CLASIFICACIÓN DE LOS PARÁSITOS Ciliados (cilios) Protozoarios Mastigoforos (flagelos)Zooparásitos (unicelulares) Sarcodinos (pseudópodos) (parásitos Esporozoarios (inmóviles) animales) Platelmintos

Cestodos (Seg) Metazoarios Helmintos (aplanados)

Trematodos (pluricelulares)

Nematelmintos Artrópodos Fitoparásitos Hongos (parásitos vegetales) Bacterias (REINO PROCAROITA)

PARASITOLOGÍADisciplina que se encarga de estudiar el parasitismo producido por protozoarios,

helmintos y artrópodos.

PARASITISMOSe da entre un organismo llamado parásito y

otro denominado huésped.

PARÁSITO: Organismo que pertenece al Reino animal.

Parasito obligado Parasito facultativo Huésped definitivo

Huésped intermediario

TIPOS DE PARÁSITOS Estenoxenos: pocas de le sirven de reservorios; Entamoeba histolytica que

utiliza hombre, perros y primates. Eurixenos: muchos; Toxoplasma gondii le sirven los

conejos, gondis(pequeños roedores), cerdos,

gatos, vacas,etc.

ASOCIACIONES ENTRE LOS SERES VIVOSϋ INQUILINISMO: inquilino utiliza como morada las estructuras

o cavidades del otro (huésped) al que no le ofrece ninguna ventaja, ej: cangrejo ermitaño y concha de caracol.

ϋ COMENSALISMO: Huésped no recibe perjuicio ni beneficio; mientras que el otro asociado (comensal) se procura casa y sustento; ej: Entamoeba coli y el hombre.

ϋ MUTUALISMO: Ambos reciben beneficio sin que tenga dependencia necesaria para su existencia; ej: anémonas de mar y glifidodones (pez payaso).

ϋ SIMBIOSIS: existe dependencia necesaria para la supervivencia; ej: hipermastiginos (protozoos flagelados) y termitas.

ϋ PARASITISMOϋ DEPREDISMOϋ HIPERPARASITISMO: Un parasito infecta a otro; bacterias

patógenas.

TRANSMISIÓN AGENTE LOCALIZACIÓNPor fecalismo y alimentos contaminados

Amibiasis o Entamoebiosis (Entamoeba histolytica)

En todos los tejidos del hombre

Balantidium coli Intestino Giardia lamblia Intestino Chilomastix mesnili Intestino gruesoTrichomonas hominis Colon y ciegoEnteromonas himinis Intestino gruesoRetortamonas intestinales Intestino grueso

Por boca Trichomonas tenax Encías de la bocaDientamoeba fragilis Intestino gruesoIodamoeba butschlii Intestino gruesoEndolimax nana Intestino gruesoEntamoeba coli Tubo digestivoEntamoeba hartmanni Tubo digetivo

Entamoeba polecki Tubo digestivoContacto bucal Entamoeba gingivalis Alveolos dentarios, sarro y

dientes careados

Entamoeba histolytica

Balantidium coli

TRANSMISIÓN AGENTE LOCALIZACIÓN

Por contacto directo Trichomona vaginalis Secreciones vaginales

TRANSMISIÓN AGENTE LOCALIZACIÓNPor artrópodos, transparentaría, transfusiones

Tripanosoma cruzi Sangre; heces en la chinche

Leishmania donovani, L. mexicana, L. tropical, L. brasiliensis

Piel, mucosas y vísceras

Por transfusión, transparentaría

Plasmodium vivax, P. malariae, P. falciparum, P. ovale

Hígado, sangre

Por transfusión, transparentaría

Toxoplasma gondii Todos los tejidos (intracelular)

Pneumocystis carinii Pulmones

Trichomona vaginalis

Plasmodium vivax

Toxoplasma gondii

TRANSMISIÓN AGENTE LOCALIZACIÓN

Ingesta de carne de cerdo infectada

Taenia solium (tenia de cerdo), taenia saginata (tenia de la vaca), Equinococcus granulosus (tenia hidatídica), equinococcua multilocularis (tenia hidatídica alveolar)

Intestino delgado

Ingesta de alimentos contaminados

Hymenolepis nana (tenia enana), hymenolepis diminuta (tenia de la rata)

Intestino delgado

Enterobius vermicularis Intestino delgado

Por suelo Áscaris lumbricoides Intestino delgado y grueso

Triada Trichuris trichura Tracto digestivo

Ingesta de animales contaminados

Fasciola hepatica Hígado

Taenia solium Taenia saginata

¿Qué son las Soluciones Conservadoras?

PreservaMantiene condiciones

optimasNo alterar cualidades:

- pH- Parásitos

MUESTRA

Solución lugolMezclar:5ml formaldehido50 ml de agua destilada40 ml timerosal 1 ml de glicerina Frasco color ambar

SOLUCION / FIJADOR MIFMerthiolato-Yodo-FormolComponentes:Formalina 37% Solución lugol TimerosalMezclar: 15ml formaldehido + 1ml lugol + 7,5 ml

timerosal. Poner 1 o 2 gotas de MIF en porta y agregar

heces (2mg), poner cubre y observar a microscopio.

Se utiliza ?Preserva :

Trofozoitos Quisteshuevos y larvas de helmintos.Método más recomendado

SOLUCION / FIJADOR PAFFenol-Alcohol-Formol

SHAUDINN.4.5G DE BICLORURO DE MERCURIOALCOHOL ETILICO AL 95%ACIDO ACETICO

SOLUCION / FIJADOR PVAAlcohol de PoliviniloCristales de cloruro de mercurio (HgCl2)Alcohol etílico al 95%Ácido acético glacialGlicerina

Parásitos intestinales: trofozoitos !Fija proporción: 3 partes de PVA y 1 parte de

heces

Conservación de muestras

Materia fecal Realizar la deposición en un recipiente de boca ancha adquirido en

farmacias. Transferir una porción de materia fecal, del tamaño de una cucharadita

de café, al frasco con líquido conservante provisto por nuestro laboratorio, según se explica a continuación:          - Si la materia fecal es diarreica, juntar una muestra por día, durante tres días          seguidos.          - En caso de diarrea prolongada o sospecha de amebiasis, juntar seis tomas de          diferentes días en el término de catorce días.           - Si la materia fecal es sólida o en caso de estreñimiento, juntar una muestra

día por          medio. Se deben realizar un total de tres tomas, y el período de recolección no debe          exceder los siete días.          - Si en las deposiciones se observan gusanos o elementos sospechosos, colocarlos en          otro recipiente con agua corriente.          - Completar la ficha epidemiológica que se adjunta

Recomendaciones

» Es importante respetar el tamaño indicado de las muestras, dado que la cantidad total no debe sobrepasar la mitad del recipiente, porque de lo contrario se invalida el estudio.

» Evitar comer manteca, frutas de hollejo, verduras de hoja y legumbres durante los tres días previos a la recolección y hasta finalizar la misma.

» Evitar la contaminación con orina y/o agua del inodoro» No tomar purgantes oleosos, antiparasitarios o

compuestos con bismuto, bario o carbón 72 horas antes de comenzar la recolección de materia fecal y hasta terminar la misma.

» Mantener la muestra a temperatura ambiente hasta su entrega al laboratorio.

OrinaMuestra: micción media. Volumen: 0,5 ml. Recipiente: envase estéril de boca ancha. Consideraciones: primera micción de la

mañana. Envase estéril de boca ancha

Recomendaciones

Si es posible, no recoger la muestra antes de que haya transcurrido una hora desde la última micción.Recoger únicamente los primeros 10-30 cc de orina.La muestra debe llegar al laboratorio en las 24 horas siguientes a su toma, si se mantiene a temperatura ambiente y antes de 5 días si se mantiene refrigerada.

Sobre cada muestra tomada, se pueden realizar análisis para la detección de otros microorganismos además de Trichomonas vaginalis:Muestra vaginal, uretral y orina:    Neisseria gonorrhoeae    Chlamydia trachomatis    Mycoplasmas

SangreExamen microscópico de sangre fresca: 2 ml de sangre

total con anticoagulante.Gota gruesa: Sangre sin anticoagulante 3 a 4 gotas por

preparación. Tomada por punción venosa o digital.

PERÍODO ÓPTIMO PARA LA TOMA DE MUESTRA: Debe considerarse el período de la enfermedad del paciente. En aquellos pacientes que se sospeche están en período agudo, deberán realizarse los exámenes directos lo antes posible y para la serología se deberá esperar a lo menos 15 días. Para recién nacidos ambas muestras deben recolectarse simultáneamente.

CONSERVACIÓN Y TRANSPORTE DE LAS MUESTRAS

Suero o Plasma: Conservada a 4 ° C por un máximo de 5 díasCongelada a –20 ° C

Transporte: En tubo plástico con tapa hermética con la medidas necesarias de bioseguridad y para mantener la temperatura.

Sangre total para Métodos directos: Conservada a 4 ° C por un máximo de 3 días

Transporte: En tubo plástico con tapa hermética con la medidas necesarias de bioseguridad y para mantener la temperatura.

Clasificación de Coproparasitoscópicos

POR EL TIPO DE POR EL TIPO DE PROCESAMIENTO DE PROCESAMIENTO DE

LA MUESTRALA MUESTRA

POR SU EXPRESIÓN NUMÉRICAPOR SU EXPRESIÓN NUMÉRICA MÉTODOS ESPECIALESMÉTODOS ESPECIALES

1.1. Directo: Macroscópico Directo: Macroscópico o microscópicoo microscópico

2.2. Concentración por: Concentración por: a.a. FlotaciónFlotaciónb.b. Sedimentación Sedimentación c.c. Termotropismo Termotropismo

3.3. DiluciónDilución4.4. CultivoCultivo5.5. Aclaramiento Aclaramiento 6.6. TinciónTinción

1.1. CUALITATIVOS: CUALITATIVOS: a.a. En frescoEn frescob.b. Cucharilla rectalCucharilla rectalc.c. CentrifugaciónCentrifugación

Flotación (Faust)Flotación (Faust)d.d. Flotación (Willis)Flotación (Willis)e.e. Sedimentación Sedimentación

(Ritchie) (Ritchie) 2.2. CUANTITATIVOS: CUANTITATIVOS:

a.a. Concentración Concentración (Ferreira)(Ferreira)

b.b. Dilución (Stoll) Dilución (Stoll)

1.1. TamizadoTamizado2.2. GrahamGraham3.3. BaermannBaermann4.4. Harada-MoriHarada-Mori5.5. Coloración KhonColoración Khon6.6. Biopsia tejidosBiopsia tejidos7.7. Microscopia electrónicaMicroscopia electrónica

POR APLICACIÓN DE COLORANTESPOR APLICACIÓN DE COLORANTES POR EL MOMENTO DE SU REALIZACIÓNPOR EL MOMENTO DE SU REALIZACIÓN

1.1. Preparaciones húmedasPreparaciones húmedas2.2. Preparaciones fijas:Preparaciones fijas:

a.a. TemporalesTemporalesb.b. Permanentes Permanentes

1.1. Inmediato o en frescoInmediato o en fresco2.2. Mediato: de muestra preservada o no preservada Mediato: de muestra preservada o no preservada

CUALITATIVOSFLOTACIÓN

FaustSacarosaWillis

SEDIMENTACIÓNRitchieSedimentación

simple en copasCharles-

Barthelemy

CUANTITATIVOS› Stoll› Ferreira› Kato-kats

ESPECIALES Tamizado Graham Cápsula

duodenal Baerman

METODOS DE CONCENTRACIONMETODOS DE CONCENTRACION Métodos físicos

Dilución minuciosa heces en líquido o solución de densidad:

Inferior a la de los parásitos (Técnicas de sedimentación)

Superior (Técnicas de flotación)

Ventajas: Realización muy simple Precisan poco material

Inconvenientes: Procesos largos Exigen mucha manipulación No aplicables a series grandes de muestras

En ciertos casos se puede acelerar x centrifugación suave

Método de concentración por flotación de Willis

para la investigación de GEO-helmintos. Consiste en preparar el material fecal con Solución saturada de Nacl Los Huevos de helmintos de peso específico menor que la solución saturada de Nacl tienden a subir y adherirse a una lámina colocada en contacto con la superficie del líquido.

Tomar 1 gr aproximadamente de materia fecal.

.    Colocar la muestra en un recipiente pequeño de boca ancha para recolectar las heces y mezclar con la solución saturada de ClNa con la ayuda de un palillo.

   Trate de llenar completamente el recipiente con la solución, mezcle.

4.      Cúbralo con un porta objeto limpio, de manera que el líquido haga contacto con la lámina

5.      Esperar 5-10 minutos.  

En ese lapso, los huevos de helmintos, cuyo peso específico es menor que el de la solución, flotarán y quedarán adheridos a la cara del porta objeto en contacto con la mezcla.

7.      Retirar el porta objeto e invertirlo rápidamente para evitar pérdida de material.

8.      Examinar al microscopio inmediatamente.

9.      Reporte sus resultados en la ficha. Discútalos con sus compañeros, ventajas y desventajas del método

Este método es de alta sensibilidad en el diagnóstico de huevos livianos de helmintos: A. duodenale, N. americanus, A. lumbricoides, H. nana. No indicado en la búsqueda de huevos pesados ni de larvas.

Método de concentración-Flotación de Faust.

Este método se utiliza solución de Zn, cuya densidad específica es de 1.180 que conforma un medio de densidad más alta que la de los huevos: Necator 1.055, Tricocéfalo 1.150, Ascaris fértil 1.110 y facilita que los huevos livianos de estos helmintos, con menor peso específico que la solución, se concentren y floten.

Técnica: 1)     Mezclar bien una porción de

materia fecal para preparar una superficie en 10 partes de agua destilada.

2)     Filtrar la suspensión a través de una gasa doblada en cuatro, sobre un tubo de centrífuga, ayudándose con un embudo pequeño.

3)     Centrifugar el filtrado a 2500 rpm por 1 min.

4)     Decantar el líquido sobrenadante y completar con agua hasta igualar la medida anterior, centrifugar nuevamente . Resuspender el sedimento.

5)     Repetir el procedimiento 2 veces hasta que el líquido sobrenadante este listo.

6)     Decantar nuevamente el líquido sobrenadante reemplazándolo por igual cantidad de solución de sulfato de Zn al 33%. Mezclar bien la solución con el sedimento. Centrifugar durante 1 minuto a 1500 rpm.

7)     Tomar 3-4 gotas de las partículas que flotan en la superficie del líquido. Colocarlos en un porta-objeto y mezclarla con 1-2 gotas de lugol, colocar cubre-objeto.

8)     Examinar al microscopio y reporte sus resultados.

  Método indicado para el diagnóstico

de huevos livianos de helmintos (Necator, tricocéfalos, ascaris, H. nana).

Metodo de Ritchie+ Se utiliza para observar huevos, quistes y

larvas de helmintos si importan la densidad que tengan. (Entamoeba hystolitica Ascaris lumbricoides Trichuris trichuria Necatur americanus Giardia lamblia Strongyloides stercolaris Hymenolepis nana)

+ elimina los detritos orgánicos (éter), elimina material lipídico y coloidal (sedimento claro)

+ se utiliza formaldehído para mantener la integridad de las formas parasitarias (fijador)

Metodo de Ritchie Procedimiento: 5 ml de SSI en un tubo de ensaye + (abate

lenguas) 2g de materia fecal + homogeneizar.Pasar la suspensión a través de una gasa

colocada en un embudo a otro tuboCentrifugar a 2000 rpm por 1 min Decantar en sobrenadante y suspender en SSI.

Centrifugar, decantar y resuspender = sobrenadante claro.

Método de Ritchie2.5 ml de sol. De formaldehído al 10%,

mezclar u reposar 10 min. 1.25 ml de éter, tapar, agitar durante 30 s.Centrifugar 2 min a 1500 rpm.Cuatro capas: Éter (superficie) restos fecales formaldehído sedimento (contenido de elementos

parasitarios)

=Pipeta pasteur tomar sedimento, extraer una gota y colocar en un porta objetos.

+ lgol parasotologico, colocar cubre objetos , homogenizar.

Observar a 10 y 40X

Método de Carles Barthelem Se utiliza para identificar quistes, huevecillos o larvas.

=

=Carles I formol 10 mlCloruro de sodio al 0.85% 90 ml

Carles II Ac. Citrico cristalizodo 12 gAgua destilada 100 ml Formol 2 ml

Método de concentración por sedimentación con MIF

1955No se utiliza formol por que es una muestra

previamente preservada.Permite hacer una concentración de huevos,

quistes y larvas y trofozoitos (pueden ser destruidos con el éter a pesar de que hallan sido preservados y fijados con MIF “ merthiolate, yodo y formol”

=Procedimiento:Mezclar la suspensión fecal y pasarla a

traves de una gasa humedecida en MIF a un tubo conico y se coloca en la centrifuga.

+ 3 ml de éter, tapar y agitar vigorosamente durante 1 min.

Centrifugra a 1500rpm un min.Cuatro capasEterRestos fecales solucion Mif Sedimeto con las formas parasitaris Decantar

=Pipeta pasteur tomar muestra de la parte

sup. del sedimentó porta u cubre objetos.

MÉTODO DE STOLL

56 ml de NaOH 0.1 N

Agregar heces hasta 60ml

10 perlas de vidrio

Mezclar

Tomar 0.075ml Observar 40X

Cálculo

1.- La disolución fecal original es de 1:15 (4ml/60ml). Como se contaron los huevos en un volumen total de 0.15 ml, el número total de éstos en 1ml de heces se encuentran al multiplicar la cuenta total por 100 (1/5 x 0.15 x 100=1).

2.-Multiplicar x 100 g de materia fecal

3.- Número de parásitos hembras presentes, se divide el número diario de huevecillos que hay en las heces entre el número promedio de

  hembra de la especie Necator: 7000 huevos/día hembra de la especie Ascaris: 200000 huevos /día hembra de la especie Trichuris: 7500 huevo/día

Resultados más exactos. Multiplicar el número que se obtiene en el paso uno por el factor apropiado. Heces formadas= 1, blandas formadas=1.5, blandas diarreicas=3, fluidas diarreicas=4, muy líquidas=5.

 

MÉTODO DE FERREIRA

4 g de heces

16ml de formaldehído

Homogenizar

+ gasa

2000r.p.m. 1 min 2 veces (agua)2-3ml de

ZnSO4

Campana de Ferreira 2000 r.p.m.

1minObservar a 40X

Huevo Himenolepys nana

Huevo de Ascari

Huevo de Trichuris

Huevo de Tenia

Huevo de Necator

MÈTODO DE KATOExamen CPS de frotis gruesoCuantitativo Utiliza un rectángulo de celofánDx de Helmintos y concentración de

huevecillos/gramo de heces

Procedimiento 1. Con un aplicador de madera, se toman 50 mg de materia fecal y se depositan en un porta objetos.

2. Se cubre con el rectángulo de celofán, que previamente se dejo 24 hrs en solución de verde de malaquita y glicerina

3. La preparación se coloca sobre papel absorbente y se presiona hasta que cubra 25 mm2

4. Se deja reposar 1 hora a temperatura ambiente o a 37ºC por media hora

5. Se observa al microscopio Contando todos los huevos y larvas

Resultados50mg de muestra---------1 huevo1000mg ---------------------X huevos

X= 1000 x 1 x 20 = huevos/g de heces 5

TAMIZADOAnálisis cualitativo método mecánico

OBJETIVO: Recuperación de parásitos o segmentos de estos en materia fecal

UTILIDAD: Taenia solium y Taenia saginata.

TAMIZADOMÉTODO

TAMIZADO

C/solución salina

Tinción o aclaramiento

GRAHAMClásico método de raspado repianal

OBJETIVO: Método más efectivo para la búsqueda de huevos de Enterobius vermicularis

UTILIDAD: Encontrar huevos de Ascaris lumbricoides, Trichuris trichura e Hymenolepis nana.

GRAHAMMÉTODO

GRAHAM

CÁPSULA DUODENALOBJETIVO: Demostrar la presencia de

parásitos que se alojan en duodeno y en su momento crean dificultades para el Dx.

UTILIDAD: Giardia lamblia, Strongyloides stercoralis y Fasciola hepatica.

CÁPSULA DUODENALMÉTODO

30´a 1 ½ hora

Extrae - exprime

VERDE AMARILLENTO

C/solución salina

CÁPSULA DUODENAL

Método de BaermannTécnica especial para identificar larvas de

Strongyloides

Procedimiento 1.- Se coloca un embudo sobre un soporte

circular, unida al embudo un tubo de caucho o manguera, que se cierra en su extremo con una pinza.

2.- Se cubre con dos capas de gasa un círculo de alambre, cuyo diámetro sea ligeramente inferior al embudo, y de modo que los extremos de la gasa permanezcan doblados dentro del anillo, sobresalir, y se coloca encajado dentro del embudo.

3.- El embudo se llena con agua templada de 37º hasta un nivel que cubra a la gasa, y la muestra de heces se coloca sobre ella, parcialmente en contacto con el agua.

4.- El dispositivo se mantiene a temperatura ambiente durante 8-12 hrs, después de ello se recogen unas gotas de líquido del tubo del embudo, en una caja de Petri pequeña.

5.- Se examina buscando las larvas al microscopio a pequeños aumentos.