síntesis de proteínas bacterianas en
bacilos Gram-negativos y estafilococos. En ocasiones se utilizan en combinación con la penicilina.
Todos los miembros de esta familia —en especial la neomicina— tienen mayor toxicidad que la
mayor parte del resto de los antibióticos. Los efectos adversos asociados con la utilización
prolongada de aminoglucósidos son frecuentes e incluyen lesión de la región vestibular del oído
interno, pérdida auditiva y lesiones en el riñón (Pérez, 2005).
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1.3.1 Mecanismo de acción y efectos.
Su acción bactericida se debe a la fijación en el receptor proteico subunidad 30S
ribosomal, interfiriendo con la formación del complejo RNAm y subunidad 30S, inhibiendo de esta
forma la síntesis de proteínas al alterar la lectura del DNA.
Su absorción en el organismo es buena y progresiva, no presenta ningún metabolismo en
los mamíferos. El inicio de su acción es 1 y 1.5 horas después de su ingesta, y la duración de ésta
es de 24 horas. Su eliminación por vía renal es del 80% - 90%, vía biliar 1%, y también se puede
eliminar por leche y saliva. Su uso está indicado para tratar enfermedades como: tuberculosis,
tularemia y peste, siendo los organismos sensibles a esta: micobacterias, colibacilos, Hemophilus,
Klebsiella, Brucella,Yersinia y estreptococos (Palomino y Pachón, 2003).
Los aminoglucósidos no se absorben por el tracto gastrointestinal, de manera que hay que
administrarlos por vía parenteral (Díaz y cols., 2010). Por vía intramuscular se absorben
totalmente, obteniéndose la concentración máxima (Cmax) sérica entre 30 y 90 min. Por vía
intravenosa se recomienda administrarlos mediante perfusión durante 15-30 min, y si la dosis es
elevada (caso de mono dosis), el tiempo de perfusión se debe incrementar hasta 30-60 min para
evitar la aparición de bloqueo neuromuscular. No se recomienda su administración en las
cavidades pleural y peritoneal por la posibilidad de absorción rápida y toxicidad subsiguiente
(Palomino y Pachón, 2003).
Los aminoglucósidos muestran un patrón de actividad bactericida que es dependiente de
la concentración del antimicrobiano, pero no del tiempo de exposición de las bacterias. Por tanto,
el objetivo del tratamiento con aminoglucósidos debe ser incrementar al máximo la Cmax
administrando la dosis más alta posible que permita el límite de toxicidad. Los estudios clínicos
han comprobado que existe una relación directa entre la Cmax del aminoglucósido y la respuesta
terapéutica en el tratamiento de la bactiremia y la neumonía por bacilos Gramnegativos y que
existe una graduación dosis-respuesta entre el cociente de concentración máxima y concentración
inhibitoria mínima (Cmax/CIM) y la respuesta clínica (Palomino y Pachón, 2003). Asimismo, se ha
constatado que un cociente Cmax /CIM≥10 consigue el máximo efecto bactericida y disminuye la
selección de subpoblaciones resistentes (Shakil y cols., 2008).
1.3.2 Uso de antibióticos aminoglucósidos.
Los antibióticos aminoglucósidos se utilizan solamente para tratar infecciones graves en
enfermos hospitalizados. Son muy efectivos frente a ciertas infecciones renales causadas por
bacterias Gram negativas aerobias. Su uso está limitado, principalmente, por su elevado grado de
toxicidad. Todos los aminoglucósidos pueden dañar de forma irreversible el oído interno y el riñón,
si los niveles sanguíneos aumentan demasiado y persisten durante un largo periodo de tiempo.
Otra desventaja es la elevada frecuencia con la que surgen cepas resistentes a estas drogas. La
resistencia a la STR se desarrolla con tanta frecuencia que la droga debe utilizarse siempre en
combinación con otro agente antimicrobiano (Shakil y cols., 2008).
1.3.3 Efectos tóxicos
A pesar de ser varios los estudios que se han realizado para lograr establecer una
asociación directa entre los factores de riesgo y el desarrollo de oto o nefrotoxicidad, no existe una
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fórmula (nomograma) con la cual podamos predecir el grado de daño que desarrollará cada
paciente. Sin embargo, en dichos estudios se han encontrado correlaciones significativas entre
ciertas condiciones (tanto de los aspectos del paciente como de los aspectos farmacológicos). Los
efectos adversos graves más frecuentes de los aminoglucósidos son la ototoxicidad y la
nefrotoxicidad (Rodríguez- Álvarez, 2002).
A) Ototoxicidad
La vida media de los aminoglucósidos es cinco veces mayor en los líquidos óticos
(endolinfa y perilinfa) que en plasma.
Ocurre por la destrucción directa de las células sensoriales, tanto vestibulares como
cocleares, las cuales son altamente sensibles al daño por aminoglucósidos. El daño
coclear se manifiesta con pérdida de la audición (la percepción de los sonidos del rango
de alta frecuencia es la primera en ser afectada).
El daño vestibular se manifiesta con vértigo y/o ataxia. La ototoxicidad puede ocurrir días o
semanas después de suspender el tratamiento (Gilbert, 2000).
El daño es permanente.
La incidencia está directamente relacionada con la dosis diaria y la duración del
tratamiento. Se ha descrito una relación entre el tiempo de duración de la administración
del medicamento (mayor de 2 semanas) y la aparición de ototoxicidad(Chambers, 2001).
La administración conjunta de ácido etacrínico, furosemida, vancomicina o amfotericina B
aumenta el riesgo de ototoxicidad (Cunha, 1990)
B) Nefrotoxicidad
El riesgo de desarrollo de nefrotoxicidad por aminoglucósidos en población hospitalaria
abierta es de 5-10%( Mingeot-Leclercq y Tulkens, 1999).
El daño renal está determinado por dos condicionantes, principales: el potencial intrínseco
del fármaco para dañar las estructuras subcelulares y la cantidad de fármaco acumulado
en la corteza renal (Nordström y cols., 1990).
Otros efectos adversos menos frecuentes, aunque de igual seriedad que los anteriores,
son el bloqueo de la placa neuromuscular y las reacciones de hipersensibilidad.
C) Bloqueo de la placa neuromuscular.
Puede resultar cuando se administra un aminoglucósido en dosis altas o en dosis múltiples
fraccionadas, con un tiempo de administración corto, incrementando los niveles séricos (y
con toxicidad) rápidamente.
Es el resultado de la inhibición de la liberación presináptica de acetilcolina y un bloqueo de
los receptores post-sinápticos de acetilcolina.
Se ha descrito bloqueo de la placa neuromuscular en pacientes tratados con neomicina,
STR, kanamicina, tobramicina, gentamicina, amikacina y netilmicina. El riesgo de bloqueo
de la placa neuromuscular aumenta en pacientes que reciben simultáneamente
succinilcolina, y agentes similares (L'Hommedieu y cols., 1988).
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Existe un reporte de fatiga neuromuscular por gentamicina en un neonato de término
nacido de una madre con preclampsia tratada con sulfato de magnesio (Giamarellou y
Antoniadou, 2001).
Clínicamente se caracteriza por rigidez de la musculatura respiratoria, parálisis flácida y
midriasis.
El gluconato de calcio o la neostigmina pueden ser utilizados como antídotos para el
bloqueo de la placa neuromuscular (Mattie y cols., 1989).
D) Reacciones de hipersensibilidad.
Es muy poco frecuente con las preparaciones de uso parenteral, pero en pacientes que
reciben preparaciones tópicas de neomicina, más del 8% desarrollan erupción o irritación cutánea
(Rodríguez - Álvarez, 2002).
1.3.4 Estreptomicina
La STR fue el primer antibiótico efectivo contra la tuberculosis. Actúa contra bacterias
Gram negativas y diversas micobacterias, entre ellas la Mycobacterium tuberculosis. La estructura
de la STR es la siguiente:
La STR se administra por vía intramuscular o intravenosa variando la dosis entre 0.5 a 1 g
diarios. Se administra también en el tratamiento de enfermedades como: tularemia (producida por
Francisella tularensis), brucelosis (Fiebre de Malta) por bacterias del género Brucella, endocarditis
bacteriana (producida por bacterias Gram negativas y positivas), y peste producida por Yersinia
pestis (US. National library of medicine., 2013).
Figura 2. Estructura química de la STR (Fuente: http://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/summary
/summary.cgi?cid=5999&loc=ec_rcs)
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Este antibiótico permanece por bastante tiempo en los riñones luego de la administración
parenteral y en el lugar de la inyección. En cambio, si la vía utilizada es la oral, permanece poco
tiempo en los órganos por ser muy escasa su absorción (Pérez, 2005).
Existen diferentes mecanismos de resistencia frente a la STR: inactivación enzimática en
el cual se sintetizan enzimas que catalizan la inactivación; alteración del ingreso, por diversos
mecanismos como las bombas de extrusión o el cambio en la conformación de la molécula (por
ejemplo, añadir una adenina a la STR impidiendo así el paso de ésta al interior de la bacteria);
alteración del sitio de unión al ribosoma, se produce la mutación de la proteína S12 (Extension
Tóxicology Network, Cornell University, 2013).
La STR tiene además otros usos habituales, como plaguicida para controlar plagas
bacterias en los cultivos agrícolas, como puede ser el caso del fuego bacteriano, enfermedad
producida por Erwinia amylovora. En la actualidad existen unos 16 productos plaguicidas con STR
registrados (US. National library of medicine., 2013).
1.4 Métodos de detección de contaminantes emergentes
Si se toma una muestra desconocida del ambiente (agua, suelo o aire incluso), una
porción considerable de sus componentes orgánicos no podrá ser identificada, debido a
limitaciones analíticas, ya que en la mayoría de los casos no está disponible un estándar para
comparar el compuesto puro con el que se encuentra en la muestra. En este caso, la toxicidad se
puede asociar con los compuestos que es posible identificar y analizar (analitos), así como con los
compuestos que permanecen en la muestra, pero que por limitaciones del análisis químico no es
posible identificar (Becerril, 2009).
El primer paso para dar una repuesta a algunas de las muchas incógnitas que plantean los
contaminantes emergentes es desarrollar métodos analíticos para la determinación de estos
contaminantes en matrices ambientales (aguas subterráneas, superficiales, potables, sedimentos,
suelos, etc.). El fin último de estos estudios es identificar los compuestos y/o aéreas más
preocupantes, sobre los cuales poder actuar para mejorar la calidad del agua y otros recursos
naturales, así como optimizar las explotaciones de los recursos hídricos disponibles, o ambos
(Barceló, López de Alda, 2012)
La medición de la tasa de degradación natural de los compuestos emergentes en aguas
superficiales y efluentes de desecho son esenciales para lograr una asociación entre los riesgos y
el hecho de que algunos de estos compuestos están diseñados para ser biológicamente activos
en concentraciones traza. Para muchos de estos micro- contaminantes, no existen métodos
analíticos disponibles, ya que no son capaces de medir concentraciones traza. La determinación
de estos compuestos en aguas residuales es difícil debido a la alta salinidad del medio. Al mismo
tiempo, la identificación química de los disruptores endocrinos es prácticamente imposible debido
a que su evaluación en muestras ambientales complejas requiere la aplicación de métodos
integrativos como análisis químicos combinados con ensayos biológicos (Petrovic y cols., 2003).
Métodos analíticos clásicos como, cromatografía de gases acoplada a espectrofotometría
de masas (GC-MS), Cromatografía liquida acoplada a espectrofotometría de masas en tándem
(LC-MS-(MS)) y cromatografía liquida de alta resolución (HPLC, por sus siglas en inglés), son
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empleados usualmente para la determinación de estos compuestos, sin embargo, estas técnicas
presentan varias desventajas:
i. Son difíciles de aplicar, caros, y se requiere un tiempo prolongado para obtener
resultados
ii. Se necesita procedimientos específicos para medir los compuestos de interés en
muestras complejas.
iii. Se requieren grandes volúmenes de muestra.
iv. Se requiere purificación de la muestra (Caliman y Gavrilescu, 2009)
Los grupos de fármacos que en la actualidad se consideran más peligrosos y demandan
investigación son:
o Los antibióticos, por la posibilidad de que se desarrollen cepas bacterianas resistentes que
hagan que estos compuestos resulten ineficaces para el fin para el que fueron diseñados
(Díaz-Cruz y cols., 2003).
o Los medios de contraste en rayos X, porque son muy persistentes, no resultan eliminados
en las plantas de tratamiento, y alcanzan fácilmente las aguas subterráneas por
percolación a través de suelos.
o Los citostáticos, porque debido a su gran potencia farmacológica, exhiben con frecuencia
propiedades carcinogénicas, mutagénicas o embriogénicas, y, al igual que los anteriores,
parecen presentar una eliminación imperceptible o insignificante en los procesos de
depuración.
o Los estrógenos, utilizados fundamentalmente como anticonceptivos y para el tratamiento
de desórdenes hormonales tan frecuentes como la menopausia, que son los responsables
en muchos casos de la aparición de fenómenos de feminización, hermafroditismo, y
disminución de la fertilidad (Postigo y cols., 2010).
Las técnicas que más se utilizan hoy en día para la determinación de fármacos en matrices
ambientales son HPLC y HPLC acoplado a masas (HPLC-MS) (Petrovic y cols., 2005; Roberts y
Thomas, 2006). Estos métodos requieren mucho trabajo, el equipo es complejo, además de que
los reactivos y el equipo son costosos. Recientemente se han comenzado a utilizar métodos
inmunoquímicos, aunque estos se han enfocado principalmente a la detección de hormonas.
Varios métodos para la detección de antibióticos residuales han sido establecidos, tales
como microbiológicos, cromatográficos y ensayos inmunológicos. Sin embargo, los estudios
microbiológicos consumen mucho tiempo, cuentan con baja sensibilidad para diversos grupos de
antibióticos y no permiten la identificación de las sustancias.
Los métodos cromatográficos son caros y son usados de manera restringida solo para
fines confirmatorios. Los métodos inmunológicos basados en enzimas (ELISA y en fluorescencia
(FIA) son excelentes herramientas exploratorias debido a su alto rendimiento, facilidad de uso y
portabilidad (Bang-Ce y cols., 2008).
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1.4.1 Métodos Inmunoquímicos
Estos engloban a todas aquellas herramientas analíticas que utilizan como principio básico
de medida la interacción antígeno-anticuerpo. La ventaja que tienen estos métodos que utilizan la
interacción especifica entre un anticuerpo y un antígeno determinado, es que a los anticuerpos se
les puede unir diferentes moléculas que nos ayudan a su detección sin perder su afinidad hacia el
antígeno y así utilizarlos en diversas técnicas unidos a enzimas (o ELISA), a fluorocromos
(ensayos inmunofluorométricos), con elementos radiactivos (ensayos inmunoradioactivos) o a
sustancias quimioluminicentes (LIA) (Chávez y cols., 2008; Bailón, 2009).
Estos métodos son muy selectivos, gracias a la gran especificidad de la unión antígeno-
anticuerpo y, además, presentan otras ventajas como son la rapidez, la facilidad de ejecución, la
gran sensibilidad, la reducción del tiempo de análisis, uso de instrumental poco complejo, se
requiere menor cantidad de muestra, así como el bajo costo necesario para su aplicación (Bailón,
2009)
El uso de anticuerpos en farmacología hace que sea posible llevar a cabo el seguimiento
de drogas y aumenta la eficacia y la seguridad del tratamiento. Los inmunoquímicos aplicados en
pruebas farmacológicas, por ejemplo, el ELISA, no requieren instrumentos de registro caros, son
muy sensibles y específicos (en comparación con los métodos microbiológicos), y evitan una larga
preparación de la muestra (en comparación, por ejemplo con el HPLC, la cromatografía de
gases, o la electroforesis capilar de zona) (Staroverov y cols., 2008). Los métodos de
cromatografía de gases usualmente tienen falta de sensibilidad y requieren de una compleja
preparación de muestra (limpieza de la cámara, enriquecimiento preliminar y procesos derivados),
mientras que los métodos de HPLC necesitan continuamente pasos de limpieza, así como una
extracción en fase sólida, además de que no pueden ser usados para la medición de una gran
numero de muestras (Fang-Shi y cols., 2007).
Recientemente, los métodos inmunoquímicos, han sido utilizados para la detección de
diferentes sustancias, debido a que son rápidos, simples, sensibles, y especialmente utilizables
para procesar una gran cantidad de muestras y para la detección en el sitio (Fang-Shi y cols.,
2007).
1.5. Inmunología básica
1.5.1 Anticuerpos
Un anticuerpo se define como una inmunoglobulina (Ig) capaz de una combinación
especifica con el antígeno que ha causado su producción en un animal susceptible. Ellos son
producidos en respuesta a la invasión de moléculas foráneas en el cuerpo. Los anticuerpos
existen como una o más unidades en forma de Y, compuesta por cuatro cadenas polipeptídicas.
Cada Y contiene dos copias idénticas de una cadena pesada (HC, heavy chain), y dos copias
idénticas entre sí de una cadena ligera (LC, light chain), llamadas así por sus pesos moleculares
relativos que son de aproximadamente 50kDa la cadena pesada y de cerca de 25kDa la cadena
ligera. Estas cadenas se mantienen unidas mediante enlaces disulfuros intercatenarios. Estas
cadenas pueden separarse por reducción de los enlaces S-S y acidificación (Calderón, 2007).
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Figura 3. Estructura de la unidad básica que conforma a los anticuerpos
(Fuente: http://web.educastur.princast.es/proyectos/biogeo_ov/
2bch/B5_MICRO_INM/T52_INMUNOLOGIA/informacion.htm)
La estructura básica de cualquier Ig consiste en 4 cadenas polipeptídicas unidas entre sí
por puentes disulfuro. Tanto las cadenas pesadas como ligeras tienen series de unos 110
aminoácidos de longitud que se pliegan independientemente en un motivo globular común
denominado dominio de las Ig. Estos dominios suelen mantenerse “cerrados” mediante puentes S-
S (puentes disulfuro). Otras muchas moléculas de importancia en inmunología tienen esa
estructura, formando lo que se denomina la superfamilia de las Ig (Iáñez, 2014).
Las cadenas pesadas y ligeras de las Ig se componen de regiones variables (V) amino
terminales y regiones constantes (C) carboxi terminales. La región V de una cadena H (VH) se
asocia con la región V de una cadena L (VL) para formar un sitio de unión al antígeno (por lo que
en una molécula de Ig puede haber 2 sitios de unión a Ag.). Los dominios de la región C de las
cadenas pesadas interaccionan con otras moléculas y células efectoras del sistema inmune, por lo
que el reconocimiento antigénico y las funciones efectoras de las moléculas de anticuerpo están
separadas espacialmente en la región V y la región C, respectivamente (Garciá-Cozar y cols.,
2014):
Región Constante (CL y CH) que no varía mucho entre anticuerpos de la misma clase y
subclase (constituyen el isotipo y el alotipo, como ya veremos).
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Región variable (VL y VH) que es diferente entre los diferentes anticuerpos (constituyen el
idiotipo) (Melchers, 2005).
Las 4 cadenas de las Ig se unen en forma de Y con una región central bisagra. Con
proteasas vegetales (pepsina, papaína) se liberan dos fragmentos proteicos:
o El tallo se denomina Fragmento cristalizable (Fc) y es la región constante por
donde el anticuerpo puede unirse a la célula con un receptor específico.
o La parte bifurcada de la Y constituye el fragmento denominado Fragmento de
unión al antígeno (Fab: fragment antigen-binding). Es la zona más variable y se
une a cada determinante antigénico compatible.
o Como ya hemos dicho, la estructura se mantiene tanto por puentes S-S entre
cadenas (4) como intracatenarios, formando los bucles denominados dominio de
inmunoglobulina.
o En los dominios variables de las Ig existen 3 regiones que son especialmente
variables de unas Ig a otras y se denominanregiones determinantes de la
complementariedad (CDR) o regiones de hipervariabilidad. Con el plegamiento
espacial, las regiones CDR se proyectan hacia el exterior y forman la superficie de
interacción con el Ag (Galaktionov, 2004).
Los anticuerpos pueden ser divididos en cinco clases: IgG, IgM, IgA, IgD e IgE, basado en
la región constante de la cadena pesada. Las cadenas ligeras de cualquier anticuerpo pueden ser
clasificadas como tipo kappa (κ) o lambda (λ), basadas en pequeñas diferencias estructurales
polipeptídicas en sus regiones constantes; sin embargo, las regiones constantes de las cadenas
pesadas determinan la subclase de cada anticuerpo (Calderón, 2007).
Las subclases de anticuerpos difieren en el número de puentes disulfuro y la longitud de la
región “bisagra”. El anticuerpo más comúnmente usado en ensayos inmunoquímicos es el de la
clase IgG debido a que son las inmunoglobulinas más abundantes en la circulación en el suero, la
región bisagra expuesta tiene estructura extendida debido al alto contenido de prolina, por lo que
es vulnerable al ataque proteolítico; en consecuencia, es muy fácil escindir la molécula en el
laboratorio mediante papaína, para obtener dos fragmentos F(ab) idénticos, cada uno con un único
sitio de combinación para el antígeno, y un tercer fragmento, Fc, que carece de capacidad para
fijar el antígeno (García-Cozar y cols., 2014).
Figura 4. Diferentes clases de inmunoglobulinas.
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1.5.1.1. Inmunoglobulinas G
La clásica forma Y de un IgG está compuesta de dos variables: brazos antígeno específico
F(ab), los cuales son críticos para la unión del antígeno, y la “cola” constante Fc que sirve como
“mango” para la manipulación del anticuerpo durante muchos procedimientos inmunoquímicos.
El número de regiones Fab en un anticuerpo, depende de su subclase, y determina la valencia del
anticuerpo (Calderón, 2007).
Son las inmunoglobulinas más abundantes y representan más del 70 % de las Igs séricas
totales (5-10mg/ml); las diferentes subclases (IgG1, IgG2, IgG3 e IgG4) se presentan en
proporciones muy diferentes (IgG1, 20-30% IgG2, 5-8% IgG3 y 1-3% IgG4. La cantidad de
diferentes subclases IgG presentes en el torrente sanguíneo varía dependiendo de la edad), se
sintetiza tardíamente tras un primer contacto con el antígeno, sin embargo, tras un segundo
contacto la mayoría de las Igs formadas pertenecen a esta clase (Respuesta Secundaria)
(Calderón, 2007).
1.6.2 Antígenos e inmunógenos
La definición clásica de inmunógeno es cualquier sustancia que induce una respuesta
inmune cuando es introducida dentro de tejidos de animales susceptibles y que son capaces de
combinar con los anticuerpos específicos formados. Los antígenos se definen como cualquier
sustancia que se une de forma específica a una molécula del anticuerpo o receptor celular T. De
tal manera que todos los inmunógenos son antígenos, pero no todos los antígenos son
inmunógenos. Los inmunógenos son generalmente de alto peso molecular y comúnmente son
proteínas o polisacáridos. Polipéptidos, lípidos, ácidos nucleicos y otras moléculas pueden
también funcionar como inmunógenos. La respuesta inmune puede también ser generada
contra sustanciaspequeñas, llamadas haptenos, solo si estos están acoplados a una proteína
acarreadora, como la albúmina de suero bovino (BSA) u otras matrices sintéticas. Una variedad
de moléculas como drogas, azucares simples, aminoácidos, pequeños péptidos, fosfolípidos o
triglicéridos pueden funcionar como haptenos. Así, cualquier sustancia foránea será identificada
por el sistema inmune y evocará la producción de un anticuerpo específico. Sin embargo, esta
respuesta inmune específica es altamente variable y depende mucho en parte del tamaño,
estructura y composición de los antígenos. Los antígenos que desarrollan una fuerte respuesta
inmune se dice que son altamente inmunogénicos (Iáñez, 2014).
Las partes de las regiones hipervariables del anticuerpo que contactan con el antígeno se
denominan parátopos y la región de un antígeno que puede específicamente unirse a un
anticuerpo es llamado epítope. Para que exista una eficiente interacción entre el antígeno y el
anticuerpo, el epítope debe estar fácilmente disponible para la unión. Si la molécula blanco es
desnaturalizada, por ejemplo por la fijación, cambios de pH o durante la preparación para el gel de
electroforesis, el epítope puede ser alterado y esto puede afectar su habilidad para interactuar con
un anticuerpo (Calderón, 2007).
Características de un buen inmunógeno incluyen:
Áreas de estabilidad estructural dentro de la molécula
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Un peso molecular mínimo de 8000 a 10000 Daltons, aunque los haptenos con
pesos moleculares tan bajos como 200 Da han sido usados en presencia de
proteínas acarreadoras.
La habilidad de ser procesado por el sistema inmune.
Regiones inmunogénicas accesibles al mecanismo formado por el anticuerpo
Elementos estructurales que sean suficientemente diferentes al huésped
Para antígenos peptídicos, regiones que contengan por lo menos 30% de
aminoácidos inmunogénicos. Isómeros L y los aminoácidos fenilalanina o
triptófano aumentan considerablemente las posibilidades de un reconocimiento
antigénico eficiente (García, 1997).
Para antígenos peptídicos, significante hidrofobicidad o residuos cargados.
Las proteínas son las moléculas más inmunogénicas, mientras que los carbohidratos, los
lípidos y ácidos nucleicos son poco inmunogénicos. En general, mientras más purificado y menos
heterogéneo sea un antígeno, mayor será la probabilidad de obtener el anticuerpo deseado con
alta especificidad. El principal problema con las preparaciones de antígenos heterogéneas es la
falta de especificidad deseada en el antisuero resultante, ya que algunas moléculas contaminantes
de la preparación son frecuentemente más antigénicas que el inmunógeno de interés y el
antisuero resultante podría tener mayor especificidad hacia las moléculas contaminantes que
hacia la sustancia de interés (Abbas y cols., 2008).
Muchos antígenos importantes, son poco reactivos cuando se inyectan en seres vivos en
una forma soluble. Sin embargo, es posible mejorar significativamente su inmunogenicidad por
conjugación a una proteína portadora altamente inmunogénica tal como el toxoide tetánico (TT) o
la hemocianina de lapa californiana (KLH).
La magnitud de esta respuesta inmune depende también de la dosis del antígeno
administrada. Dosis muy bajas o muy altas de antígeno no estimulan respuestas inmunes o
inducen un estado de tolerancia o ausencia de respuesta inmune (anergia). En líneas generales,
los conejos se inmunizan con dosis entre 10 y 1,000 µg, mientras que los ratones son inmunizados
con dosis entre 1 y 100 µg (Abbas y cols., 2008).
1.5.3 Interacción Antígeno – Anticuerpo
Una de las propiedades más características de los anticuerpos, es su capacidad de
reaccionar específicamente con los antígenos inductores de su producción (antígenos
homólogos). La reacción antígeno-anticuerpo ocurre en dos etapas. En la primera sucede la
interacción físico-química entre las moléculas del antígeno y el anticuerpo, y en la segunda esta
interacción se hace manifestar por la formación de un precipitado, cuando el antígeno es soluble, o
de un aglutinado, cuando el antígeno es particulado. En el caso de los haptenos simples, su
interacción con el anticuerpo homologo ocurre, pero no hay manifestación visible de la interacción.
Es un fenómeno que depende de la complementariedad química de los reactantes. Esta, depende
a su vez de la conformación de las moléculas y de la carga de sus elementos constituyentes
(Rojas-Espinosa, 2006).
Esta unión compromete varios aspectos, tales como las estructuras proteicas de las
moléculas, las fuerzas de unión, que en su mayoría no son covalentes sino de tipo puentes de
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hidrogeno, las uniones electrostáticas y las fuerzas de Van der Waals. Este tipo de uniones,
aunque es débil, aumenta su capacidad de unión entre mayor número de enlaces se posean. Así
pues, la unión antígeno-anticuerpo es reversible, pero bajo ciertas condiciones (Florentino y cols.,
1994).
1.5.4 Anticuerpos policlonales
Los anticuerpos policlonales son particularmente valiosos como reactivos biológicos para
el estudio de proteínas, células y tejidos cuando se utilizan en técnicas muy diversas, tales como:
ELISA, inmunofluorescencia e inmunoblot (Coligan y cols., 1992).
La selección del animal para la producción de anticuerpos policlonales depende de la
cantidad de antisuero deseada, y de la experiencia previa con el inmunógeno. En el laboratorio se
inmunizan frecuentemente conejos puesto que son fáciles de mantener, responden bien frente a
un amplio rango de antígenos y es posible obtener hasta 25 ml de suero de cada desangrado sin
efectos dañinos para el animal (Coligan y cols., 1992). La constitución genética del animal influye
sobre el tipo y grado de respuesta inmune del animal inmunizado. Los genes que codifican el
complejo mayor de histocompatibilidad (MHC), los receptores de antígeno de los linfocitos T y B y
otros genes involucrados en los mecanismos inmunoreguladores juegan un papel fundamental en
la respuesta inmune. Por tal razón se suele inmunizar de dos a tres conejos (Delves, 1997).
La producción de anticuerpos policlonales depende en gran medida de la calidad, cantidad
y pureza del inmunógeno así como la especificidad y sensibilidad del ensayo donde se desee
utilizar el anticuerpo (Abbas, y cols. 2008).
Algunas de las propiedades de anticuerpos policlonales son:
Los anticuerpos policlonales frecuentemente reconocen múltiples epítopes
haciéndolos más tolerantes a pequeños cambios en la naturaleza del antígeno.
Son frecuentemente la opción preferida para la detección de proteínas
desnaturalizadas.
Pueden ser generados en una variedad de especies, incluyendo conejos, cabras,
ovejas, asnos, gallinas y otros, dándole al usuario muchas opciones en el diseño
experimenta.
Los anticuerpos policlonales son a veces usados cuando la naturaleza del
antígeno en una especie no estudiada no se conoce.
Los anticuerpos policlonales al unirse a múltiples epítopes generalmente proveen
una detección más robusta (Calderón, 2007).
1.5.5 Producción de anticuerpos
1.5.5.1 Inmunización
Las respuestas inmunitarias específicas se adquieren habitualmente tras la exposición de
un individuo a un agente extraño. Los mecanismo que actúan en este tipo de respuestas son de
dos tipos (celular y humoral) dependiendo del componente del sistema que participa
principalmente en la respuesta. Cuando la respuesta inmunitaria especifica actúa
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mayoritariamente mediante la producción de anticuerpo que reconoce y elimina los agentes
extraños (antígenos), se recibe el nombre de inmunidad humoral (Salinas, 2014)
Los métodos de inmunización experimental son muy variados y dependen del uso que se
le quiera dar a los anticuerpos producidos (Abbas y cols., 2008). En general, al establecer un
protocolo de inmunización experimental se debe tomar en consideración un conjunto de factores
que afectan el tipo y la magnitud de la respuesta humoral del animal inmunizado. Estos factores
son los siguientes: la especie del animal utilizado, la constitución genética del animal, el tipo, la
dosis y la ruta de administración del inmunógeno, el número de inmunizaciones (refuerzos) y el
uso de adyuvantes (Delves, 1997).
Se pueden emplear vías tales como la oral, nasal, intramuscular intravenosa, intracardiaca,
intraperitoneal, intradérmica, subcutanes, etc. El estado físico del antígeno (particulado o soluble)
debe tenerse en cuenta para escoger la ruta de inmunización: es decir, los antígenos particulados
por lo general son introducidos por vía intravenosa, mientras que los antígenos en solución
pueden introducirse por otras vías como la intramusuclar, la intraperitoneal, la subcutánea o la
intradérmica. Con estas dos últimas vías preferentemente se utiliza al antígeno acompañado con
adyuvante (Manual de laboratorio de inmunología, 1998).
1.5.5.2 Adyuvantes
Los adyuvantes son sustancias o procedimientos que aceleran, prolongan o potencian la
respuesta inmune específica contra los antígenos inoculados .Son sustancias inmunomoduladoras
que constituyen una familia muy heterogénea si se toman en consideración su origen, naturaleza
química y activida biológica específica. Se les atribuyen funciones fundamentales: la
estimulación de la resistencia no específica del huésped contra las enfermedades infecciosas y
el cáncer; y, por otra parte, la potenciación de la inmunogenicidad de las vacunas comerciales y
de la respuesta de los animales de laboratorio durante la inmunización experimental con vistas
a la producción de antisueros (Gupta y cols., 1993). Son sustancias o preparados que
incorporados al antígeno o inyectados simultáneamente con él, hacen más efectiva la respuesta
inmune. Con su empleo se logra una economía de antígeno y de tiempo, así como un mayor nivel
de anticuerpos específicos (Correa y Mandujano, 2000).Es importante que los protocolos de
inmunización, cuenten con por lo menos con dos refuerzos de la inmunización, esto debido a que
la producción de inmunoglobulinas del isotopo IgG se sintetiza principalmente, tras un segundo
contacto con el antígeno (Davies y Chacko, 1993).
El adyuvante incompleto de Freund (FIA) es una mezcla de aceite mineral (Drakeol, Bayol
o Nujol) con un detergente (Falba, Arlacel, Aquafor) en diferentes proporciones. Por ejemplo,
Arlacer-Drakeol (1:9); Arlacel-Bayol (3:17). El adyuvante completo de Freud (FCA) contiene
además del aceite y el detergente, una micobacteria inactivada (M. tuberculosis, M. bovis u otras)
cuya cantidad es variable (de 1 a 5 mg de la bacteria, peso seco, por cada mL de la mezcla
incompleta de Freund). Este ha sido utilizado durante más de 50 años en la producción de
antisueros en animales y es empleado con frecuencia cuando se dispone de cantidades limitadas
de antígenos o cuando presentan una baja inmunogenicidad. La gravedad de su toxicidad fue
reconocida inmediatamente, pero los esfuerzos por encontrar opciones igualmente efectivas y
menos tóxicas no han resultado del todo exitosos (Guerrero y Gattas, 1982).
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1.5.5.3 Portadores inmunogénicos
Tal como se ha mencionado anteriormente el portador o carrier, es un complejo proteico
grande, usados para unirse con péptidos u otros haptenos, los cuales no son suficientemente
grandes o complejos para generar por si mismos una respuesta inmune. Por lo tanto, el portador
confiere inmunogenicidad al hapteno conjugado, resultando en la producción de anticuerpos frente
a epítopes del hapteno y el portador. Este tipo de proteínas se escogen basándose en su
inmunogenicidad, solubilidad y disponibilidad de grupos funcionales en los cuales se puede
conjugar el hapteno. Las dos más comúnmente usados son la hemocianina de lapa californiana
(KLH) y la albumina de suero bovino (BSA).
En una respuesta inmune típica los anticuerpos son producidos por linfocitos B (normalmente en
conjunción con células T cooperadoras y células presentadoras de antígeno) (Kolaskar A. y
Tongaonkar P., 1990). En el sistema clásico hapteno-portador, los linfocitos T reconocen al
portador y cooperan en la activación de las células B hapteno específicas, las cuales inducen una
respuesta de anticuerpos específicos contra el hapteno (Cultek S.L.U, 2013)
La respuesta de anticuerpo se dirigirá contra epítopes de ambas moléculas, portador y hapteno.
Es muy importante planificar cuidadosamente como los anticuerpos específicos al hapteno van a
ser identificados y purificados del suero inmunizado final. Para crear el mejor inmunógeno, puede
ser importante preparar el conjugado con diferentes portadores y con diferentes coeficientes o
índices de unión hapteno-portador (Harris y Markl, 1999).
1.5.5.3.1 Hemocianina de lapa californiana o KLH
El KLH tiene una función natural como inmunoadyuvante. Es una proteína respiratoria de las lapas
gigantes que viven en aguas costeras poco profundas del mar. Es una mezcla de dos isoformas
inmunológicamente distintas, ambas conformadas por dodecámeros a partir de polipéptidos de
400 kDa (Qing-Tong y cols., 2011).
Es ampliamente usado como portador por su gran peso molecular (agregados de 450,000-
8,000,000 kDa compuestos de subunidades de 350 y 390 kDa) y muchos grupos lisina
disponibles. Es una proteína que contiene cobre y pertenece a un grupo de proteínas llamadas
hemocianinas que se encuentran en artrópodos y moluscos. Se aísla del molusco Megathura
crenulata. Los cationes divalentes ayudan en la formación de grandes agregados, estos
agregados no se disocian con la simple extracción de los cationes divalentes de la suspensión
(Harris y Markl, 1999).
Debido a su tamaño, KLH muchas veces es poco soluble en agua, pero esto no afecta a su
inmunogenicidad. La manipulación del KLH en solución puede ser difícil. Incluso retirando las
partículas insolubles de la solución de KLH, es difícil determinar la cantidad de KLH presente. Las
soluciones de KLH son turbias, por lo que las lecturas de absorbancia a 280 nm son imprecisas
(Qing-Tong y cols., 2011). Es el portador más frecuentemente seleccionado para la inmunización
de vertebrados, muestra una mayor inmunogenicidad en comparación con BSA debido a su mayor
peso molecular y al alto número de aminas primarias para el acoplamiento de los haptenos. El
KLH altamente activado muestra más de 400 grupos de unión por molécula, de los cuales unos
200 -300 normalmente reaccionan con péptidos (Thermo scientific, 2013).
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1.5.5.3.2 Albumina sérica bovina o BSA
La albúmina sérica bovina (BSA; peso molecular 67,000) pertenece a la clase de proteínas
séricas llamadas albúminas. Las albúminas constituyen más o menos la mitad del contenido de
proteínas del plasma y son bastante estables y solubles. BSA es mucho más pequeña que el KLH
pero es completamente inmunogénica. Es un portador bastante popular para compuestos poco
antigénicos. Es un polipéptido de cadena simple con 59 residuos de lisinas, 30-35 de los cuales
tienen aminas primarias que son capaces de reaccionar con reactivos de conjugación. Tiene
numerosos grupos carboxilos que dan al BSA su carga negativa neta (Cultek S.L.U, 2013).
El BSA es utilizado comúnmente en el desarrollo de inmunoensayos porque es
completamente soluble y tiene numerosos grupos funcionales útiles para facilitar la unión de
pequeñas moléculas que de otro modo no se unirían eficientemente. Una desventaja de BSA es
que se utiliza en muchos experimentos como un reactivo en solución de bloqueo. Si antisueros
contra el péptido-BSA conjugados se utilizan en tales ensayos, pueden producirse falsos positivos,
ya que estos sueros contienen anticuerpos contra BSA (Thermo scientific, 2013).
Por esta razón, BSA se utiliza frecuentemente como proteína portadora no-relevante en
pruebas de anticuerpos e inmunoensayos después de usar KLH para provocar la respuesta
inmune contra el hapteno. Solo usando diferentes portadores en la misma inmunización y pasos
de muestreo/purificación podemos asegurarnos la detección de anticuerpos hapteno-específico en
vez de portador-específico (Cultek S.L.U, 2013).
1.5.5.3.3 Ovoalbúmina u OVA
La ovoalbúmina (OVA; peso molecular 45.000), es también conocida como albúmina de
huevo. Constituye el 75% de las proteínas en los huevos de gallinas. Contiene 20 grupos lisina y
es una buena elección como una segunda proteína portadora, para verificar anticuerpos que son
específicos contra el péptido y no contra la proteína portadora (por ejemplo, BSA). La OVA
activada muestra cerca de 5-15 grupos de unión por molécula para el acoplamiento directo de
haptenos (Thermo scientifics, 2013). También contiene 14 residuos de ácido aspártico y 33
residuos de ácido glutámico que aportan grupos carboxilo, los cuales se pueden utilizar para la
conjugación con los haptenos (Culteck, 2013).
1.6 Métodos de purificación de anticuerpos
1.6.1 Purificación con sulfato de amonio.
La precipitación con sulfato amónico es uno del método más utilizado para la separación
de los anticuerpos del inmunosuero. El método se basa en que las proteínas solubles forman
puentes de hidrógeno con las moléculas de agua a través de sus grupos polares. Cuando se
añaden concentraciones elevadas de iones fuertemente cargados como el amonio y el sulfato,
éstos compiten con las moléculas proteicas por el agua. De esta forma, las proteínas, al perder
su unión con las moléculas de agua, disminuyen su solubilidad, lo que origina su precipitación.
La concentración de sulfato amónico necesaria para precipitar las inmunoglobulinas varía con la
especie animal de la que proceden, aunque la más conveniente en la mayoría de los casos
es una solución al 50% (Harlow y Lane, 1988). Los factores que pueden afectar la concentración
a la cual una proteína particular precipite incluyen el número y posición de los grupos polares,
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el peso molecular de la proteína, el pH de la solución y la temperatura a la cual se lleva a cabo el
proceso.
1.6.2 Purificación con Ácido Caprilíco
El ácido Caprilíco (Octanoico) se puede utilizar para purificar IgG de mamífero a partir de
suero, plasma, fluido de ascitis, y sobrenadante de cultivo de hibridoma por la precipitación de
proteína IgG. Otros métodos han sido descritos donde el ácido Caprilíco se ha usado para
precipitar inmunoglobulinas dependiendo de la concentración utilizada. La concentración de ácido
Caprilíco requerida para purificar IgG varía según la especie. Las fracciones purificadas de IgG se
pueden utilizar para la mayoría de los procedimientos inmunoquímicos, tales como placas de
revestimiento para ensayos de captura de antígeno y la preparación de columnas de
inmunoafinidad, pero no sería adecuado para la conjugación con radioisótopos, enzimas, biotina y
donde las proteínas contaminantes se reducirán la actividad específica.
El Ácido Caprilíco es un ácido graso de cadena corta, el cual, bajo condiciones
mediamente acidad precipita la mayoría de las proteínas séricas con excepción de las moléculas
de IgG. este tipo de precipitación es muy útil para grandes volúmenes de muestra, sin embargo,
este proceso conlleva a la obtención de fracciones impuras de anticuerpos. Para aumentar la
eficiencia de la purificación, es necesario acoplar otros pasos posteriores de purificación, por
ejemplo, cromatografía de afinidad (DEAD) (Kuhlmann W. 2008).
1.6.3 Purificación de anticuerpos por cromatografía de afinidad
La cromatografía de afinidad con columnas de antígeno, es el método más común y
efectivo para purificar anticuerpos antígeno-específicos obtenidos de suero, fluido ascítico y cultivo
de células. En este procedimiento, inmunoadsorbentes insolubles en agua son preparados
acoplando covalentemente el antígeno puro a un soporte sólido. Uno de los métodos de
acoplamiento más populares es unir el antígeno a perlas de agarosa activadas con cianógeno, las
cuales son subsecuentemente colocadas en una columna. A los anticuerpos específicos para este
antígeno, e les permite unirse; los anticuerpos que no se unen, así como los contaminantes
proteicos se remueven con varios lavados. Finalmente, anticuerpos específicos son eluidos por
medio de diversos ciclos de lavado con solución tampón de pH bajo y alto. Algunos anticuerpos de
alta afinidad puede que no se eluyan bajo estas condiciones, por lo cual se aconsejan eluciones
con soluciones de iones caotrópicos (por ejemplo KSCN). La ventaja principal de la cromatografía
de inmunoafinidad es la capacidad única de aislar anticuerpos de una mezcla. Las desventajas de
este procedimiento son la necesidad de grandes cantidades de antígeno puro y que las
condiciones de elución pueden guiar a la pérdida del anticuerpo por inactivación (Kuhlmann,
2008).
1.7 Ensayos inmunológicos
Los ensayos inmunológicos son procedimientos en los cuales se utilizan anticuerpos como
reactivos enlazantes “específicos” y tienen aplicación universal para la determinación o
cuantificación de fármacos terapéuticos y no terapéuticos, diversas sustancias biológicas,
sustancias infecciosas o anticuerpos de respuesta del huésped en el suero, en la orina, en el
líquido cefalorraquídeo en saliva y en cualquier líquido biológico donde se encuentre la sustancia a
investigar. (Guzmán-Vázquez, 2004)
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A pesar de que el fundamento de todas estas técnicas requiere de la utilización de un
anticuerpo específico, las técnicas existentes se diferencian en función del soporte en el que tiene
lugar la reacción y en la forma de revelar la presencia de este antígeno. El revelado de la
presencia del antígeno se realiza mediante anticuerpos conjugados. Los anticuerpos a través del
fragmento Fc pueden ser fijados a partículas y también pueden unirse químicamente a enzimas,
moléculas fluorescentes, radioactivas o lumínicas (Alonso y cols., 2005).
Las principales técnicas de detección de antígenos son:
a) Contrainmunoelectroforesis
b) Técnicas de aglutinación
c) Inmunocromatografía
d) Enzimoinmunoanalisis
e) Inmunofluorescencia
f) Métodos luminométricos
g) Inmunoblotting (Alonso y cols., 2005).
1.7.1 Técnicas basadas en “Blotting”
El término "Blotting" se refiere a la transferencia de muestras biológicas de un gel a una
membrana y su posterior detección en la superficie de la membrana. La especificidad de la
interacción anticuerpo-antígeno permite que una proteína diana sea identificada en una compleja
mezcla de proteínas (Badiola, 2008). Se utiliza para determinar la presencia y cantidad de
antígenos y de anticuerpos específicos. En la actualidad el Western blot o inmuno blot es la
técnica analítica más usada para detectar proteínas específicas en una muestra determinada.
Mediante una electroforesis en gel se separan las proteínas atendiendo al criterio que se desee:
peso molecular, estructura, hidrofobicidad, etc. (Calderón, 2007). Esta técnica puede producir
datos cualitativos y semicuantitativos sobre esa proteína (Badiola, 2008).
Después de la separación por electroforesis de la proteína en gel de poliacrilamida, se
transfieren las bandas polipéptidicas a un soporte sólido, como lo es una membrana (típicamente
de nitrocelulosa o de PVDF), para poder buscar la proteína de interés con anticuerpos específicos
contra ella (Calderón, 2007). Para ello, la membrana se pone en contacto con el gel (a esto se le
llama sándwich) y se transfiere en una cámara de electroforesis. Es posible que parte de la
muestra se lave, y la proteína se re-naturalice parcialmente, es decir, recupere su estructura 2D y
3D. Sin embargo, la carga eléctrica aplicada, para hacer que las proteínas viajen verticalmente del
gel hacia la membrana, genera que migren en la misma dirección en la que viajaron en el gel. De
ese modo, las bandas proteicas quedan unidas a la membrana (Cultek, 2014). Finalmente, se
detecta la unión antígeno-anticuerpo por actividad enzimática, fluorescencia entre otros métodos.
De esta forma se puede estudiar la presencia de la proteína en el extracto y analizar su cantidad
relativa respecto a otras proteínas (Calderón R. 2007).
Esta técnica es hoy en día imprescindible en varios campos de la biología, como la
biología molecular, la bioquímica, la biotecnología o la inmunología. Existe toda una industria
especializada en la venta de anticuerpos (monoclonales y policlonales) contra decenas de miles
de antígenos diferentes.
Hay sin embargo otros métodos de transferir o aplicar proteínas u otras muestras sobre
una membrana. El más sencillo es aplicarlas directamente en forma de una pequeña gota de una
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solución concentrada sobre la membrana. La absorción de la gota provoca la adhesión de la
muestra a la membrana, quedando en forma de una mancha o 'Dot' (es el caso del 'Dot Blot').
Trabajar con las proteínas fijadas sobre una membrana tiene ventajas sobre el emplearlas dentro
del propio gel:
Son más rápidas de teñir y desteñir.
Se detectan cantidades menores de proteínas pues se concentran en la superficie y no se
diluyen en todo el espesor del gel.
El blot es un registro conveniente y cómodo de manipular.
Las membranas son mucho más fáciles de manipular que el propio gel
Todo procedimiento de blotting consta de 5 etapas:
Inmovilización de proteínas sobre la membrana ya sea mediante transferencia
(electroforética, aspiración, presión, etc.) o mediante aplicación directa.
Saturación de todos los lugares de unión de proteínas de la membrana no ocupados para
evitar la unión no específica de anticuerpos, que son proteínas.
Incubación del blot con anticuerpo primarios contra la/s proteína/s o muestras de interés.
Incubación del blot con anticuerpos secundarios, o reactivos que actúan de ligando del
anticuerpo primario unidos a enzimas u otros marcadores.
Las bandas de proteínas marcadas con enzimas se hacen visibles por incubación con los
sustratos apropiados para formar productos coloreados insolubles en el lugar donde se
encuentra la muestra a analizar (Calderón R. 2007).
Las técnicas de inmunotransferencia utilizan anticuerpos (u otros ligandos específicos)
para identificar proteínas diana entre un número de especies de proteínas no relacionadas.
Cuando el ligando no es un anticuerpo, la reacción puede ser visualizada utilizando un ligando que
está marcado directamente. La inmunotransferencia es ahora ampliamente utilizada en conjunción
con electroforesis en gel de poliacrilamida bidimensional, no sólo para objetivos tradicionales, tales
como la identificación de inmunoafinidad de proteínas y análisis de las respuestas inmunes, sino
también como una técnica de interfaz de genoma-proteoma (Magi y Liberatori, 2005).
Al entrar en contacto cada uno de los diferentes anticuerpos con el suero problema, este
reaccionará inmunológicamente con su antígeno correspondiente formándose tantas bandas como
reacciones antígeno/anticuerpo haya tenido lugar. Esta acción se pone en evidencia añadiéndose
una anti-Ig marcada con una enzima. Finalmente, la adición de un sustrato incoloro da lugar a
bandas coloreadas (Miranda E. y col, 2010)
El Dot Blot es un procedimiento simplificado en el que las muestras no están separadas
por electroforesis y son vistas directamente sobre la membrana, es una técnica simple y sencilla,
que puede ser empleada para la determinación de si los anticuerpos, así como el sistema de
detección en el que son empleados son efectivos. Esta técnica puede ser utilizada ya sea como un
método cualitativo para la detección rápida de un gran número de muestras o como una técnica
cuantitativa. Es especialmente útil para probar la adecuación de los parámetros de diseño
experimentales (GBiosciences, 2014).
La diferencia entre el Dot Blot y el Inmunoblot es que en el primero no se requiere la
separación previa de los componentes de la muestra que se va a estudiar. Solo se necesita un
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soporte sobre el cual se pega la mezcla que sirve como antígeno, y sobre ello se lleva a cabo la
reacción antígeno-anticuerpo-enzima. El substrato utilizado es de tipo insoluble y permite la
visualización de puntos de reacción (dots) que pueden ser informados en forma cualitativa como
positivos o negativos, o pueden ser cuantificados en un densitómetro de acuerdo a la intensidad
del color (Florentino y cols., 1994)
1.8 Antecedentes de la detección de antibióticos en agua residual.
Un método de análisis fue desarrollado para la determinación de antibióticos macrólidos en
los efluentes de aguas residuales tratadas y en agua a temperatura ambiente basados en la
extracción en fase sólida. En las plantas de tratamiento de aguas residuales (EDAR) los
macrólidos son sólo parcialmente eliminados y, por tanto, pueden llegar al medio ambiente
acuático. En los efluentes tratados de tres EDARs en Suiza, la claritromicina, la roxitromicina, y la
eritromicina-H2O, fueron encontradas. Las determinaciones de flujo de masas en los efluentes
tratados y en el agua del río en la cuenca del Valle de Glatt mostraron que la eliminación de la
claritromicina a lo largo del tramo de río de 36 kilómetros es insignificante (<20%). Las
investigaciones en el río Glatt antes y después de la desviación mayor del EDAR revelaron una
disminución observable en cargas de claritromicina (McArdell y cols., 2003).
En 2004 Nakata y cols. investigaron la aparición de los antibióticos quinolonas (QA) en
efluentes de aguas residuales y aguas superficiales o de ríos de lagos en los EE.UU. y Canadá.
La ofloxacina (OFL) fue detectada en efluentes secundarios y finales de un EDAR en East
Lansing, Michigan, en concentraciones de 204 y 100 ng / L, respectivamente. Las concentraciones
OFL en efluentes de aguas residuales medidas en el estudio fueron comparables o inferiores a los
observados en varios países europeos. QAs no fueron detectados en las aguas de ríos y lagos
analizados en el estudio, lo cual pudo deberse a los efectos de dilución y de los límites de
detección más altos, en relación con los reportados previamente. Considerando que los lodos
residuales se aplican a la tierra como abono, los organismos del suelo podrían experimentar una
mayor exposición a dichos antibióticos. Los estudios de vigilancia de QA en las aguas residuales
de las EDAR y en los sedimentos/suelo cerca de las instalaciones de acuicultura y granjas
ganaderas son necesarios para la evaluación, de la distribución ambiental y del riesgo de estos
compuestos.
En 2005, muestras de varias instalaciones de tratamiento de aguas residuales en
Wisconsin fueron examinados para la presencia de 21 compuestos antibióticos. Estas
instalaciones abarcaron un rango del de la comunidad servida, procesos de tratamiento
secundario, lugares geográficos en todo el estado, y descargas de los efluentes tratados a aguas
tantos superficiales y subterráneos. Se detectaron un total de seis compuestos antibióticos (1-5
compuestos por sitio), incluyendo dos sulfonamidas (sulfametazina, sulfametoxazol), una
tetraciclina (tetraciclina), fluoroquinolona (ciprofloxacina), macrólidos (eritromicina-H2O) y
trimetoprima. La frecuencia de detección de antibióticos fue en el siguiente orden: tetraciclina y
trimetoprima (80%)> sulfametoxazol (70%)> eritromicina-H2O (45%)> ciprofloxacina (40%)>
sulfametazina (10%). Las concentraciones detectadas fueron dentro de un orden de magnitud a
los reportados para sistemas similares en Europa y Canadá: eran dentro de un factor de dos en
comparación con los reportados para Canadá. Futuros programas intensivos de monitoreo de
aguas residuales en Wisconsin pueden estar limitados a los seis compuestos antibióticos
detectadas en este estudio. (K.G. Karthikeyan y Michael, 2005).
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En la última década, cerca de 50 estudios publicados se han enfocado a la determinación
de quinolonas en matrices acuosas que se consideran relativamente “limpias” o que contienen
bajas concentraciones de materia orgánica, la cual es considerada la mayor interferencia en la
determinación de quinolonas en matrices ambientales, Únicamente Xiao y cols en el 2008.
Lograron desarrollar y validar un ensayo que involucra la detección de más de 13 compuestos de
forma simultánea en agua residual.
El objetivo del estudio realizado por Zuccato y cols., en el 2010 fue el de proporcionar una
evaluación actualizada de los antibióticos que contaminan el ambiente acuoso en Italia, para una
mejor comprensión de los riesgos para el ecosistema y la salud humana. Los antibióticos se
enumeran en primer lugar en el orden de sus cargas ambientales teóricas. A continuación, se
midieron en las aguas residuales de algunas plantas de tratamiento de aguas residuales (EDAR) y
en los ríos de Italia. Los macrólidos, especialmente claritromicina y espiramicina y quinolonas,
especialmente ciprofloxacina y l-floxacina / ofloxacina, fueron los antibióticos más abundantes en
las aguas residuales sin tratar.
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2. JUSTIFICACION
Hoy en día, con el desarrollo de la tecnología se han producido muchos compuestos
químicos sintéticos, considerados una amenaza potencial para el ambiente y los seres vivos. Un
ejemplo de estos compuestos, son los productos farmacéuticos como los antibióticos, los cuales
son liberados en el medio acuático, representando un riesgo ambiental. Sus efectos adversos en
la vida acuática y humana se han reportado en diversas investigaciones. Es por eso que el
impacto sobre la salud y medio ambiente ha promovido el estudio de estos contaminantes. Existe
también la posibilidad de que se desarrollen cepas bacterianas resistentes que hagan que estos
compuestos resulten ineficaces para el fin para el que fueron diseñados ya que se ha comprobado
que no son eliminados en las plantas de tratamiento y alcanzan fácilmente las aguas subterráneas
por percolación a través de suelos. Además, algunos de ellos como es el caso de la STR son
tóxicos al hombre.
Por todo lo expuesto hasta ahora, el consumo de antibióticos obliga al control de sus
residuos en el medio ambiente, para con esto se implementen adecuados diseños de tratamiento
de aguas para su eficiente remoción y así se garantice que no exista un riesgo para la salud
pública. Esto sólo se puede llevar a cabo si se dispone de técnicas analíticas lo suficientemente
sensibles y selectivas que originen datos fiables como es el caso de los inmunoensayos.
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3. HIPOTESIS
Es posible inducir la producción de anticuerpos anti-STR en conejos adultos de la cepa
Nueva Zelanda, mismos anticuerpos que pueden ser empleados posteriormente para desarrollar
inmunoensayos para detectar este contaminante emergente en agua residual.
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4. OBJETIVOS
4.1 Objetivo general
Obtener y purificar anticuerpos policlonales específicos contra un contaminante
emergente, la STR.
4.2 Objetivos específicos
Obtener de anticuerpos policlonales anti-STR en conejos.
Purificar los anticuerpos policlonales anti-STR.
Determinar la reactividad y especificidad de los anticuerpos policlonales anti-STR.
Detectar STR en una muestra de agua residual, mediante los anticuerpos policlonales
anti-STR.
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5. MATERIALES Y METODOS
5.1 Materiales
5.1.1 Material biológico:
Conejos: Se trabajó con cuatro conejos adultos de la cepa Nueva Zelanda (tres machos y
una hembra), los cuales fueron proporcionados por el bioterio de la Universidad Autónoma
de Aguascalientes, y fueron mantenidos por separado en jaulas metabólicas en el
animalario de la misma institución.
5.1.2 Inmunógeno:
STR acoplada a KLH: Este reactivo se consiguió de una casa comercial (Bio-World, Ohio,
USA) ya preparado y listo para su utilización, se procedió a separar el volumen total del
mismo en alícuotas las cuales fueron utilizadas en cada una de las inmunizaciones
realizadas.
5.2 Métodos
El trabajo experimental se llevó a cabo en tres etapas. La primera consistió en la
inmunización de los conejos con el inmunógeno (STR acoplada a KLH), para con ello, obtener
anticuerpos anti-STR (anti-STR); la segunda etapa fue la purificación de estos anticuerpos, y la
tercera etapa fueron las pruebas de reactividad y especificidad de los anticuerpos anti-STR.
Figura 5. Etapas para la obtención de anticuerpos policlonales de conejo contra la STR.
5.2.1 Obtención de anticuerpos policlonales específicos contra STR:
La obtención de anticuerpos se llevó a cabo en 2 etapas:
1. Inducción de la producción de anticuerpos policlonales contra STR.
2. Extracción del suero de los animales inmunizados.
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a) Inducción de la producción de anticuerpos policlonales
Para la inducción de la producción de anticuerpos se utilizó el conjugado STR-KLH.
Preparación del inmunógeno:
Se inmunización 4 conejos con 1 mg de STR-KLH por conejo. Antes de la inoculación del
antígeno, se tomó una muestra de sangre de la vena marginal de la oreja de cada conejo, con la
finalidad de obtener suero pre-inmune y con este, comprobar la ausencia de reactividad de los
animales frente a la STR.
Previamente a la inmunización, se rasuró la zona del lomo del animal, donde se procedió a
inyectar subcutáneamente el inmunógeno STR-KLH. Se realizaron 4 pautas de inmunización bajo
el siguiente esquema:
1ª Inmunización: se inyectó 1 mg del inmunógeno. Para esto se preparó una
emulsión mezclando 2 ml de solución salina de STR-KLH (0.5 mg/ml) con 2 ml de
ACF. Se aplicaron 10 inyecciones subcutáneas (SC) de unos 400 µl cada una
a cada conejo.
Siguientes 3 inmunizaciones de refuerzo: Se preparó una emulsión de 2 ml de
solución salina de STR-KLH (0.5 mg/ml) con 2 ml de AIF. Se aplicaron 10
inyecciones SC de unos 400 µl cada una. Estas inmunizaciones de refuerzo se
hicieron cada 5 semanas.
b) Extracción del suero de los animales inmunizados
Se realizó el sangrado de los animales entre los días 12 – 14 después de cada
inmunización, mediante la extracción de la sangre por la vena marginal de la oreja de cada animal.
Se obtuvieron aproximadamente 7 ml de muestra de sangre de cada animal.
Para obtener el suero se hizo:
Se recolectó sangre de cada conejo en tubos de vidrio de 10 ml.
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Se dejó que se formara el coágulo a temperatura ambiente (entre 15 - 20 minutos) y con la
ayuda de un aplicador de madera, se separó el coagulo de las paredes del tubo.
Se centrifugaron las muestras a 1750 x g durante 15 minutos en centrifuga clínica.
Se colectó la mayor cantidad de suero posible, evitando arrastrar paquete celular. El
suero, se depositó en tubos cónicos de 10 ml.
Estos tubos se conservaron por separado a -20ºC para posteriormente verificar la
producción de anticuerpos específicos contra el STR mediante análisis por Dot Blot.
Una vez que mediante Dot Blots se observó una buena producción de anticuerpos anti-
STR en las muestras de sueros extraídos, se procedió a la sangría final de los conejos con el fin
de obtener un gran volumen de suero:
Sangría final de los conejos
Se pesaron los conejos y por vía intravenosa se anestesiaron con pentobarbital sódico (40
mg/kg de peso).
Se colocaron los animales en una mesa de cirugía en cúbito dorsal, sujetándoles las patas
al lado de la mesa y se les rasuró el abdomen.
Se les hizo una incisión en la línea media del esternón a la sínfisis del pubis. Con la mano
se retraen los órganos y por disección roma se expuso la arteria aorta abdominal con una
troca del número 16, conectada a un tubo.
Se desangraron los animales colectando la sangre en tubos de 50 ml hasta que murió el
animal. Se dejó que se formara el coágulo a temperatura ambiente (20 - 30 min.) y se
procedió a obtener el suero por el método descrito anteriormente.
Se tomó una muestra de suero (200 µl) que se congeló a –20° C para analizarlo
posteriormente por Dot Blot. Con el suero restante se procedió a purificar los anticuerpos
policlonales.
5.2.2 Purificación de los anticuerpos policlonales
La purificación de los anticuerpos policlonales del suero de los conejos se hizo en tres etapas:
una primera utilizando una solución saturada de sulfato de amonio, una segunda etapa que
involucró precipitación con ácido caprilíco y finalmente se purificaron por inmunoafinidad.
5.2.2.1 Purificación de anticuerpos por precipitación con sulfato de amonio.
• Una vez que se tuvo el suero de los conejos inmunizados, se midió el volumen, se transfirió a
un recipiente limpio y se agitó suavemente con barra magnética.
• Mientras se agitaba el suero, se añadió lentamente 1.0 volúmenes de solución saturada de
sulfato de amonio (NH4)2SO4 (4.1 M). Se dejó a 4° C toda la noche.
• Se centrifugo la muestra a 3,000 × g durante 30 min. a 10° C para recuperar las Ig
precipitadas.
• El precipitado se resuspendió en 0.5 volúmenes de solución tampón de fosfatos (PBS) pH 7.4
(NaCl 0.14 M, KCl 2.7 mM, Na2HPO4 0.1 M, y KH2PO4 1.8 mM)
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La muestra de anticuerpos en PBS se ultrafiltró a 4° C con una membrana de celulosa
regenerada de corte de 10 kDa (Amicon 8050, Millipore Corporation Bedford, USA). La
ultrafiltración se dejó hasta tener un volumen de 10 ml de remanente (precipitado). Este se
lavó y ultrafiltró varias veces con PBS hasta que se eliminó el (NH4)2SO4.
Nota: La eliminación del (NH4)2SO4 se verificó tomando muestra del permeato (filtrado) y
añadiendo unas gotas de CaCl2 4.0 M con lo que se observó la formación de precipitado (CaSO4).
Puesto que el calcio también reacciona con las sales de fosfato (PO4-3
) que tiene el PBS, se
adicionaron unas gotas del CaCl2 4.0 M al PBS, se agitó y se calibró con esta muestra un
espectrofotómetro a 485 nm. Posteriormente a las muestras de permeato se adicionó CaCl2 y se
les midió absorbancia a la misma longitud de onda. Cuando la absorbancia dio cero, se consideró
que se había eliminado el (NH4)2SO4.
5.2.2.2 Purificación de anticuerpos por precipitación con ácido caprilíco.
• El volumen de remanente de anticuerpos se ajustó con PBS al volumen que se tenía
inicialmente de suero. Se tomó una muestra (200 µl) que se congeló a 20°C para analizarlo
posteriormente por electroforesis y Dot Blot con el fin de verificar presencia y especificidad de
los anticuerpos anti-STR.
La muestra restante se siguió procesando para purificar los anticuerpos policlonales con ácido
caprilíco.
Para esto, se transfirió la muestra de anticuerpos a un recipiente limpio y se agitó con
barra magnética suavemente. Se añadieron 2 volúmenes de solución tampón de acetato
de sodio 60 mM pH 4.0.
Se midió el pH de la mezcla y se ajustó a 4.8 con ácido acético glacial. Lentamente y
agitando con barra magnética, se añadió gota a gota ácido caprilíco (0.75 ml/ 10 ml del
volumen original de suero). Se continuó agitando durante 30 min. a temperatura ambiente.
Se centrifugó a 5,000 × g durante 10 min. y se decantó cuidadosamente, recuperando el
sobrenadante.
El sobrenadante se ultrafiltró a 4° C con una membrana de celulosa regenerada de corte
de 10 kDa.
La ultrafiltración se dejó hasta tener un volumen de 10 ml de remanente (precipitado). Este
se lavó y ultrafiltró varias veces con PBS hasta que se eliminó el ácido caprilíco.
Nota: La eliminación del ácido caprilíco se verificó tomando muestra del permeato (filtrado) y
midiéndole pH. El pH inicial de la muestra era de 4.8 y se lavó y ultrafiltró con PBS hasta que
fuera de 7.2, al pH que se tenía en el PBS originalmente.
• Una vez que se terminó de ultrafiltrar la muestra, se ajustó con PBS al volumen que tenía
inicialmente, se tomó una alícuota (200 µl) que se congeló a -20°C para analizarlo
posteriormente por electroforesis y Dot Blot.
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• La muestra de anticuerpos se congeló a -70°C para posteriormente purificar los anticuerpos
policlonales por inmunoafinidad (Harlow y Lane, 1988).
5.2.2.3 Purificación de anticuerpos específicos contra STR por cromatografía de
inmunoafinidad.
Se utilizaron dos métodos de purificación por inmunafinidad, uno comercial correspondiente a
una columna pre-empacada con N-hidroxisuccilamina y activada Hi-Trap NHS-activada HP (Ge
healthcare Bio-sciencies corporation, USA), y el otro, correspondiente a una columna empacada
en el laboratorio, empacada con Sefarosa 4B activada con cianógeno (Sigma-aldrich, St Louis,
USA).
A) Purificación de anticuerpos por cromatografía de inmunoafinidad en columna Hi-Trap
NHS-activada HP
La purificación se llevó a cabo en una columna Hi-Trap NHS-activada HP (Ge healthcare
Bio-sciencies corporation, USA), la cual es una columna pre-empacada y lista para su uso, está
diseñada para el acoplamiento covalente de ligandos que contienen grupos amino primarios.
Contiene agarosa con 6 brazos espaciadores unida a una matriz con epichorohidrina y activada
con N-hydroxysuccilamina. El agua y los reactivos químicos para la preparación de solución
tampón fueron de alta pureza. Todas las soluciones utilizadas se filtraron a través de un filtro con
tamaño de poro de 45 µm (millipore corporation).
Figura 6. Esquema de los componentes de la columna HiTrap NHS-activada,
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La columna fue operada con una bomba peristáltica Gallemkamp (modelo FB2-200-W),
siguiéndose la siguiente metodología:
a) Acoplamiento del ligando (STR) a la columna de afinidad
Se preparó una solución del ligando (STR 20 µM en solución tampón de acoplamiento
(NaHCO3 0.2 M, NaCl 0.5 M pH=8.3)), y se centrifugó con el fin de eliminar impurezas que
pudieran obstruir la columna.
Se removió la capa superior de la columna y se aplicó 1 gota de HCl 1 mM frio en la parte
superior de la columna para evitar la formación de burbujas de aire.
Se conectó el adaptador Iver Hi-Trap a la parte superior de la columna.
Se removió el Snap off de la parte terminal de la columna (ver figura 6)
b) Preparación de la columna para el acoplamiento del ligando:
Se lavó el isopropanol (contenido en la columna, el cual previene la inactivación de los
grupos NHS) con HCl 1 mM frio, 3x2 ml con un flujo no mayor a 0.5 ml/min.
o No se excedió el flujo pues se puede compactar la Sefarosa contenida en la
columna.
Nota: no se removió el isopropanol en la columna, hasta que la solución de acoplamiento estuvo
lista para usarse.
El acoplamiento pudo ser hecho en un rango de pH=6.5 – 9.0, sin embargo el máximo
rendimiento se consiguió a un pH= 8.0 a temperatura ambiente (HiTrap NHS-Ativated HP,
Instructions manual GE Healtcare).
Nota: antes de comenzar con el acoplamiento, permitir que la columna y la solución tampón
alcanzaran temperatura ambiente.
Inmediatamente se inyectó 1 ml de la solución del ligando.
Se selló la columna y se dejó de 15-30 min a 25ºC (o 4 horas a 4ºC).
c) Lavado y desactivación
Para desactivar cualquier exceso de grupos activos no acoplados y lavar los ligandos no
unidos específicamente se siguió el siguiente procedimiento.
Se inyectaron 3 x 2 ml del solución tampón A (Etanolamina 0.5 M, NaCl 0.5 M pH=8.3)
Se inyectaron 3 x 2 ml del solución tampón B (CH3COONa 0.1 M, NaCl 0.5 M pH=4.0)
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Se inyectaron 3 x 2 ml de la solución tampón A, y se dejó en reposo por 15-30 min a
temperatura ambiente o 4 horas a 4ºC.
Se inyectaron 3 x 2 ml del solución tampón B
Se inyectaron 3 x 2 ml del solución tampón A
Se inyectaron 3 x 2 ml del solución tampón B
Se inyectaron 2 ml de un solución tampón con pH = 7.0 ( Na2HPO4 0.05 M)
d) Purificación de los anticuerpos anti-STR
Los anticuerpos se encontraban en PBS pH=7.4, se ultrafiltraron tres veces, con la
finalidad de cambiar el PBS por solución tampón de unión (NaPO3 20 mM pH=7.0). Para esto se
realizaron tres lavados por ultrafiltración en una cámara AMICON (membrana de nitrocelulosa
regenerada de corte de 10 kDa).
Se equilibró la columna con 10 volúmenes de solución tampón de unión
Se aplicó la muestra (1 ml) usando una jeringa ajustada a un adaptador luer o por bombeo
sobre la columna. La velocidad fue de flujo de 0.1 – 0.2 ml/min.
Se incubó por 30 min a temperatura ambiente.
Se lavó con solución tampón de unión, de 5 a 10 volúmenes de la columna o hasta que no
apareció material proteico en la elución de lavado, lo cual se verificó por lectura de
absorbancia de las muestras de lavado a 280nm (Abs280nm).
Se eluyó con solución tampón de elución (glicina-HCl 0.1 M pH=2.7) (1-3 volúmenes) y se
recolecto el eluyente.
Las fracciones obtenidas se neutralizaron inmediatamente con un volumen de 5-10 µL de
solución Tris-HCl 1M pH 9.0
Con los anticuerpos obtenidos se determinó pureza de los anticuerpos, así como reactividad y
especificidad frente a la STR.
e) Medida de la eficiencia de acoplamiento (% de STR acoplada)
Se leyó la densidad óptica a 324nm de la solución preparada con STR, antes y después
de circular por la columna de inmunoafinidad.
Siendo:
[STR]0: concentración inicial de STR colocada en la columna de
inmunoafinidad.
[STR]f : Concentración de STR en la solución tras el acoplamiento en la
columna de inmunoafinidad.
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B) Purificación de anticuerpos por cromatografía de inmunoafinidad usando una columna
de Sefarosa 4B activada con cianógeno.
a) Preparación de la resina, Sefarosa 4B activada con cianógeno (4B CNBr) y
acoplamiento del ligando, STR
Se pesaron 4gr de resina 4B CNBr, a los cuales se le agregaron 20 ml de agua destilada
Se dejó reposar en agitación suave durante 30 min a temperatura ambiente, con el fin de
hidratar la resina.
Se dejó reposar la resina 10 min. aproximadamente para sedimentar y retirar el agua
excedente.
Con una espátula se recuperó la resina y se agregaron 10 ml de solución de bicarbonato
de sodio (0.1 M NaHCO3; 150 mM NaCl), en la cual se disolvieron previamente 20 mM de
STR (carbonatos-STR). Esta solución se preparó antes del lavado de la resina. Así mismo,
se tomó una muestra de la solución de carbonatos-STR.
Se dejó en agitación suave durante toda la noche a 4ºC. Posteriormente se tomó una
muestra de 1 ml de la resina, a la cual se le dio un pulso en micro centrifuga,
Para comprobar que realmente se dio el enlace entre el cianógeno de la resina y la STR,
se leyó la densidad óptica a 324nm de la solución carbonatos-STR antes y después del
contacto con la sefarosa hidratada.
Se colocó la resina nuevamente en el tubo original.
b) Comprobación del correcto acoplamiento de la STR a la Sefarosa
Se realizó una prueba del acoplamiento utilizando una concentración fija de Sefarosa
activada con STR (50 µL de esferas) en incubación de 30 minutos a temperatura ambiente con
diferentes concentraciones de suero parcialmente purificado de conejo (100 µL , 75 µL, 50 µL, 25
µL, 12.5 µL, 6.5 µL, 3.5 µL). Así mismo se utilizaron dos controles, el control negativo consistió en
únicamente muestra de Sefarosa sin anticuerpos (C (-)), mientras que para el control positivo C
(+), se emplearon 25 µL de suero de conejo parcialmente purificado sin Sefarosa (C(+)). Después
de la incubación se realizaron 3 lavados de las muestras con solución tampón de fosfatos.
Pposterior mente se colocaron las muestras en geles de poliacrilamida al 10%.
c) Purificación
La resina se colocó en una columna de vidrio de 10 ml y se dejó sedimentar.
Se pasaron 50 ml del solución tampón de fosfatos pH 7.2 (PBS), para equilibrar la
columna.
A continuación se adicionó un volumen de 4 ml de la muestra de anticuerpos a purificar
(previamente filtrado en membrana de 0.22 mm), pasándola a través de la resina por
gravedad con flujo muy lento (60 gotas cada 2 minutos).
Se utilizaron 25 ml de solución tampón PBS colectando 1 ml en tubos separados. Se
detuvo el lavado cuando se obtuvo una absorbancia menor a 0.07 con una longitud de
onda a 280 nm (A280nm).
Los anticuerpos se eluyeron con aproximadamente 25 ml de solución tampón de elución
(se emplearon diferentes formulaciones de la solución de elución, son la finalidad de
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determinar cuál era la condición más óptima para la obtención de anticuerpos anti-STR,
ver tabla 1). Se colectaron 40 gotas (2 ml aproximadamente) del eluato en tubos de 16 x
15 cm que contenían 200 µl de 2M Tris-HCl pH 8 para prevenir desnaturalización de
anticuerpos.
Nota: Cuando ya se obtuvo una A280nm de 0.07 o menos, no fue necesario seguir
colectando.
Tabla 1. Diferentes condiciones de elución.
Método Condiciones
A) Elución con glicina 100 mM pH 2.5; incubación 10 minutos
B) Elución con NaOH pH 13.5, Flujo continuo
C) Elución con NaOH 50 mM pH 13.5; incubación 5 minutos
D) Elución con glicina 100 mM pH 10; incubación 10 minutos
E) Elución con glicina 100 mM pH 10; incubación 10 minutos
F) Elución con NaOH 50 mM pH 13.5; incubación 10 minutos
G) Elución con glicina 100 mM pH 10; Flujo continuo
H) Elución con glicina 100 mM pH 10 y NaOH 0.1N; Flujo continuo
La columna se lavó con 75 ml de solución tampón PBS pH 7.2, y se almacenó a 4ºC en
10 mL de PBS con 0.02% de azida de sodio (NaN3).
d) Diálisis
Se dializó la muestra de anticuerpos purificados contra 10 volúmenes de PBS pH 7.2, y se
realizaron 4 cambios cada hora a temperatura ambiente o se dejó toda la noche a 4ºC con 40
volúmenes de PBS pH 7.2.
Las muestras purificadas se conservaron en congelación a -20ºC.
5.2.2.4 Determinación de pureza de los anticuerpos policlonales anti-STR
Para ver la pureza de los anticuerpos anti-STR, se realizó una electroforesis en geles de
poliacrilamida (SDS-PAGE) al 10% según la metodología descrita por Laemmli (1970). Para la
electroforesis se usó un equipo Mini Protean III (Bio-Rad) a 80 volts durante 1.5 h, para posterior
tinción de los geles.
Determinación de la concentración proteica en las muestras
Antes de realizar la electroforesis de las muestras de anticuerpos, se cuantificó la
concentración proteica de los sueros, así como de las muestras obtenidas tras el proceso de
purificación de los anticuerpos, con la finalidad de determinar la cantidad óptima de muestra a
analizar por electroforesis. Para esto, se utilizó el método de Bradford, el cual se basa en la unión
de un colorante, Coomassie Blue G-250 (también Serva Blue) a las proteínas. El colorante, en
solución ácida, existe en dos formas una azul y otra naranja. Las proteínas se unen a la forma azul
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para formar un complejo proteína-colorante con un coeficiente de extinción mayor que el colorante
libre.
Metodología:
1. Preparación del reactivo de Bradford:
Tabla 2. Formulación reactivo de Bradford
Reactivo Cantidad a utilizar para 1 lt
de reactivo
Azul de Coomassie G-250 1.0 %/v
Etanol 0.5 %/V
Ácido fosfórico 0.01 %/v
Agua destilada Aforar a 1000 ml
Se mezclaron en el orden indicado, disolviéndose en agitación y filtrando a continuación.
2. Curva patrón: se preparó una solución madre con una concentración de 1 mg/ml de
albumina bovina.
3. Se preparó desde un rango desde 0 hasta 60 µg; de tal manera que el volumen final de
cada tuvo fuera de 300 µl.
4. Preparación de las muestras: en un tubo limpio se agregaron 5 µl de muestra y 3 ml del
reactivo de Bradford, se mezclaron bien en vortex.
5. Se determinaron las absorbancias de la curva patrón y de las muestras a 595 nm.
Electroforesis
a) Gel de separación: en la tabla 3, se muestra la formulación para geles de acrilamida a
diferentes porcentajes. Para analizar anticuerpos (IgG), se prepararon los geles a una
concentración del 10% de poliacrilamida.
1. Se preparó el persulfato de amonio (APS) al 10% en agua destilada y mismo que se conservó
a 4ºC hasta su uso.
2. Preparación de los geles; de acuerdo a las muestras que se corrieron, fue el porcentaje de
acrilamida. Los geles consistieron de dos partes, el gel separador y el gel concentrante. Se
preparó primero el gel separador según la siguiente tabla:
Tabla 3. Formulación de gel separador para electroforesis SDS-PAGE. Se muestran las cantidades
empleadas para diferentes concentraciones de acrilamida final en el gel.
5% 7.5% 10% 13.5% 16%
Agua destilada 8.52 ml 4.5 ml 4.02 ml 2.85 ml 2.05 ml
Tris-HCl pH 8.8
(1.5 M Trizma base, 0.014 M SDS)
3.75 ml 2.5 ml 2.5 ml 2.5 ml 2.5 ml
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Acrilamida
(30% acrilamida/0.8%
bisacrilamida)
2.5 ml 2.5 ml 3.33 ml 4.5 ml 5.3 ml
Persulfato de amonio (APS) 0.44 M
75 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl
Tetrametilen etilen- diamina
(TEMED)
7.5 µ 10 µl 10 µl 10 µl 10 µl
Total 15 ml 10 ml 10 ml 10 ml 10 ml
3. Se vertió el gel entre los cristales rápidamente con ayuda de una pipeta Pasteur, cuidando que
no hubiera fugas por la parte inferior, llenándolos hasta la señal marcada.
4. Se agregó etanol al 70% hasta el borde del cristal delgado para ayudar a que el gel
polimerizara de manera uniforme.
b. Preparación del gel concentrador:
Tabla 4. Formulación de gel concentrador para electroforesis SDS-PAGE.
Agua destilada 3.5 ml
Tris-HCl pH 6.8
(0.5 M Trizma® Base, 0.014 M SDS)
5.0 ml
Acrilamida
(30% acrilamida/ 0.8% bisacrilamida)
1.3 ml
APS 0.44M 50 µl
Temed 10 µl
Total 10 ml
5. Se colocó el peine y se agregó el gel concentrador con cuidado de no hacer burbujas, por un
lado del peine.
6. Se deja polimerizar.
Preparación de muestras a analizar
A la muestra de anticuerpos obtenida se le determinó la concentración de proteína por el
método de Bradford.
La solución se ajustó a una concentración de 1µg de proteína/µL y se mezclaron 20 µL de
esta solución con 10µL de solución de muestra.
Solución de muestra
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Tabla 5. Formulación de la solución de muestra para electroforesis SDS-PAGE.
Tris-HCl pH 6.8
(0.5 M Trizma® Base, 0.014 M SDS)
2.5 ml
SDS 0.35 M 4.0 ml
Glicerol 2.0 ml
Azul de bromofenol 0.0058M 400 µl
β-mercaptoetanol 1.0 ml
1. Se colocó cada muestra en un tubo eppendorf de 600 µl, y se calentaron en agua hirviendo
por 5 minutos.
2. Se procedió a cargar las muestras en los pocillos del gel.
Separación de las muestras por electroforesis
1. Una vez cargadas las muestras en los geles, se llenaron los pocillos vacíos con un poco de
solución de muestra y finalmente se agregó con cuidado solución de corrida (Es una solución
de 0.025M Trizma® base, 0.25M Glicina, 3.5mM SDS, pH 8.3 (Gallagher, 1995)) a cada uno
de los pocillos hasta cubrir el cristal delgado.
2. Se llenó la cámara electroforética con solución de corrida.
3. Se conectó los electrodos correctamente (positivo/positivo, negativo/negativo) y se encendió
la fuente de poder a 80 V, por aproximadamente 2 hs.
Las condiciones de corrida para la determinación de la pureza de los anticuerpos fueron:
El gel de poliacrilamida 10% (p/v)
Electroforesis fue continúa y se realizó en un equipo “Bio-Rad Mini Protean 3”.
Se corrió la electroforesis a 80 volts por 1.5 h.
La tinción de los geles se realizó por dos técnicas, una basada en la utilización de nitrato de plata,
y otra utilizando el colorante azul de Coomassie.
Tinción con plata
1. El gel se fijó durante una hora, o bien, toda la noche con en solución de metanol-ácido acético-
agua (45:20:45), en agitación.
2. Posteriormente el gel se colocó en una solución de etanol 10% - ácido acético 5%, en
agitación durante 30 minutos.
3. Se lavó con agua destilada 30 minutos en agitación.
4. Se agregó ditiotreitol al 0.0002% (DTT) al gel, y se dejó en agitación por 30 minutos.
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5. Se enjuagó el gel suavemente con agua destilada.
6. Se tiño el gel con una solución de nitrato de plata recién preparada al 0.2% en agua
desionizada y se dejó 30 minutos en agitación.
7. Se lavó el gel suavemente con agua desionizada.
8. Se lavó el gel suavemente con una solución de carbonato de sodio al 3% en formaldehido (0.5
ml/L), utilizando un poco de esta solución y sustituyéndola por fresca durante 5-10 minutos.
9. El revelado se detuvo con ácido acético al 1%.
Tinción con Bio-SafeTM
Coomassie g-250 Stain (Bio-Rad, USA)
1. Se lavó el gel tres veces por 5 minutos con agua destilada en agitación.
2. Se remueve el agua, y se añadieron 50 ml del reactivo de tinción por gel, y se dejó en
agitación suave por 1 hora.
3. Se lavó el gel en agua por 30 minutos.
Una vez revelado el gel, se procedió a determinar el peso molecular de las proteínas mayoritarias,
calculando el coeficiente de migración (Rf).
Determinación del peso molecular de las bandas.
Se empleó la metodología del coeficiente de migración o relación al frente (Rf’s), en la cual, se
toma en cuenta la distancia total recorrida por las muestras y la distancia recorrida por cada una
de las bandas de los marcadores de peso molecular reveladas tras la tinción:
1. Una vez teñido el gel, se midió la distancia recorrida por las muestras, desde la parte
superior del gel (lugar donde se removió el gel concentrador), hasta el frente de corrida
(línea en la parte inferior del gel formada por residuos de colorante y muestra) siendo esta
medida la distancia total de corrida (Dt).
2. En igual forma se procedió a medir desde la parte superior del gel la distancia recorrida
por cada una de las bandas en el carril del marcador de peso molecular asi como de las
muestras (Dm(n)), estas distancias, se dividen entre el Dt, para obtener así el Rf’s.
3. Se obtuvo el Logaritmo (log10) de los pesos moleculares (LogPM) y con ellos se construyó
una gráfica de Rf’s contra LogPM.
4. Se determinaron los Rf’s de las bandas de interés en los carriles, de la misma manera en
que se determinó el de los marcadores, a partir de la gráfica construida, se obtuvieron los
pesos moleculares de las bandas proteicas de interés.
5. En la ecuación de la recta se sustituye el valor de X por el Rf de la banda problema, el
resultado corresponde al peso molecular de la misma.
5.2.3 Verificación de la reactividad de los anticuerpos anti-STR
Para demostrar la reactividad de los anticuerpos frente a la STR, se realizó prueba de Dot
Blot de la STR, utilizando como anticuerpo primario el antisuero (pre-inmune como inmune)
obtenido de los conejos. Para desarrollar la técnica se emplearon membranas de nitrocelulosa.
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Se cortaron la membrana en partes individuales de 1cm x 1cm aproximadamente, y
colocar la muestra a probar al centro de la membrana.
Se dejaron secara completamente a temperatura y protegidas de la luz.
Se colocaron las membranas en una solución de leche al 5% en T-TBS (Solución tampón
Tris-salino (20mM Tris-HCl, 150mM NaCl, pH 7.5) con 0.05% Tween), con la finalidad de
bloquear los sitios de unión no específicos en la membrana. Se incubó por 1 hora en
agitación a temperatura ambiente.
Se colocó la solución de primer anticuerpo o suero policlonal anti-STR (La cual se preparó
en dilución 1:100 en leche en polvo al 5% en T-TBS), en agitación por una hora a
temperatura ambiente.
Se lavó tres veces con T-TBS (0.05%) por 5 minutos
Se colocó la solución de segundo anticuerpo, la cual era una dilución 1:5,000 para ambos
anticuerpos secundarios: anti-IgG de conejo (molécula completa) unido a fosfatasa
alcalina (sigma Aldrish) o anti-IgG de conejo unido a peroxidada de rábano picante (HRP)
en una solución de leche en polvo al 5% en T-TBS, se dejó en incubación con agitación a
temperatura ambiente por 1 hora.
Se lavó con T-TBS una vez por 15 minutos
Se lavó con T-TBS 2 veces por 5 minutos cada lavado
Se lavó una vez con TBS por 5 minutos.
El revelado de las membranas se realizó de dos formas:
Cuando se utilizó un anticuerpo secundario unido a fosfatasa alcalina:
Se realizó con un substrato de la fosfatasa alcalina, 5-bromo-4-cloro-3-indol fosfato/nitro
azul tetrazolio (BCIP/NBT) (Sigma- Aldrich, Steinheim, Alemania), tomando una pastilla
(atemperada previamente) y disolviéndola en 10 ml de agua destilada (cubrir de la luz), en
esta solución se colocaron las membranas.
Se detuvo la reacción con agua destilada, cuando se observó una coloración
morada en el lugar donde se colocó la muestra.
Las membranas reveladas se dejaron secar entre dos hojas de papel filtro.
Cuando se utilizó un anticuerpo secundario unido a HRP se reveló por quimioluminiscencia
aumentada (ECL)
Se colocaron las membranas a revelar entre dos acetatos transparentes. A estas se les
agregó un agente quimioluminicente (Luminata Forte millipore) en una relación de 0.02ml por cm2
de membrana y se dejó incubar por 5 min.
Se apagó la luz en cuarto oscuro, dejando encendida la luz de seguridad (roja). Se
colocó el acetato, que contenía las membranas a revelar, en el casset de
revelado, y se cortó la película radiográfica del tamaño del área que ocupen las
membranas a revelar en el acetato. Se colocó la película en el casset sobre el
acetato y se cerró el casset
Se expuso la película el tiempo necesario (de 5 a 10 minutos aproximadamente).
Se retiró la película del casset y se pasó a la solución de revelado, agitando
suavemente por 1min.
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Se lavó con agua por 1min.
Se colocó en la solución fijadora con agitación suave por 1min, se dejó secar la
película evitando el contacto con otros materiales.
Reactividad de los anticuerpos anti-STR en agua residual.
Para esta prueba se utilizó como muestra, agua residual obtenida tanto del influente como
del efluente de la planta tratadora de aguas residuales ubicada en la Universidad Autónoma de
Aguascalientes.
Las condiciones empleadas para la prueba, fueron las mismas descritas anteriormente
para el protocolo de Dot Blot (apartado 5.2.3). La cantidad de muestra aplicada fue de 2 gotas de 1
µL por membrana. Así mismo, se analizaron muestras enriquecidas y sin enriquecimiento de STR.
Para el enriquecimiento de la muestra de agua residual con STR, se adicionó una
concentración de 500µg/µl.
5.2.4 Verificación de la especificidad de los anticuerpos anti-STR
Para esta prueba se realizó igualmente Dot Blot de los anticuerpos purificados anti-STR,
siguiendo el protocolo descrito con anterioridad. Se probaron dos condiciones diferentes para
determinar la especificidad de los anticuerpos, enfrentándolo contra antibióticos de la misma
familia de los aminoglucósidos, a la cual pertenece la STR, y la otra fue utilizando antibióticos
pertenecientes a diversas familias de antibióticos.
Para ambas pruebas, se utilizó siempre un control negativo, el cual consistió en una muestra
de agua destilada.
a) Diferentes antibióticos aminoglucósidos
Para esta prueba se emplearon los antibióticos kanamicina, neomicina y paromomicina,.
Todas las muestras se prepararon al instante. Así mismo la concentración de antibiótico a
utilizar fue la misma para todas las muestras a probar. Se colocaron dos gotas de 1µl cada
una, con una concentración de antibiótico correspondiente a 600µg/µl.
b) Diferentes fármacos, entre ellos antibióticos no aminoglucosidos
Para esta prueba se emplearon fármacos de formulación comercial:
Tabla 6. Diferentes fármacos empleados en pruebas de especificidad de anticuerpos anti-STR,
pertenecientes algunos a grupos de antibióticos.
Antibiótico Familia Presentación
comercial
Ciprofloxacino Fluotoquinonas Comprimido
Claritromicina Macrolidos Comprimido
Clindamicina/
Ketoconazol
Semisintetico derivado
de lincomicina (grupo de
las lincosamidas)/
antimicotico tiazólico
Cápsula
Metilsoprinol Antiviral Cápsula
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6. RESULTADOS
6.1. Producción de anticuerpos policlonales específicos contra STR
6.1.1 Inducción de la producción de anticuerpos policlonales anti-STR.
Mediante el análisis por Dot Blot de muestras de STR, empleando los antisueros obtenidos
a los 15 días de cada una de las diferentes inmunizaciones, se confirmó la producción de
anticuerpos contra este antibiótico. Es importante señalar que el revelado de las muestras se
realizó por dos metodologías (fosfatasa alcalina/BCIP/NBT y HRP/ECL) con la finalidad de
seleccionar en el que se obtuvieran mejores resultados, figura 7 y 8.
a) Revelado por fosfatasa alcalina/BCIP/NBT
Figura 7. Prueba de Dot Blot revelada por fosfatasa alcalina/BCIP/NBT para evaluar la generación de anticuerpos anti-
STR en cada conejo. Se utilizó una muestra de 2 µl (600 µg/µl) de STR por membrana, el primer anticuerpo
corresponde al antisuero obtenido de la tercera inmunizacion en una dilución 1:1000, a) control negativo, b) Conejo #1,
c) Conejo #2, d) Conejo #3, e) Conejo #4, el segundo anticuerpo se utilizó a dilución 1:5000 para todas las membranas.
b) Revelado con HRP
Figura 8. Dot Blot con revelado por ECL para evaluar la generación de anticuerpos anti-STR en cada etapa de la
inmunización de los conejos. Los anti-sueros fueron probados con una muestra de 2 µl (600 µg/µl) de STR, la dilución
empleada del primer anticuerpo (antisueros) fue de 1:1000 y de segundo anticuerpo 1:5000, como control negativo se
emplearon 2µl de agua destilada en lugar de STR. 1) Suero pre-inmune, 2) antisuero primera inmunización, 3)
antisuero segunda inmunización, 4) antisuero tercera inmunización.
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Se obtuvo una reacción positiva para todos los antisueros provenientes de diferentes
inmunizaciones en los diferentes conejos, por lo cual quedó demostrada la producción de
anticuerpos contra la STR. Así mismo, se observó que para el caso de los sueros pre-inmunes, la
reacción fue negativa (figura 8, inciso 1), lo que demuestra que los animales con los que se
trabajó, no habían generado una respuesta inmune previa al antibiótico, y que la producción de
anticuerpos se debió a las inmunizaciones realizadas.
En el caso del control negativo, para el cual únicamente se utilizaron 2µL de agua
destilada (solvente utilizado para preparar las diluciones de STR) como muestra, no se observó
reacción de los anticuerpos contra el agua, por lo cual se continuo utilizando agua destilada para
diluir la STR.
Pudo observarse que después de la primera pauta de inmunización, figura 7 y 8, la
producción de anticuerpos anti-STR se mantuvo y fue aumentando en los cuatro conejos, , lo que
se aprecia por el aumento en la intensidad del Dot obtenido en cada membrana (entendiéndose
por Dot, la reacción positiva obtenida en esta metodología). Este aumento en la concentración de
anticuerpos fue posible observarlo de una manera más fácil en las muestras reveladas con
fosfatasa alcalina/BCIP/NBT. Por esto mismo, y debido a que esta técnica de revelado es más
simple, se determinó utilizarla en las pruebas posteriores de los anticuerpos anti-STR contra el
antígeno STR.
6.2 Purificación de anticuerpos policlonales contra STR
Como se mencionó con anterioridad, la pureza de los anticuerpos obtenidos se determinó
mediante electroforesis, en la que se observó que tras cada uno de los métodos de purificación la
concentración de proteínas en las muestras disminuía, así como la presencia de algunas bandas
proteicas en el gel desaparecía, lo cual demuestra que las metodologías de purificación aplicadas
fueron funcionales para la purificación de la muestra de interés, figuras 9 y 10.
Figura 9. Gel electroforético teñido con plata, se observan
las muestra: a) sueros de conejos sin purificar, b)
tratamiento por saturación con sulfato de amonio, c)
tratamiento por saturación con sulfato de amonio y
precipitación con ácido caprilíco, d) Anticuerpos purificados
mediante columna de inmunoafinidad comercial de
inmunoafinidad Hi-Trap NSH activada. Siendo el carril
MPM, el correspondiente al marcador de peso molecular.
Figura 10. Gel electroforético teñido con plata, se observan
las muestra: a) sueros de conejos sin purificar, b)
tratamiento por saturación con sulfato de amonio, c)
tratamiento por saturación con sulfato de amonio y
precipitación con ácido caprilíco, d) Anticuerpos purificados
mediante columna de inmunoafinidad de sefarosa 4B
activada con cianógeno. Siendo el carril MPM, el
correspondiente al marcador de peso molecular.
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En la electroforesis de la muestra correspondiente al antisuero sin purificar, se observó la
presencia de bandas proteicas en elevada concentración. Debido a la presencia de un gran
número de proteínas en el suero, no fue posible determinar de manera exacta el número de estas
en la muestra, lo cual se corroboró con la elevada concentración proteica determinada por el
método de Bradford (tabla 8). Fracciones proteicas que se encontraban en gran concentración
(figura10, inciso a), disminuyeron su concentración (intensidad de las bandas) tras la precipitación
con sulfato de amonio (inciso b). Así mismo, después del tratamiento posterior de la muestra con
ácido caprilíco (inciso c), se observó la presencia de únicamente 3 bandas proteicas de interés,
con pesos moleculares aproximados de 100 kDa, 54 kDa y 25 kDa.
Después de la purificación parcial de los anticuerpos, con los tratamientos por sulfato de
amonio, así como con ácido caprilíco, se llevó a cabo la purificación por inmunoafinidad. Para esto
se emplearon dos metodologías, la primera utilizando una columna comercial obtenida de la casa
comercial GE Hi-Trap NHS-activada HP, y con una columna empacada en el laboratorio, utilizando
Sefarosa 4B activada con cianógeno.
El que se emplearan dos métodos de purificación por inmunoafinidad, fue con la finalidad
de comparar y determinar cuál de ellos ofrecía mayores ventajas en la obtención de anticuerpos
anti-STR puros, motivo por el cual, tras la purificación y prueba de reactividad de los anticuerpos
obtenidos por cada métodos, se optó continuar trabajando únicamente con una de las dos
metodologías anteriormente planteadas.
Como se mencionó anteriormente, uno de los métodos empleados fue estandarizado en el
laboratorio (sefarosa 4B activada con cianógeno), para lo cual se realizaron pruebas para la
determinación de las mejores condiciones de elución de los anticuerpos. Al tratarse de un método
no estandarizado, fue necesaria la realización de pruebas para corroborar el correcto
acoplamiento de la STR a la Sefarosa activada con cianógeno.
Figura 11. Gel electroforético teñido con azul de Coomassie. Prueba de acomplatimento utilizando una
concentración fija de Sefarosa activada con STR (50 µL de esferas) en incubación con diferentes
concentraciones de suero parcialmente purificado de conejo (a) 100 µL, b) 75 µL, c) 50 µL, d) 25 µL, e)
12.5 µL, f) 6.5 µL, g) 3.5 µL), así mismo se montaron controles negativo C (-), únicamente muestra de
Sefarosa, y el control positivo C (+), para el cual únicamente se utilizó suero de conejo parcialmente
purificado (12.5 µL), sin Sefarosa.
Tras la tinción del gel, se observan bandas proteicas con un peso molecular aproximado a
los 54 kDa y 25 kDa, así mismo, los controles negativos y positivos mostraron el comportamiento
esperado. La disminución en la intensidad de la banda proteica, también concuerda con el
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decremento en la cantidad de la muestra agregada a la Sefarosa. Pese a que se utilizaron
diferentes volúmenes de muestra, al momento de prepararlas para electroforesis se aforaron todas
al mismo volumen, para con esto evitar que la disminución en la intensidad de la banda proteica se
debiera a una dilución de la muestra, y no al decremento de la concentración acoplada.
Se realizó un perfil de elución de las muestras para determinar cuáles eran las fracciones
que se debían conservar (debido a su concentración de anticuerpos). Así mismo, se compararon
los diversos perfiles de elución obtenidos tras cada elución, con la finalidad de determinar cuáles
eran las condiciones que favorecían más a la purificación de concentraciones mayores de
anticuerpos. Como se observa en la figura 12, el cambio en las condiciones de elución, mostro
variaciones importantes al respecto de la concentración de proteína recuperada (segundo pico en
la gráfica del perfil de elución) en las muestras eluidas, siendo que el perfil G) es en el que se
observó la recuperación más elevada de proteína.
Figura 12.Diferentes perfiles de elución, Sefarosa 4B activada con cianógeno. En cada gráfica, se muestra
el perfil de elución obtenido con las diferentes condiciones implementadas, graficándose la densidad óptica
obtenida a una absorbancia de 280 nm, contra el número de fracción obtenida. A) Elución con glicina 100
mM pH 2.5; incubación 10 minutos, B) Elución con NaOH 50 mM pH 13.5, flujo continuo, C) Elución con
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NaOH 50 mM pH 13.5, incubación 5 min., D) elución con glicina 100 mM pH 10; incubación 10 minutos, E)
elución con glicina 100 mM pH 10; incubación 10 minutos F) Elución con Glicina 100 mM pH 10, flujo
continuo. G) Elución con glicina 100 mM pH 10 NaOH 50 mM; flujo continuo.
A continuación se muestran las concentraciones finales de proteína obtenidas tras cada
método de elución:
Tabla 7. Concentración proteica obtenida con cada perfil de elución
Método
de
elución
Condiciones de elución Concentración final de
proteína obtenida
A) Glicina 100 mM pH 2.5, Incubación 10 min 0.0414 mg/mL
B) NaOH 50 mM pH 13.5 Flujo continuo 0.1168 mg/mL
C) NaOH 50 mM pH 13.5, Incubación 5 min 0.2372 mg/mL
D) Glicina 100 mM pH 10, Incubación 10 min 0.0683 mg/mL
E) Glicina 100 mM pH 10, Flujo continuo 0.0064 mg/mL
F) Glicina 100 mM pH 10, Flujo continuo 0.1715 mg/mL
G) Glicina 100 mM pH 10, NaOH 50 mM, Flujo
continuo
0.4958 mg/mL
Teniendo en cuenta estos resultados, se optó por continuar con la purificación de la
muestra de anticuerpos parcialmente purificados con el método G, el cual mostro los niveles más
altos de proteína final recuperada tras la elución (0.4958 mg/mL). Para todos los métodos
utilizados, la muestra se neutralizó inmediatamente, debido a las condiciones de pH extremas en
las cuales eran obtenidas. Así mismo, la diálisis de las muestras eludidas se efectuaba al término
del proceso de elución, con la finalidad de evitar la desnaturalización de los anticuerpos.
Al mismo tiempo se realizó la corroboración de la disminución en la concentración proteica de las
muestras de suero de los animales en los diferentes pasos de la purificación, por método de
Bradford.
Tabla 8. Concentración proteica en la muestra obtenida tras cada paso de purificación.
Muestra (paso de purificación) Concentración
proteica [µg/µl]
a) Pool sueros de conejo (3ª inmunización) 322.35
b) Purificación por precipitación con Sulfato de
Amonio
129.35
c) Purificación por precipitación con Sulfato de
Amonio y Ácido Caprilíco
89.38
d) Purificación por inmunoafinidad, columna Hi-
Trap NSH activada
63.88
e) Purificación por inmunoafinidad, columna
sefarosa 4B activada con cianógeno
56.53
La disminución en la concentración de proteína final de los anticuerpos purificados, en
comparación con las concentraciones proteicas tanto del pool de sueros de los conejos tras la
tercera inmunización, así como después de las purificaciones parciales con sulfato de amonio y
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ácido Caprilíco, demuestran que en cada una de las etapas, se fueron removiendo proteínas, las
cuales se encuentran normalmente en el suero de los animales (ej. Albumina, transferrina, otros
isotopos de Ig), por lo cual es de esperarse que la concentración proteica final sea baja.
Para corroborar que las fracciones proteicas obtenidas tras el proceso de purificación por
inmunoafinidad se trataban de inmunoglobulinas de tipo G, se realizó prueba de Inmunoblot,
utilizando como segundo anticuerpo un anti-IgG de conejo (Anti-Rabbit IgG (whole molecule)-
alcaline phospatase Sigma aldrich). Se observa en la figura 13, que las tres bandas proteicas que
fueron observables en la tinción de los genes electroforéticos, figura 9 y 10, reaccionan de manera
positiva al segundo anticuerpo utilizado, por lo cual, forman parte de la inmunoglobulina G,
Figura 13. Inmunoblot a las fracciones de anticuerpos por purificación de inmunoafinidad. Se analizaron alícuotas de 20 µl
y 10 µl, respectivamente, de muestra en cada carril, 1) y 2) corresponden a muestras obtenidas por columna Hi-Trap NSH
activada, 3) y 4) corresponden a muestras obtenidas por columna sefarosa 4B activada con cianógeno.
Con esta prueba fue posible evaluar el origen proteico de las bandas obtenidas tras correr
los geles de electroforéticos, así como determinar, la pureza en isotipo IgG de los anticuerpos
obtenidos al término de los procesos de purificación. En la figura 13, se observan las fracciones
proteicas obtenidas tras la desnaturalización de las muestras de anticuerpos, siendo que estas
tienen un peso molecular aproximado de 100 kDa, 54 kDa, y 25 kDa.
Concentración optima de anticuerpos y antígeno detectables.
Al término de las pruebas de reactividad, se determinó la dilución menor de los
anticuerpos policlonales anti-STR, capaces de detectar la STR, así como la concentración mínima
de STR que es reconocible por los anticuerpos anti-STR. Obteniéndose que la dilución 1:25,000
(correspondiente a 3 ng/ml), así mismo, la mínima concentración de STR detectable fue de 25 µg.
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Figura 14. Obtención del título de anticuerpos vs antígeno. Se colocaron muestras
de STR en diferentes concentraciones (1200, 600, 300, 150, 75, y 25 µg), los
cuales fueron probados con diferentes diluciones del anticuerpo anti-STR obtenido
en el laboratorio a diluciones de 1.10,000, 1:15,000, 1:20,000 y 1:25,000. Todas las
muestras fueron incubadas con una dilución de 1:5000 de segundo anticuerpo
(anti- IgG de conejo producido en cabra) unido a fosfatasa alcalina.
6.3 Verificación de la reactividad y especificidad de los anticuerpos anti-STR
Con la finalidad de verificar la reactividad de los anticuerpos purificados contra la STR, se
llevaron a cabo varias pruebas tipo Dot Blot.
a) Reactividad de los anticuerpos policlonales anti-STR
La reactividad de los anticuerpos policlonales anti-STR se probó por Dot Blot. Para ello, el
análisis se realizó en cada etapa de purificación, con la finalidad de corroborar si los tratamientos
de purificación a los que fue sometida la muestra de anticuerpos, no afectaban la reactividad de
los mismos.
Es posible observar, figura 14, que en todos los pasos de la purificación, la reactividad de
los anticuerpos ante la STR no se vio afectada, siendo los anticuerpos aun reactivos frente a la
STR.
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Figura 15. Evaluación de la reactividad de anticuerpos policlonales anti-STR: se colocó una muestra de 2 µl (600 µg/µl) de
STR en cada membrana, misma que fue enfrentada a una concentración de anticuerpo primario de: a) anticuerpos sin
purificar (dilución 1:50), b) Anticuerpos tras precipitación con sulfato de amonio , c) Anticuerpos tras purificación con sulfato
de amonio y ácido Caprilíco , d) Anticuerpos purificados en columna de inmunoafinidad Hi-Trap; todas las muestras fueron
incubadas con una dilución 1:1000 del primer anticuerpo y 1:5000 de segundo anticuerpo (anti- IgG de conejo producido en
cabra) unido a fosfatasa alcalina.
Muestras de agua residual
Se procedió a montar una prueba rápida para determinar si existe o no residuo de STR en
el agua residual proveniente de uso doméstico, obtenida del influente y efluente de la planta
tratadora de aguas ubicada en la Universidad Autónoma de Aguascalientes.
Se observó reacción de los anticuerpos anti-STR ante ambas muestras, siendo que la
reacción es de mayor intensidad para la muestra del influente (figura 15, inciso a). Si bien, se
esperaba que después de que el agua fuera tratada en la planta, se removiera por completo el
residuo de antibiótico en ella, es posible observar una leve reacción positiva de los anticuerpos
anti-STR (figura 18, inciso b).
Figura 16. Dot Blot para determinar la presencia de STR en agua residual. a) Muestra de agua del influente, b)
Muestra de agua del efluente c) muestra de agua del influente enriquecida con STR (600 µg/µl); todas las muestras
fueron incubadas con una dilución 1:1000 del primer anticuerpo y 1:5000 de segundo anticuerpo (anti- IgG de conejo
producido en cabra) unido a fosfatasa alcalina.
b) Evaluación de la especificidad de los anticuerpos anti-STR
Diferentes antibióticos aminoglucósido
Para determinar la especificidad de los anticuerpos anti-STR, se hicieron dos pruebas. En
la primera, se enfrentaron a los anticuerpos producidos contra diferentes antibióticos de la familia
de los aminoglucósidos, misma a la cual pertenece la STR. Se eligieron la kanamicina, neomicina
y paromomicina, se utilizaron debido a la importancia médica que tienen, ya que son ampliamente
utilizados en medicina veterinaria.
Se puede observar que para el caso de los diferentes antibióticos, pese a que se puede
observar una leve reacción positiva al centro de las membranas correspondientes a la neomicina y
la kanamicina, la reacción obtenida para el caso de la STR es mayor. Cabe señalar que este tipo
de compuestos presentan una similitud entre sus estructuras moleculares.
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Figura 17. Prueba por Dot Blot para determinar la especificidad de los anticuerpos anti-STR; para todos las membranas
se utilizó la misma concentración del antibiótico correspondiente 2 µl (600 µg/µl); a) Paromomicina, b) Neomicina, c)
Kanamicina y d) STR. Dilución 1:1000 del primer anticuerpo y 1:5000 de segundo anticuerpo (anti- IgG de conejo
producido en cabra) unido a fosfatasa alcalina.
Diferentes fármacos no aminoglucósidos
Así mismo, se evaluó la reactividad de los anticuerpos obtenidos contra STR frente a
fármacos diferentes,entre ellos algunos antibioticos de diferentes familias. Se eligieron muestras
de preparación comercial de ciprofloxaciono, fosfato de clindamicina con ketoconazol,
claritromicina y metisoprinol.
No se observó reacción alguna para el caso de las muestras pertenecientes a antibióticos
no aminoglucósidos o para el fármaco antiviral, para todas las muestras se utilizó la misma
dilución de anticuerpo primario y secundario.
Figura 18. Prueba por Dot Blot para determinar la especificidad de los anticuerpos anti-STR; para todos las membranas se
utilizó la misma concentración del antibiótico correspondiente 2 µl (600 µg/µl) a) Ciprofloxacino (comprimido), b)
Clindamicina combinada con Ketoconazol (Ovulo), c) Claritromicina (Comprimido) , d) Metisopropinol (Comprimido) y e)
STR. Dilución 1:1000 del primer anticuerpo y 1:5000 de segundo anticuerpo (anti- IgG de conejo producido en cabra) unido
a fosfatasa alcalina.
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7. DISCUSIONES
7.1 Producción de anticuerpos policlonales específicos contra STR
Para la producción de anticuerpos, se realizó un protocolo de inmunización que constó de
4 pautas. En la primera de éstas, se utilizó el antígeno diluido en adyuvante completo de Freud
(mezcla oleosa) ya que favorece el deposito del antígeno en el sitio de inoculación y potencia la
inmunogenicidad (Arteaga-García y Jara, 2013) debido a la presencia de M. Tuberculosis inactiva
en el adyuvante. Se inocularon conejos adultos jóvenes, debido a que es en esta especie animal
en la que se reporta la mejor producción de anticuerpos del tipo policlonal, son de fácil manejo y
mantenimiento, siendo que es posible obtener volúmenes considerables (5-10 mL) de suero en
cada sangrado. Así mismo, presentan respuesta inmune frente a una gran variedad de antígenos
(Florida State University, 2007).
Para las siguientes tres inmunizaciones, se utilizó el adyuvante incompleto de Freud, tal
como se reporta en la bibliografía para las re-inmunizaciones (Rojas-Espinosa, 2006). Se
realizaron varias re-inmunizaciones en los conejos debido a que una de las características
primordiales de todas las respuestas inmunitarias es su autolimitación. Estas respuestas declinan
con el tiempo tras la inmunización, por lo cual la concentración de inmunoglobulinas en el suero se
ve disminuida al paso del tiempo en caso de no existir otro contacto con el inmunógeno. La
principal razón para esta autolimitación es que toda respuesta inmunitaria elimina al antígeno
o al inmunógeno (dependiendo de que tipo de molécula se trate) que ha iniciado la respuesta y así
destruye la señal primaria necesaria para la activación linfocitaria (Correa y Mandujano, 2000). Es
mencionado frecuentemente que las respuestas inmunitarias son cuantitativa y cualitativamente
heterogéneas (Chabalgoity y cols., 2002), por lo cual es recomendable realizar más de una pauta
de inmunización, para con ello, generar un cantidad optima de anticuerpos del isotipo deseado,
circulantes en suero.
Como recomendación general basada en estudios anteriores, Harlow y Lane (1988)
mencionan la utilización de una dosis de 0.5 – 1.0 mg de antígeno en cada inmunización para
conejos, razón por la cual se utilizó esa concentración de KLH-STR (1 mg) en cada pauta de
inmunización. Como parte del protocolo, se realizaron sangrías a los conejos entre los días 13-15
después de cada inmunización, con la finalidad de obtener una muestra de suero sanguíneo, y
con él, evaluar la producción de anticuerpos por parte de cada animal. La cantidad de días
seleccionados para realizar la sangría de los animales, se eligió en función al pico de producción
de inmunoglobulinas en la fase efectora (Abbas y cols., 2008)
El sangrado de los animales se hizo antes de comenzar el protocolo de inmunización, y
después de cada inmunización, tratando de extraer la mayor cantidad de sangre posible. El
sangrado previo es indispensable para contar con un suero testigo (Davies y Chacko, 1993), a
este suero se le llamó suero pre-inmune, y fue empleado para corroborar mediante pruebas Dot
Blot, en primera instancia, que ninguno de los animales empleados en el protocolo hubiesen sido
inmunizados con el inmunogeno de interés (STR), así como para evaluar si la respuesta inmune
fue inducida efectivamente en cada uno de ellos.
Para corroborar la producción de anticuerpos después de cada una de las pautas de
inmunización, se realizaron pruebas de Dot Blot con los antisueros obtenidos. Se observó que
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para el caso de las muestras en las que se empleó el suero pre-inmune, no reaccionó con la STR,
con lo cual, se determina que los animales de estudio no fueron sometidos con anterioridad algún
tipo de protocolo que indujera en ellos la producción de anticuerpos anti-STR. Al hacer el análisis
por Dot Blot de las diversas muestras obtenidas tras cada inmunización hubo reacción positiva
entre los antisueros obtenidos y la STR, y como era de esperarse, la reacción obtenida fue mayor,
lo que se apreció debido al aumento en la intensidad de la mancha (mancha positiva en el centro
de la membrana), esto debido a que tras cada pauta de inmunización, la generación de
anticuerpos tipo IgG va aumentando.
Así mismo, se realizaron pruebas de Dot Blot a cada uno de los antisueros de los
diferentes conejos en cada una de las etapas de las inmunizaciones. Con esto se corroboro que
todos los animales sometidos al protocolo de experimentación fueron capaces de generar una
respuesta inmune contra el antígeno, y no se tuviera que descartar alguno debido a la deficiente
producción de anticuerpos.
7.2 Purificación de anticuerpos anti-STR
Como se mencionó en la metodología, la purificación de los anticuerpos se llevó a cabo en
dos etapas. Una purificación parcial en la que se empleó precipitación por sales, con sulfato de
amonio y con ácido octanóico (ácido caprilíco). La segunda etapa de la purificación por
inmunoafinidad, utilizándose un método comercial, así como una metodología adaptada y
estandarizada en el laboratorio.
En la purificación parcial se hizo el fraccionamiento por salado, en el cual una
concentración elevada de una sal muy soluble es agregada a la solución de proteínas. Con esto
se disminuye la interacción proteína-agua debido a la remoción de la capa de solvatación de la
proteína, predominando así la interacción proteína-proteína, produciéndose con esto la
precipitación. La concentración salina a la que se produce la precipitación no es igual para
cualquier proteína, lo que permite usar ésta propiedad para la separación y purificación de
proteínas particulares a partir de mezclas complejas (Bergmann-Leitner y cols. 2008).
Comúnmente se usa sulfato de amonio (NH4)2SO4 para tal fin, a causa de su gran
solubilidad. La adición gradual de ésta sal permite el fraccionamiento de una mezcla de proteínas,
las cuales son precipitadas pero no desnaturalizadas. Entonces un exceso de agua, por encima
del punto de precipitación, permite solubilizar nuevamente las proteínas (Wilson y Walke, 2010). Si
este proceso se lleva a cabo a baja temperatura (alrededor de 4ºC), las proteínas precipitan sin
que se desnaturalicen. Luego, las proteínas precipitadas pueden separarse mediante
centrifugación y posteriormente pueden ser re-disueltas en una solución tampón y dializada por
varias días para eliminar el sulfato de amonio, o bien, ser sometidas a procesos de ultrafiltración.
El método de precipitación con sulfato de amonio es uno de los más utilizados para
preparar fracciones crudas de inmunoglobulinas a partir del suero.Las fracciones crudas
contienen todos los isótopos de inmunoglobulinas (IgG, IgM, IgA, IgE IgD), además de otras
proteínas contaminantes, tales como, las β globulinas, ciertas proteínas de alto peso molecular, así
como proteínas atrapadas en el precipitado floculento (AMRITA University, 2014).
La concentración de sulfato de amonio a la cual los anticuerpos precipitan varía
entre las especies. La mayoría de los anticuerpos de conejo precipitan en un 40% de
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saturación, mientras que los anticuerpos de ratón necesitan de 45 a 50% de saturación
(Kuhlmann, 2008). Precipitaciones con sulfato de amonio al 33.3% de saturación generan
preparaciones más puras pero con menor rendimiento (SAFC Biosciences, 2006). Por lo
anterior descrito, en nuestro caso se empleó una concentración del 50%, Sin embargo, primero se
realizó una precipitación bajo una saturación del 33.3%, para posteriormente completar la
saturación del medio a un 50%. Con esto, se consiguió que la precipitación de las proteínas fuera
gradual y se removieran proteínas que se encontraban en el suero (ej. Albumina, transferrina, etc.)
Las cuales en este protocolo son consideradas como contaminantes.
Las fracciones crudas de Igs, pueden ser utilizadas directamente. En otras situaciones,
las fracciones crudas constituyen el primer paso en la producción de preparaciones altamente
purificadas de Igs. Una vez precipitadas las Igs, se separaron la muestra por centrifugación con la
finalidad de recuperar el precipitado en el cual se encontraban las Igs de interés. Seguido de ello,
se procedió a concentrar la muestra y hacer un cambio de solución tampón para eliminar el sulfato
de amonio disuelto (Moore y Krey, 2009).
El motivo de que se optara por la purificación de los anticuerpos con ácido caprilíco, fue
debido a que esta metodología ha sido evaluada como una posible alternativa previa a la
cromatografía por inmunoafinidad. Este método implica la precipitación selectiva de las Igs
manteniendo en solución las proteínas de interés, las IgGs. Fabricantes de productos de plasma
han purificado eficazmente proteínas como inmunoglobulinas del tipo IgG de suero, plasma
(Brodsky y cols., 2012), y fluido de ascitis mediante el uso de ácido caprilíco. Esta metodología se
puede implementar en un biorreactor, o bien, antes de purificación en columna. En ambos casos,
el objetivo es eliminar una etapa de cromatografía de pulido y/o para incrementar la eficiencia del
proceso global. (McKinney y Parkinson, 1987; Parkkinen y cols., 2006;Russo y cols.,
1983;.Steinbuch y Audran, 1969).
Una vez terminada la purificación parcial, se procedió a congelar a -60ºC hasta la
purificación por inmunoafinidad; para ello, se decidió separar dos muestras representativas de
anticuerpos, una seria tratada con una columna comercial de la casa GE healthcare que contenía
Sefarosa activada con N-Hidroxisuccilamina, mientras que la otra seria tratada con una columna
preparada en el laboratorio de Sefarosa 4B activada con cianógeno, para así determinar que
método de purificación por inmunoafinidad presentaba mayores ventajas en cuanto a tiempo de
realización, cantidad de reactivos a utilizar y eficiencia en la recuperación de anticuerpos.
7.2.1 Purificación de anticuerpos por cromatografía de inmunoafinidad.
La elección del tipo de columna comercial que se utilizó en este trabajo, se debió a que si
se encuentra activada con N-hidroxisuccilamina (NHS), las interacciones que se producen entre
este ligando y los grupos amino primarios de la molécula de interés, son fuertes y estables a pH
fisiológicos (Hermanson, 2013). Debido a que la molécula de la STR cuenta con grupos aminas
primarias, y tomando en cuenta que este tipo de columnas son ampliamente utilizadas para la
purificación por inmuniafinidad de anticuerpos, se optó por utilizarla. Cabe señalar que, este tipo
de uniones se utilizan más comúnmente cuando la molécula a inmovilizar es una proteína, debido
a que la cantidad de aminas primarias en la estructura es mayor, pese a ello, tras el acoplamiento
de la STR a la columna, se observó que la unión era estable, y que se lograba la recuperación de
anticuerpos dirigidos contra esta molécula.
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Debido a que él método de purificación empleando sefarosa 4B activada con cianógeno,
no había sido probado con anterioridad en el laboratorio, se requirió la estandarización del
protocolo para poderlo adaptar a la purificación de anticuerpos anti-STR. Si bien la sefarosa ha
sido utilizada con anterioridad para la purificación de anticuerpos contra STR, como en el trabajo
realizado por Bachler y cols.(2000) y Windbichler y Schroeder en el 2006, en el cual utilizaron
sefarosa 6B activada con un grupo epóxido. Aunque la matriz solida es la misma para ambos
métodos, el cambiar la forma en la que se activa la misma, puede afectar la forma en la que
interactúa el ligando, en este caso la STR, a la sefarosa activada.
Así mismo, es importante señalar que los reportes encontrados de STR acoplada a una
columna de inmunoafinodad, se utilizaban en su mayoría para purificación de proteínas de unión a
RNA que interactúan con este antibiótico, conocidas como “Strepto Tags”, término acuñado por
Bachler y cols. en el 2000, mas no para la purificación de compuestos proteicos como son los
anticuerpos. En dico trabajo, la elución de los compuestos proteicos de interés, se realizó
utilizando una solución tampón, a la cual se adiciono STR 10µM.
7.2.1.1 Acoplamiento de la STR a la Sefarosa 4B
Para realmente corroborar que el ligando se había acoplado a la Sefarosa, se realizó la
prueba en la que se enfrentaron los anticuerpos purificados parcialmente por precipitación con
sulfato de amonio y ácido caprilíco, con concentraciones variables de sefarosa acoplada al ligando
(Figura 12, apartado 6.2). Se observó que existía una interacción entre la matriz solida activada y
algunos compuestos proteicos que se encontraban en la muestra. Al obtener bandas proteicas en
el gel electroforético, con pesos moleculares similares a los reportados para las inmunoglobulinas,
se asumió, que la STR se había acoplado correctamente a la sefarosa, debido a que se logró la
recuperación de anticuerpos después de la realización de la prueba.
7.2.1.2 Estandarización del método de purificación por cromatografía de inmunoafinidad
utilizando columna de sefarosa 4B activada con cianógeno.
Se realizaron diferentes perfiles de elución con la finalidad de determinar bajo qué
condiciones se obtenía la mayor concentración proteica. Así mismo, se estandarizó el volumen de
solución de lavado y elución necesarios para la recuperación de los anticuerpos. En estos perfiles
(figura 13, apartado 6.2), fue posible observar la presencia de dos picos, en los cuales, el primero
corresponde a las Igs no específicas que son incapaces de reconocer a la STR y con ello
acoplarse a la columna, siendo que son removidos tras los lavados realizados a la columna, y un
segundo pico correspondiente a las Igs que fueron capaces de reconocer a la STR y son
recuperadas tras la elución con soluciones de pH extremos (Thermo Fisher Scientific, 2010).
Era de esperarse que la concentración proteica de los anticuerpos inespecíficos fuese
mayor al de las Igs anti-STR, debido a que después de la purificación parcial de los anticuerpos,
se recuperan Igs de tipo IgG, las cuales no únicamente están dirigidas contra la STR, sino contra
todos los antígenos con los que tuvieron contacto previo los conejos.
Los perfiles de elución son de gran utilidad ya que ayudan a saber cuáles son las
fracciones de importancia que se deben de recuperar. Una vez establecida la cantidad de mililitros
necesarios para equilibrar la columna, así como para lavar los anticuerpos inespecíficos de la
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misma, la recuperación de las fracciones de anticuerpos específicos contra STR se pudo realizar
de una manera mecánica.
Una vez purificadas las dos muestras iniciales de anticuerpos por ambos métodos de
inmunoafinidad, se decidió continuar la purificación por el método comercial (Hi-Trap NHS-
activada HP ), debido a las ventajas que presentaba en cuanto al tiempo de procedimiento, y el
volumen de reactivos requeridos. Así mismo, la concentración de los anticuerpos obtenidos por
este método fue mayor (63.88 µg/µl de proteína obtenidos por el método comercial, contra 56.53
µg/µl de proteína obtenidos por el método estandarizado). En comparación con los resultados
obtenidos en el 2005 por Peña y colaboradores, en el cual utilizando una columna de
inmunoafinidad comercial para purificar IgG’s de conejo, y obtuvieron una concentración máxima
de proteína de 43.6 µg/µl. Sin embargo, es importante destacar que el método estandarizado en el
laboratorio también es de gran aplicabilidad en caso de no contar con los recursos necesarios para
optar por un método comercial.
7.3 Determinación de la pureza, reactividad y especificidad de los anticuerpos policlonales
anti-STR
7.3.1 Determinación de la pureza de los anticuerpos policlonales anti-STR
Para la determinación de la pureza de las muestras de anticuerpos purificados, así como
la efectividad de los procedimientos de purificación previa, se realizó el análisis electroforético de
las muestras obtenidas. Este procedimiento se realizó en condiciones desnaturalizantes (utilizando
SDS) con la finalidad romper los enlaces disulfuro que unen a los principales componentes de las
moléculas que se encontraban en la muestra de anticuerpos purificados (cadenas pesadas y
ligeras). Se esperaba que después de cada uno de los tratamientos de purificación a los que fuera
sometida la muestra, la cantidad y concentración de bandas proteicas en el gel electroforético
fuera disminuyendo. Fue posible observar como en la muestra correspondiente del antisuero sin
purificar, se aprecia la presencia de fracciones proteicas de gran peso molecular, así como de
elevada concentración, las que posiblemente correspondían a proteínas que se encuentran en el
suero de los conejos (ej. Albumina, transferrina, etc.), las cuales tras someter la muestra al primer
paso de la purificación parcial (precipitación con sulfato de amonio) ya no se presentan en la
muestra, esto debido a que la saturación por sales en la muestra, disminuye la interacción agua-
proteína, generando la precipitación de aquellas proteínas de gran peso molecular. Si bien, aún es
posible observar un gran número de bandas en la muestra obtenida tras la purificación con
(NH2)SO4 (Javois, 1999) una vez que esta fue sometida a la precipitación con ácido caprilíco,
desaparecen para solo dar paso a la presencia de tres bandas proteicas. En este paso, lo que se
purificaron fueron las Igs de tipo G, todas las que se encontraban presentes en la muestra, cabe
señalar que este tipo de Igs se generan de manera regular contra una gran cantidad de antígenos,
por lo cual, las Igs “crudas”, obtenidas en este paso, si bien ya son algunas especificas contra
nuestro antígeno de interés, aún se encuentran “contaminadas” con IgG’s no específicas (Brodsky
y cols., 2012). Es por ello que se utilizó una última de etapa de purificación basada en
inmunoafinidad, para así, tener la certeza de que las IgG’s que se obtendrían fueran especificas
contra el ligando de interés. Al comparar la muestra procedente de la purificación con ácido
caprilíco y la de inmunoafinidad, se obtuvieron tres bandas proteicas, de pesos moleculares
aproximados a los 100 kDa, 54 kDa y 25 kDa. Estas fracciones proteicas, se consideró
pertenecían a las cadenas tanto pesadas como ligeras de las IgG’s, ya que según Wang y col.
(2007), la estructura de la inmunoglobulina G, consiste en dos cadenas pesadas de 50 kDa y dos
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cadenas ligeras de 25 kDa. Sin embargo, la concentración proteica se ve disminuida entre las
muestras, siendo que tras la purificación por inmunoafinidad, la concentración es menor, lo que
era de esperarse debido a la remoción de las IgG’s no específicas (Bergmann-Leitner y cols.,
2008).
Según lo reportado por Garcia-Cozar y cols. (2014) el peso molecular de las cadenas
pesadas y ligeras de las Igs es correspondiente a 54 kDa y 25 kDa respectivamente. En cuanto a
la banda de aproximadamente 100 kDa, según pruebas realizadas por Lesmes en el 2011
utilizando anticuerpos policlonales de conejo del tipo IgG purificados por precipitación previa con
sulfato de amonio, en las cuales se obtuvieron patrones de bandeos similares, y tomando en
cuenta que se dio una reacción positiva entre el componente proteico y el anticuerpo anti-IgG, se
determina que es parte de la molécula de IgG de conejo obtenida tras las purificaciones. Al
reaccionar las bandas de manera positiva con el anticuerpo anti-IgG de conejo, se puede
determinar que todas las bandas presentes son parte de la inmunoglobulina G de conejo.
7.3.2 Determinación de la reactividad de los anticuerpos policlonales anti-STR
Se realizaron análisis de Dot Blot para determinar la reactividad de los anticuerpos que se
encontraban tanto en el antisuero sin purificar, así como en las muestras parcialmente purificadas
y la muestra tratada por inmunoafinidad de anticuerpos anti-STR. Como anticuerpo secundario se
utilizó un el mismo anticuerpo anti-IgG de conejo empleado en los Inmunoblot. Después del
revelado de las membranas, fue posible observar la presencia de una marca positiva al centro de
cada membrana en la que se colocó STR. En todas las pruebas se utilizó un blanco negativo, los
cuales consistieron en una membrana de nitrocelulosa en la cual únicamente se colocaba agua
destilada (solvente utilizado para preparar la muestra) sin STR.
Se obtuvieron reacciones positivas entre la STR y los anticuerpos obtenidos en cada etapa
de purificación en el laboratorio. Posteriormente se procedió a determinar la concentración mínima
necesaria a utilizar de anticuerpos que fueran capaces de reconocer a la STR (título de
anticuerpos), así como a la determinación de la concentración mínima de STR detectable por los
mismos, teniendo como referencia la concentración de anticuerpos recuperados tras la
purificación. Se manejaron diferentes diluciones de los mismos, siendo que la mayor dilución de
anticuerpos anti-STR en la que fue posible observar reacción positiva fue de 1:25,000. Así mismo,
la mínima concentración de STR detectable fue de 25 µg. En un trabajo realizado por Moreno y
cols en el 2006, en el cual purificaron anticuerpos contra el receptor de progesterona humano
utilizando la misma columna comercial Hitrap NHS, ellos obtuvieron un título de anticuerpos de
1:200. Así mismo en el trabajo realizado por Peña y cols. en el 2005, en el cual obtuvieron
anticuerpos policlonales contra la proteína iduronato-2-sulfato sulfatasa, obtuvieron un título de
anticuerpos de 1:2,000 con un buen reconocimiento del antígeno en diversas concentraciones
(concentración mínima de 0.6 µg/ml)
Los anticuerpos obtenidos, se pueden utilizar en futuros protocolos para la determinación
de STR en agua residual ya que como se planteó al inicio de este trabajo es considerada un
contaminante emergente. Al no saberse si las diferentes condiciones que presenta el agua (pH
variable, temperatura no constante, presencia de materia orgánica, carga de contaminantes
químicos diversos, etc.) afecta la reactividad afecta la reactividad de los anticuerpos anti-STR con
esta molécula, se decidió realizar una determinación de STR en agua residual.
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Estas determinaciones se realizaron en muestras obtenidas tanto del influente como del
efluente de la planta tratadora de agua ubicada en las inmediaciones de la Universidad Autónoma
de Aguascalientes. La prueba resultó positiva, para ambas muestras procesadas. Si bien, la
concentración en la que se encuentra el residuo del antibiótico en la muestra del influente es
mayor, es importante señalar que aun después del tratamiento en la planta, se detectan bajas
concentraciones de antibiótico en la muestra del efluente. Se optó por utilizar muestras obtenidas
de esta planta tratadora, que las aguas vertidas en ella no son de origen hospitalario sino
doméstico, por lo cual, la presencia o ausencia de fármacos es menor o inexistente. Así mismo, se
quería verificar, si con un tratamiento secundario (como es el que se da en esta planta), se lograba
la remoción o no de compuestos de origen farmacéutico, o su presencia persistía, con lo cual, se
justifica la importancia de contar con metodologías que permitan la detección de este tipo de
contaminantes emergentes, debido a las implicaciones en la salud de los organismos que estén en
contacto con estas medios acuosos.
Con los anticuerpos obtenidos, se logró la detección de STR en agua residual adulterada
en el laboratorio. Con esto, se demostró, que las condiciones físicas y químicas no controladas en
las que se encuentra el agua, no afectan la reactividad de los anticuerpos ante la STR.
7.3.3 Determinación de la especificidad de los anticuerpos policlonales anti-STR
Se realizaron dos pruebas principales. En la primera, se enfrentó a los anticuerpos contra
diferentes antibióticos aminoglucósidos y de uso cotidiano, siendo estos la kanamicina, neomicina
y paromomicina, en la segunda prueba, se utilizaron antibióticos no aminoglucósidos como el
ciprofloxaciono, fosfato de clindamicina con ketoconazol, claritromicina y un fármaco antiviral, el
metisoprinol.
Se observa una leve reacción positiva con los antibióticos aminoglucósidos. Esto se debe
a que se trata de moléculas similares entre sí, debido a que su estructura consiste en un anillo
aminociclitol al cual se unen dos o más azúcares, con o sin grupo amino, por medio de enlaces
glucosídicos u oxídicos. Los distintos aminoazúcares proporcionan las diferencias en actividad,
farmacocinéticas y tóxicas de los aminoglucósidos. Aunque la STR estructuralmente es un
aminoglucósido, pues tiene un anillo aminociclitol, el hecho de no contener ninguna molécula de
azúcar ni enlaces glucosídicos le confiere diferentes propiedades (Lorholary y cols., 1995). Al estar
trabajando con anticuerpos policlonales, deben de existir anticuerpos que se generaron contra
regiones de las moléculas que son similares en todos los antibióticos probados. Pese a ello, la
reacción que se observa para el caso de la STR, es mucho más intensa que para los demás
antibióticos, al ser estructuralmente diferente a los demás antibióticos de esta familia. Es de
esperarse que los anticuerpos que se generaron contra ella sean poco reactivos a los demás
antibióticos de la familia.
El que los anticuerpos anti-STR reconocieran otros antibióticos aminoglucósido, lejos de
presentar un problema, acarrea la ventaja de un número mayor de molecular detectables en aguas
residuales. Cabe señalar que la mayoría de los antibióticos aminoglucósido se utilizan en
combinación, por lo cual, el que solo exista la presencia de uno solo en el agua residual no es
viable (Bliziotis y cols., 2005). Al ser los anticuerpos capaces de reconocer otros antibióticos de la
misma familia la utilización de los mismos en pruebas de detección se amplía a un rango que
abarca más moléculas de interés.
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Al probar los anticuerpos con antibióticos no aminoglucósidos, no se observó reacción
alguna. Al tratarse de anticuerpos que se pueden emplear para futuros protocolos de detección de
antibióticos en matrices ambientales, es importante destacar la no reactividad que presentar frente
a otro tipo de fármacos empleados para el control de m.o., debido a que esto permitirá un
determinación más específica del tipo de contaminante que se encuentra en la matriz estudiada.
Como se ha descrito en diversos trabajo, en las muestras de aguas residuales se pueden
encontrar fármacos desde drogas de abuso (Chicharro y cols, 2014), β-lactamicos (Jiménez,
2012), disruptores endocrinos (Estrada-Arriaga y cols. 2013), etc.
Según Correa y Mandujano (2000) la aplicación práctica de los antisueros es muy diversa,
pues se puede utilizar con fines terapéuticos (inmunización pasiva), en diversos estados
infecciosos o tóxicos (neumonía lobar, tétanos, etc.). Además son útiles en la identificación de
microorganismos aislados de procesos infecciosos y en la clasificación taxonómica de diversas
especies. También han servido como herramienta de trabajo para dilucidar mecanismos
inmunológicos básicos (especificidad inmunológica, activación del complemento, fagocitosis,
citotoxicidad, etc.) y en la determinación rápida y específica de la naturaleza de diversas
sustancias químicas (proteínas, carbohidratos, haptenos, etc.)
Como se ha mencionado a lo largo de este trabajo, se generaron anticuerpos policlonales,
y no monoclonales. Si bien los segundos son más específicos, ya que todas las clonas producidas
son dirigidas hacia la misma región del antígeno, los anticuerpos policlonales presentan la ventaja
de que son capaces de detectar diferentes regiones funcionales de un antígeno o molécula
(Berkeley, 2014), por lo cual si esta ha sufrido alguna modificación estructural, aún es posible que
sea detectada alguna región de la misma que no se haya alterado (Ritter, 2000). Así mismo, su
producción y purificación es más simple, presenta menor coste y el tiempo requerido es menor
(Tomas y cols., 2002).
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CONCLUSIONES
Al término de este trabajo, se logró la obtención y purificación de anticuerpos policlonales
anti-STR, los cuales mostraron una especificidad contra los antibióticos del tipo aminoglucósidos,
mayoritariamente la STR.
Se obtuvo una concentración final de anticuerpos de 63.88 µg/µl de proteína con el
método de purificación de columna Hi-Trap NHS-activada HP (Ge healthcare Bio-sciencies
corporation, USA), conocido como el método comercial, y 56.53 µg/µl de proteína obtenidos por el
método de columna empacada con Sefarosa 4B activada con cianógeno (Sigma-aldrich, St Louis,
USA).
La dilución mínima de anticuerpos con la cual se pudo detectar la STR en pruebas Dot
Blot fue de 1:25,000. Así mismo, la concentración mínima de STR detectable por los anticuerpos
anti-STR fue de 25 µg.
Fue posible detectar rastros de antibióticos del tipo aminoglucósidos en el influente y
efluente de la planta tratadora de aguas residuales ubicada en la Universidad Autónoma de
Aguascalientes, utilizando los anticuerpos anti-STR producidos en el laboratorio.
En base a la practicidad presentada por el método comercial para la purificación de los
anticuerpos (mayor concentración proteica recuperada, menor tiempo de operación, menor
volumen de reactivos empleados) se optó utilizarlo como método de purificación final.
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