TESIS DE GRADO - DSpace ESPOCH.: Página de iniciodspace.espoch.edu.ec/bitstream/123456789/1852/1/17T01076.pdf · 2012-05-22 · GONADOTROPINA SÉRICA DE YEGUA LA SINCRONIZACIÓN

ESCUELA SUPERIOR POLITÉCNICA DE CHIMBORAZO

FACULTAD DE CIENCIAS PECUARIAS

ESCUELA DE INGENIERÍA ZOOTÉCNICA

“EVALUACIÓN DE LA RESPUESTA REPRODUCTIVA DE LA

GONADOTROPINA SÉRICA DE YEGUA

LA SINCRONIZACIÓN DE VACONAS RECEPTORAS CHAROLAISE

PARA TRANSFERENCIA DE EMBRIONES”

Previa la obtención del título de

KLÉVER MARCELO LLIVICURA GUNCAY





GONADOTROPINA SÉRICA DE YEGUA PREÑADA (eCG) APLICADA EN



TESIS DE GRADO

Previa la obtención del título de :

INGENIERO ZOOTECNISTA

AUTOR


Riobamba-Ecuador

2012





PREÑADA (eCG) APLICADA EN




Esta Tesis fue aprobada por el siguiente Tribunal

Ing.M.C. Hugo Estuardo Gavilanes Ramos.

PRESIDENTE DEL TRIBUNAL

Ing. M.C. Edgar Washington Hernández Cevallos.

DIRECTOR DE TESIS

Ing. M.C. Freddy Bladimir Proaño Ortiz.

ASESOR DE TESIS

Riobamba, 18 deenero del 2012

AGRADECIMIENTO

A Dios por darme la permanente inteligencia, conocimiento y sabiduría, ya que

por su gracia ha sido posible alcanzar esta meta.

A mis señores padres, hermanos, tíos, primos y demás familiares por ofrecerme,

protección y dirección en la formación de mi vida natural.

A la Escuela Superior Politécnica de Chimborazo, Facultad de Ciencias

Pecuarias, Escuela de Ingeniería Zootécnica por haber compartido sus

conocimientos científicos a través de sus distinguidos maestros en mi formación

profesional.

A la Universidad Autónoma de Chihuahua-México, Escuela de Zootecnia y

Ecología, que me permitió realizar mis practicas pre-profesionales, Al Ing. Alfredo

Anchondo quien compartió sus conocimientos yexperiencias teóricas y prácticas

durante la estadía hasta el término.

Kléver.

DEDICATORIA

La presente investigación científica está dedicada al ser supremo de este mundo

quien sin El no existiría ninguna revelación y a mis padres José Llivicura y María

FlorindaGuncay, en especial a mi madre quien puso todo el esfuerzo necesario

para que mi sueño sea realidad.

A mis hermanos Efa, Hernán, Eduardo, Jenny, Xiomara y Dannyquienes supieron

comprenderme y apoyarme constantemente en el transcurso académico.

A mis amigos(as), compañeros(as) y en especial a Evelyn que durante mi

formación brindaron apoyo incondicional para que estameta sea una realidad, de

igual forma a mis maestros quienes guiaron en mi formación profesional.

Kléver.

CONTENIDO

Pág.

Resumen v Abstract vi Lista de Cuadros vii Lista de Gráficos viii Lista de Anexos ix

I.INTRODUCCIÓN 1

II. REVISIÓN DE LITERATURA 3

A. EVOLUCIÓN DE LA TRANSFERENCIA DE EMBRIONES 3

B. CONTROL NEUROLÓGICO Y ENDOCRINO 4

1. Hipotálamo 4

2.Hipófisis 5

3. Ovarios 6

4. Útero 6

C. CICLO ESTRAL 7

1. Fase folicular 7

2. Fase preovulatoria 8

3. Fase luteal 10

D. DINÁMICA FOLICULAR 11

1. Reclutamiento 12

2. Selección 12

3. Dominancia 12

E. USO DE LA TRANSFERENCIA DE EMBRIONES 13

1. Mejoramiento genético 13

2. Bioseguridad 14

3. Uso de otras técnicas reproductivas 14

4. Transporte de germoplasma 15

5. Conservación del material genético 15

F. TRANDFERENCIA NO QUIRURGICA TRANSCERVICAL 15

1.Ventajas de la transferencia de embriones 16

2. Limitaciones y desventajas 17

G. GENERALIDADES DE LA TRANSFERENCIA DE EMBRIONES 17

1. Selección de las donadoras 17

2. Selección de las receptoras 17

3.Instalaciones para la colección, lavado y transferencia de embriones. 19

H. MEDICAMENTOS PARA LAS RECEPTORAS 20

1. CIDR Inserto para ganado 20

a. Papel de la progesterona 20

b. Indicaciones para uso en ganado 21

2.Estradiol 21

3. Prostaglandinas 23

a. Uso de las prostaglandinas 23

b. Requisitos para sincronizar 24

4. Fertagyl 24

a. Indicaciones 24

b. Dosis y modo de aplicación 24

5. Gonadotropina Séricade yegua preñada (eCG) 25

a. Composición 25

b. Indicaciones 25

c. Dosis y modo de aplicación 25

d. Precauciones 25

e. Presentación 26

I. ONDAS FOLICULARES Y FOLÍCULO DOMINANTE 26

J. GANADO CHAROLAISE 27

1. Origen 27

2. Características físicas 27

3. Características funcionales 28

K. SINCRONIZACIÓN DE ESTROS 28

1. Con CIDR 30

2. Recomendaciones 31

L. EVALUACIÓN DE EMBRIONES 32

1. Desarrollo y valoración morfológica 32

2. Aislamiento de los embriones 32

3. Valoración de embriones 33

4. Blastocitos, Morfología, Evaluación Metodología 33

M. IMPLANTACION DE EMBRIONES 34

N. DESCONGELACION DE EMBRIONES 36

O. Diagnóstico de gestación 37

1. Palpación rectal 37

2. Útero vacio 39

3. Detección de preñez 41

III. MATERIALES Y MÉTODOS 43

A. LOCALIZACIÓN Y DURACIÓN DE LA INVESTIGACIÓN 43

B. UNIDADES EXPERIMENTALES 43

C. MATERIALES EQUIPOS E INSTALACIONES 44

1. Materiales de sincronización 44

2. Materiales y equipos de transferencia 44

3. Instalaciones 45

D. TRATAMIENTO Y DISEÑO EXPERIMENTAL 45

E. MEDICIONES EXPERIMENTALES 45

F. ANÁLISIS ESTADÍSTICO Y PRUEBAS DE SIGNIFICANCIA 46

G. PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL 46

1. Protocolo de las donadoras 47

2. Manejo de las receptoras 47

3. Selección de las vaconas receptoras 48

4. Diagnóstico y evaluación de Cuerpos Lúteos 49

5. Sincronización de las receptoras 49

6. Preparación de equipos y materiales 52

7. Transferencia de embriones 52

H. METODOLOGÍA DE EVALUACIÓN 53

1. Determinación de celo 53

2. Palpación de ovarios 53

3. Determinación de preñez 54

IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 55

A. CARACTERÍSTICAS GENERALES DE LAS VACONAS RECEPTORAS. 55

1. Edad y peso corporal de vaconas 55

2. Condición corporal 55

B..EVALUACIÓN REPRODUCTIVA DE VACONAS RECEPTORAS

CHAROLAISE MEDIANTE LA UTILIZACIÓN DE LA GONADOTROPINA

SÉRICA DE YEGUA PREÑADA (eCG), PARA TRANSFERENCIA DE

56

EMBRIONES.

1. Presencia de celos 56

2. Presencia y calidad de cuerpo lúteo 58

a. Calidad de Cuerpo Lúteo 1 58

b. Calidad de Cuerpo Lúteo 2 59

c. Calidad de Cuerpo Lúteo 3 60

3. Ausencia deTono uterino 61

4. Ausencia de folículos 62

5.Vaconas Transferibles 63

6. Diagnostico de preñez 65

7. Vaconas preñadas en función del total de vaconas tratadas 66

C. EVALUACIÓN ECONÓMICA DE LA SINCRONIZACIÓN DE VACONAS

RECEPTORAS CHAROLAISE MEDIANTE LA UTILIZACIÓN DE LA

GONADOTROPINA SÉRICA DE YEGUA PREÑADA (eCG), PARA

TRANSFERENCIA DE EMBRIONES

68

V. CONCLUSIONES 70

VI. RECOMENDACIONES 71

VII. LITERATURA CITADA 72

ANEXOS

v

RESUMEN

La Finca “Rancho Don Bosco”, ubicada en la Amazonia Ecuatoriana, Provincia de

Morona Santiago, Cantón Morona, en el sector de Paccha. Se realizó la

investigación de respuesta reproductiva en la aplicación de la hormona

gonadotropina sérica de yegua preñada (eCG), tras el retiro del implante

intravaginal (CIDR) y junto con la administración de estrógeno y prostaglandina

dentro del protocolo de sincronización, respecto la no aplicación de ella

(tratamiento control), en el programa de sincronización de receptoras Charoláis

para Transferencia de Embriones con vaconas de 19,94 ± 0,28 meses de edad,

367,11 ± 2,67 Kg de peso, 5,72 ± 0,06/10 de condición corporal en promedio. El

ensayo contemplo 2 tratamientos y 9 repeticiones.

La mejor respuesta reproductiva se determinó en el tratamiento con eCG en la

que presentó el 100 % de presencia de celo, con el 66.66 % de cuerpos lúteos

funcionales, de los cuales el 22.22 % Calidad Uno y 44.45 % Calidad Dos

(palpación rectal “método subjetivo”), consecuentemente menor frecuencia de

folículos y ausencia de tono uterino, logrando un mayor porcentaje de hembras

bovinas transferibles que consiguió el tratamiento con eCG (66.67%), frente al

(44.44%); de igual manera un mayor porcentaje de vaconas preñadas (44.44 %),

respecto al (22.22 %) que alcanzó el grupo control, de igual manera la mejor

rentabilidad de beneficio costo (2,93 USD) y beneficio neto (1,93 USD). Con estos

resultados se recomienda utilizar eCG en la preparación de receptoras dentro de

los programas de Transferencia de embriones, reafirmando mejores resultados

económicos, productivos y reproductivos.

vi

ABSTRACT

The farm "Don Bosco Ranch", located in the Ecuadorian Amazon region, province

of Morona Santiago, Morona canton, in Paccha sector. The research work was

developed about the reproductive response in the application of the

gonadotropinaserica hormone of pregnant mare (eCG), after taking out the intra

vaginal (CIDR) and together with the administration of estrogen and protaglandina

within the synchronization, regarding the not application of this (treatment control),

in the synchronization program of receptive Charolais for the transference of

embryos with caws of 19.94±0.28 months old, 376.11 ± 2.67 Kg of weight, 5.72

±0.06/10 of average corporal condition. The test had 2 treatments and 9

repetitions.

The best productive response was determined in the treatment with eCG which

presented 100% of mating season, with 66.66% of luteos functional bodies, from

these, 22.22% quality One and 44.45% quality Two (rectal palpation subjective

method") in consequence lower frequency of follicle and absence of uterine tone,

getting a better percentage of transferable female bovines the treatment got with

eCG (66.67%), compared with (44,44%) in the same way a better percentage of

pregnant cows (44.44%, respect to (22.22%) which was got the control group, in

the same case the best profit of cost benefits (2.93 USD) and net benefit (1.93

USD). With these results it is advisable to use eCG in the preparation of receptive

ones within the programs of embryos transference, reaffirm better economical

results, in the productive and reproductive aspects.

vii

LISTA DE CUADROS

No. Pág.

1. REPORTES RECIENTES EN LA PRODUCCIÓN MUNDIAL DE

EMBRIONES EN EL AÑO 2003.

4

2. FASES DEL CICLO ESTRAL. 11

3. EFECTO DE LA EDAD DE LA RECEPTORA SOBRE EL ÍNDICE DE

PREÑEZ DE TE.

19

4. EFECTO DEL DÍA DEL CICLO DE LA RECEPTORA SOBRE EL

ÍNDICE DE PREÑEZ.

30

5. GRADOS DE CALIDAD EMBRIONARIA DE ACUERDO A SUS

CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS.

35

6. DESARROLLO DE EMBRIONES BOVINOS. 36

7. CARACTERÍSTICAS DEL TRACTO REPRODUCTIVO. 40

8. DATOS METEOROLÓGICOS DEL CANTÓN MORONA. 43

9. ESQUEMA DEL EXPERIMENTO. 45

10. PROTOCOLO BASE UTILIZADO PARA DONADORAS. 47

11. PROTOCOLO CONTROL Y PROTOCOLO CONTROL MÁS

GONADOTROPINA SÉRICA DE YEGUA PREÑADA (ECG),

UTILIZADO EN LA SINCRONIZACIÓN DE RECEPTORAS PARA

TRANSFERENCIA DE EMBRIONES.

51

12. CARACTERÍSTICAS GENERALES DE LAS VACONAS

RECEPTORAS DEL PROGRAMA DE TRANSFERENCIA DE

EMBRIONES.

56

13. RESPUESTA REPRODUCTIVA DE VACONAS RECEPTORAS

CHAROLAISE UTILIZADAS EN EL PROGRAMA DE


67

14. EVALUACIÓN ECONÓMICA DE LA SINCRONIZACIÓN DE VACONAS




69

viii

LISTA DE GRÁFICOS

No. Pág.

1. Representación gráfica del eje hipotálamo-hipófisario, el ovario y útero. 5

2. Comportamiento hormonal y ondas foliculares durante el ciclo estral. 9

3. Frecuencia de Cuerpo Lúteo Calidad 1 en vaconas receptoras

Charolaise, sincronizadas para transferencia de embriones mediante la

utilización de Gonadotropina Sérica de Yegua Preñada (eCG).

59




60




61

6. Ausencia de Tono Uterino en vaconas receptoras Charolaise,

sincronizadas para transferencia de embriones mediante la utilización

de Gonadotropina Sérica de Yegua Preñada (eCG).

62

7. Ausencia de Folículos en los ovarios de vaconas receptoras Charolaise,



63

8. Frecuencia de vaconas receptoras Charolaise Transferibles, por efecto

de la sincronización para transferencia de embriones mediante la


64

9. Vaconas receptoras Charolaise Preñadas, por efecto de la

sincronización para transferencia de embriones mediante la utilización


65

10

.

Total de Vaconas receptoras Charolaise Preñadas, por efecto de la



67

ix

LISTA DE ANEXOS

1. Prueba de hipótesissegún X2, para lacomparación de lafrecuencia de

Vaconas que no presentan Tono Uterino, por efecto de lasincronización para

transferencia de embriones mediante lautilización de Gonadotropina Sérica de

YeguaPreñada (eCG).

2. Prueba de hipótesissegún X2, para lacomparación de ausencia relativa de

Folículos enlosovarios de Vaconas receptoras Charolaise, por efecto de

lasincronización para transferencia de embriones mediante lautilización de

Gonadotropina Sérica de YeguaPreñada (eCG).


lacalidad de cuerpo lúteo enlosovarios de Vaconas receptoras

CharolaisePreñadas, por efecto de lasincronización para transferencia de

embriones mediante lautilización de Gonadotropina Sérica de YeguaPreñada

(eCG).


Vaconas receptoras CharolaiseTransferibles, por efecto de lasincronización

para transferencia de embriones mediante lautilización de Gonadotropina

Sérica de YeguaPreñada (eCG).


Vaconas receptoras CharolaisePreñadas, por efecto de lasincronización para



6. Prueba de hipótesissegún X2, para lacomparación de lafrecuencia Total de

Vaconas receptoras CharolaisePreñadas, por efecto de lasincronización para



2

I. INTRODUCCIÓN

En el Ecuadorlos últimos 15 años, se ha incrementado el desarrollo genético de

la ganadería bovina, esto se ha logradomediante la importación de toros y vacas

puras, inseminación artificial y trasplante de embriones, pero la gran responsable

de este desarrollo sin duda alguna es la inseminación artificial pues esta es

versátil, barata y está al alcance de todos los ganaderos, sin embargo no permite

la optimización del potencial genético de las reproductoras, tal como se obtiene

mediante la transferencia de embriones.

La transferencia de embriones en bovinos es una técnica de manipulación

genética cuya principal ventaja es aumentar la capacidad reproductiva de una

hembra de alto valor genético, así como también la misión ambiciosa de reducir el

intervalo generacional de cada animal, hoy en día esta técnica se está siendo

expandida en forma acelerada a nivel mundial con múltiples investigaciones junto

con los avances tecnológicos y potencialidad genética.

La presente investigación tiene el objeto de evaluar el comportamiento de la

hormona eCG en receptoras adaptadas en la región oriental, expuestas al

ambiente de trópico húmedo que posee nuestro país, ya que existen varios

factores que afectan a la acción de dicha hormona tales como condiciones

climatológicas, así como, la alimentación, el manejo y finalmente la genética de

los semovientes.

La Finca “Rancho Don Bosco”,dispone de vacas importadas de la raza

Charolaisecon registró reconocidas a nivel nacional e internacional, por lo que a

partir de este núcleo se pretende a futuro implementar y propagar con eficiencia,

embriones portadores de un alto valor genético mediante programas de

transferencia de embriones, utilizando toros campeones franceses.

La raza Charolaise adaptada al trópico húmedo, se ha caracterizado por su

precocidad y productividad, sin embargo para potenciar estas características, es

necesaria la aplicación de procedimientos biotecnológicos como la transferencia

3

de embriones y dentro de ello la investigación en la utilización de la hormona

gonadotropina sérica de yegua preñada (eCG), en el protocolo de sincronización

de receptoras para mejorar el crecimiento y maduración folicular por ende el

desarrollo de un cuerpo lúteo de buena calidad, consecuentemente la ausencia de

tono uterino y en lo posible ausencia de folículos; mediante la aplicación de estos

compuestos hormonales mejorar la taza de preñez, con ello se logrará obtener

homogenización de partos, lotes uniformes de becerros y promoción de camadas

de alto valor genético para la comercialización.

Con relación a lo expuesto, en la presente investigación se plantearon los

siguientes objetivos:

• Conocer la influencia reproductiva de la aplicación de la eCGen el desarrollo

del cuerpo lúteo, en la sincronización de receptoras Charoláise para

Transferencia de Embriones.

• Determinar la factibilidad técnica de la utilización de la eCG en la

sincronización de vaconas receptoras destinadas a la transferencia de

embriones.

• Evaluar la rentabilidad de la utilización adicional de esta hormona mediante el

análisis beneficio costo.

4

II. REVISION DE LITERATURA

A. EVOLUCIÓN DE LA TRANSFERENCIA DE EMBRIONES

Los primeros trabajos de transferencia de embriones se hicieron en otras

especies desde el siglo anterior, estas técnicas se han perfeccionado hasta

obtener un alto porcentaje de éxito en los últimos años.

Hapez, E. (1989), indica que realizo la primera transferencia de embriones en

conejos en el año de 1890 con buenos resultados, trasplantó embriones en ovejas

y cabras.

Willet, T. (1951), hizo el primer trasplante de embriones en bovinos con muy

buenos resultados, en esta misma especie se logro producir embriones

congelados a largo plazo en el año 1973.

Rosario, G. (1983), manifiesta que en el Ecuador la transferencia de embriones

comenzó en el año de 1981 primero con un sin número de ciclo de conferencias

en la facultad de medicina veterinaria y zootécnia de la Universidad Central del

Ecuador, luego en el año de 1985 se ejecutaron trasplantes en ganado vacuno

con embriones frescos y empezaron a nacer los primeros terneros con este

trabajo. En 1987 dos terneros nacieron en Ecuador como resultado de la

transferencia de embriones congelados.

En los Estados Unidos y Europa, especialmente en los últimos veinte años, la

tecnología de transferencia de embriones ha pasado de las condiciones

controladas de laboratorio a una fase de validación a nivel de campo en que se

encuentra. La información disponible indica que actualmente en los Estados

Unidos se realizan más de 100000 transferencias por año y en Europa más de

40000, (Gortfrey, A. et al, 1991), cuadro 1.

La investigación en esta línea no se ha concentrado exclusivamente en bovinos,

existe también en caballos, ovejas cerdos y animales de zoológico. A nivel de

5

laboratorio, como es casi tradicional, se ha utilizado un sin número de animales

pequeños como ratones, ratas conejos, etc. (Gortfrey, A. et al, 1991).

Cuadro 1. REPORTES RECIENTES EN LA PRODUCCIÓN MUNDIAL DE EMBRIONES EN EL AÑO 2003.

REGION LAVADO

S EMBRIONES TRANSFERI

BLES

TRANSFERIDOS EN

FRESCO

TRANSFERIDOS CONGELADOS

TOTAL TRANSFERIDO

S África

1,968

12,641

5,557

8,785

14,342

Norte América

42,238 265,175 89,472 99,652 189,124

Sur América

14,189 90,572 73,952 45,166 119,118

Asia 17,557 120,951 39,375 53,037 92,412

Europa 18,294 102,996 41,753 48,618 90,371

Oceanía 7,419 37,352 17,631 15,314 32,945

TOTAL 101,665 629,687 267,740 270,572 538,312

Fuente: Sociedad Internacional de Transferencia de Embriones (2003). B. CONTROL NEUROLOGICO Y ENDOCRINO

El ciclo estral está regulado por la interacción de varios órganos entre ellos están

el eje hipotálamo-hipófisis el ovario y el útero.

Las hormonas sirven como mensajeros químicos que viajan por la sangre hacia

órganos y tejidos específicos que contienen receptores para hormonas

especificas y que regulan las fases del ciclo estral. (Lamp, C. et al., 2009).

1. Hipotálamo

Forma parte de la base del cerebro y sus neuronas producen la Hormona

Liberadora de las Gonadotropinas o (GnRH); la GnRH se difunde a través de los

capilares al sistema hipofisiario y de allí a las células de la hipófisis anterior, en

donde su función es estimular la producción y secreción de las hormonas

hipoficiarias: Hormona Folículo Estimulante (FSH) y la Hormona Lutein

entre otras. (Lamp, C.

simplificado de cómo los órganos y hormonas actúan durante el ciclo estral.

Gráfico 1. Representación gráfica del eje hipotálamo

Fuente: Peters, A y Ball. P. (1987).

2. Hipófisis

Consta de una parte anterior y otra posterior. La hipófisis anterior o adenohipofisis

produce varios tipos de hormonas de las cuales la Hormona Folículo Estimulante

(FSH) y la Hormona Luteinizante

estral. La FSH es la encargada del proceso de esteroideogenesis ovárica,

crecimiento y maduración folicular y la LH es la que interviene en el proceso de

ovulación, formación y mantenimiento del cuerpo lúteo. La

también es producida en el hipotálamo, es almacenada en la adenohipofisis he

intervendrá en los procesos de parto, bajada de la leche, transporte de esperma


hipoficiarias: Hormona Folículo Estimulante (FSH) y la Hormona Lutein

, C. et al., 2009). En el gráfico 1, se muestra un esquema


fico 1. Representación gráfica del eje hipotálamo-hipófisario,

P. (1987).



(FSH) y la Hormona Luteinizante (LH) cumplen un papel relevante en el ciclo



ovulación, formación y mantenimiento del cuerpo lúteo. La hormona oxitocina, que



6


hipoficiarias: Hormona Folículo Estimulante (FSH) y la Hormona Luteinizante (LH)

muestra un esquema


hipófisario, el ovario y útero.



(LH) cumplen un papel relevante en el ciclo



hormona oxitocina, que



7

en el útero así como en el proceso de luteólisis o ruptura del cuerpo lúteo en el

ovario. (Lamp, C. et al., 2009).

3. Ovarios

Son glándulas que tienen básicamente dos funciones: una exocrina que es la

liberación de óvulos y otra endocrina, que es la producción y secreción de

hormonas. Entre las hormonas que producen los ovarios podemos citar los

estrógenos o estradiol, la progesterona y la inhibina. Los estrógenos son

hormonas esteriodes producidas en el folículo ovárico y son los reponsables de

estimular la conducta sexual o de celo actuando sobre el sistema nervioso central

del animal; además tiene acción sobre otros órganos del aparato reproductivo

como son las trompas de Falopio, el útero, la vagina y la vulva (Lamp, C. et al.,

2009).

Los estrógenos tienen un efecto de retroalimentación positiva sobre el hipotálamo

produciendo la liberación de GnRH que a su vez inducirá la liberación de FSH y

LH en la hipófisis anterior. La progesterona es también una hormona esteroide

producida en el cuerpo lúteo por la acción de la LH; es la responsable de la

preparación del útero para permitir la implantación del embrión y de mantener la

gestación, (Lamp, C. et al., 2009).

Produce un efecto de retroalimentación negativa sobre el hipotálamo. La inhibina

es una hormona proteica producida en el folículo que interviene en el mecanismo

de regulación de la secreción de FSH y tiene un efecto de retroalimentación

negativa sobre la hipófisis anterior produciendo una menor secreción de FSH.

(Lamp, C. et al., 2009).

4. Útero

Produce la prostaglandina F2α (PGF2α) la cual interviene en la regulación del

ciclo estral mediante su efecto de luteólisis o regresión del cuerpo lúteo. También

interviene en los procesos de ovulación y parto. (Lamp, C. et al., 2009).

8

C. CICLO ESTRAL

A continuación describiremos los eventos principales que ocurren durante el ciclo

estral. El ciclo estral se puede dividir en tres fases:

• Fase folicular o de regresión del cuerpo lúteo. (Proestro)

• Fase periovulatoria (Estro y Metaestro)

• Fase luteal (Diestro)

El día cero del ciclo estral es el día del celo o calor aparente con signos

manifiestos y se considera el día del comienzo del nuevo ciclo; sin embargo, y

para efectos de mejor entendimiento, la descripción se realizara a partir de la

destrucción del cuerpo lúteo del ciclo estral anterior y finalizara con el día de celo

del siguiente ciclo. (Lamp, C. et al., 2009).

1. Fase folicular

La fase del proestro se inicia con la regresión del cuerpo lúteo del ciclo anterior o

luteólisis y termina con el inicio del estro o celo; dura alrededor de dos o tres días.

La destrucción del cuerpo lúteo ocurre gracias a la acción de la PGF2α de origen

uterino. Con la caída de los niveles de progesterona, el efecto de

retroalimentación negativa que ejercía a nivel hipotalámico desaparece y

comienza a aumentar la frecuencia pulsátil de las hormonas FSH y LH las cuales

estimulan el crecimiento folicular. Durante el proestro o fase folicular ya existe un

folículo dominante que llegara a ser una estructura de ¾ a 1 pulgada de grande y

con la apariencia de una ampolla llena de líquido folicular y el ovulo que será

ovulado. Muchos folículos pueden llegar a desarrollarse durante el proceso de

dinámica folicular que explicaremos más adelante, pero solo 1 (2 o 3 en el caso

de gemelos o trillizos) será el folículo dominante seleccionado para ser ovulado.

Este folículo dominante se diferencia de los demás en que es estimulado

coordinadamente por las hormonas FSH y LH para producir estrógenos. (Lamp,

C. et al., 2009).

9

La pared del folículo consta de dos filas de células: una interna que está en

contacto con el ovulo llamada células de la granulosa y otra más externa llamada

células de la teca; entre las dos hay una membrana llamada membrana basal.

Estos dos tipos de células trabajan coordinadamente durante el desarrollo del

folículo para producir estrógenos. El incremento en los niveles de estrógenos del

folículo preovulatorio alcanzan los centros nerviosos del hipotálamo que controlan

las manifestaciones externas de celo. Aquí se inicia la fase de celo o estro.

(Lamp, C. et al., 2009).

2. Fase preovulatoria

El estro se define como un periodo de actividad y receptividad sexual en donde el

signo principal es que el animal se mantiene en pie y quieto al ser montado por

otro. También se observa, entre otros signos, inquietud, inflamación de la vulva,

secreción de moco claro y transparente que sale por la vulva (Shearer, J. 2003):

el olor del moco atrae y excita al toro debido a la presencia de feromonas. La

duración de celo es muy variable entre grupos de animales variando entre 30

minutos a más de 30 horas (Lucy, A. 2006): pero se considera que 16 ± 4 horas

es el tiempo promedio.

Los signos de estro ocurren gracias a la presencia de los estrógenos provenientes

del folículo. En cierto momento los niveles de estrógenos son lo suficientemente

altos en concentración y duración como para inducir los síntomas de celo o calor

(Wiltban, K. et al., 2002), así como para incrementar las contracciones del tracto

reproductivo facilitando el transporte del esperma y del ovulo; estos altos niveles

de estrógenos afectan también a centros endocrinos en el hipotálamo que

controlan la liberación de GnRH del hipotálamo y esta a su vez la liberación de

FSH y LH de la adeno-hipófisis (Gráfico 1). El incremento de LH se inicia después

de que se hayan iniciado los signos de celo e inicia el proceso de ovulación.

(Lucy, A. 2006). La LH es generalmente considerada como la gonatropina

primaria responsable de la ovulación, sin embargo, la FSH también ha sido

observada como causante de ovulación y de formación de tejido luteal(Lamp, C.

et al., 2009). Los niveles de FSH se incrementaran en amplitud unas horas

10

después del pico de LH, relacionándose con el inicio de la primera oleada folicular

que describiremos más adelante en la dinámica folicular, gráfico 2.

Gráfico 2. Comportamiento hormonal y ondas foliculares durante el ciclo estral.

Fuente: Lamp, C. et al (2009).

De 12 a 24 horas desde el comienzo del celo, el sistema nervioso central del

animal se hace refractario a los estrógenos y todas las manifestaciones de celo o

calor desaparecen.

Inmediatamente después de finalizado el celo se inicia el metaestro que puede

durar de 3 a 5 días. Durante el metaestro ocurre la ovulación, que tiene lugar

entre 28 a 32 horas después de haberse iniciado el celo, o entre 10 a 15 horas de

haber cesado los signos de celo en respuesta al pico preovulatorio de LH.

Después de la ovulación se produce una hemorragia y el folículo se llena de

sangre, convirtiéndose en una estructura conocida como cuerpo hemorrágico. El

proceso siguiente es la luteinización de las células foliculares que se

transformaran en células luteales; estos cambios ocurren entre el día 5 a 7 del

ciclo, finalizando así la fase de metaestro e iniciándose la fase lútea o diestro.

(Lamp, C. et al., 2009).

11

3. Fase luteal

Esta fase se caracteriza por la presencia y dominio del cuerpo luteo en el ovario y

la producción de progesterona, y está regulada por las secreciones de la glándula

pituitaria anterior, útero, ovario y la presencia de un embrión (Lamp, C. et al.,

2009), y va desde el día 5 del ciclo estral hasta el día 18. La regulación de la

secreción de progesterona esta probablemente controlada por un equilibrio de

estímulos: uno luteotropico o que estimula la progesterona y otro luteolitico o que

inhibe la progesterona; ambos estímulos son secretados al mismo tiempo durante

el ciclo estral(Lamp, C. et al., 2009). La hormona LH que es considerada

primariamente luteotropica y la concentración de receptores luteales a la LH están

directamente relacionados con los cambios en los niveles de progesterona y el

crecimiento del cuerpo lúteo en el ovario (Lamp, C. et al., 2009). La hormona FSH

también interviene uniéndose a receptores en el cuerpo lúteo y provocaría un

aumento en la secreción de progesterona. El cuerpo lúteo recibe la mayoría del

flujo sanguíneo del ovario y la cantidad de flujo recibido esta altamente

relacionado con la cantidad de progesterona producida y secretada.

Los niveles de progesterona más altos se alcanzan en torno al día 10 del ciclo

estral y se mantienen hasta el día 16 o 18 del ciclo dependiendo de la presencia o

no de un embrión. Si la vaca está preñada, el cuerpo lúteo se mantiene, los

niveles de progesterona son altos y se bloquea la reaparición de celos. El embrión

alcanza el útero entre los días 3 a 4 del ciclo estral; durante los siguientes 10 a 12

días el embrión crecerá rápidamente y comenzara la formación de la placenta. La

presencia de estas células embrionarias son las responsables de producir una

señal probablemente química, que bloquea la producción de PGF2α por parte del

útero, bloqueando la regresión del cuerpo lúteo en torno al día 16 del ciclo estral;

este proceso se conoce con el nombre de “reconocimiento maternal”. Por tanto el

mantenimiento del cuerpo lúteo y los altos niveles de progesterona dependen de

la presencia de un embrión en desarrollo en el útero. (Lamp, C. et al., 2009).

Si la vaca no está preñada el cuerpo lúteo es inducido a degenerar por la acción

de la PGF2α. En este caso la ausencia de un embrión y de las señales químicas

que el produce provoca que las concentraciones de PGF2α se incrementen

12

durante la parte final de la fase luteal o diestro (Figura 2; día 16). La PGF2α

producida por el útero es transportada por la vena útero-ovárica a la arteria

ovárica por un mecanismo llamado a contracorriente y de allí al cuerpo lúteo. La

PGF2α tiene una acción directa e indirecta causando la luteolisis o regresión del

cuerpo lúteo en rumiantes. Con la regresión del cuerpo lúteo, comienza la

disminución de los niveles de progesterona y con ello el final de la fase luteal o

diestro y el reinicio del proestro o fase de regresión del cuerpo lúteo. (Lamp, C. et

al., 2009).

D. DINAMICA FOLICULAR

Se conoce como dinámica folicular al proceso de crecimiento y regresión de

folículos primordiales que conllevan al desarrollo de un folículo preovulatorio. En

vacas, el desarrollo folicular ocurre en forma de ondas y se observan tanto en

animales jóvenes como adultos, en vacas preñadas (excepto durante los últimos

30 días de gestación), durante el postparto y durante el ciclo estral. Entre 1 y 4

ondas de crecimiento y desarrollo folicular ocurren dentro un ciclo estral y el

folículo preovulatorio se origina a partir de la ultima onda. (Lamp, C. et al., 2009),

cuadro 2.

Cuadro 2. FASES DEL CICLO ESTRAL.

Fase Día Duración Evento

Estro 0 10-12 hrs Maduración folicular, altos niveles de

estrógeno y pico de LH.

Metaestro 1-3 5-7 días Ovulación (dentro de las 12-18 hrs)

formación del cuerpo hemorrágico que no

responde a la PGF2α

Diestro 5-18 10-15

días

Maduración del cuerpo lúteo – Altos niveles

de progesterona

Proestro 19-21 3 días Regresión del cuerpo lúteo, maduración del

folículo e incremento de estrógenos.

Fuente: Traducido de: Shearer, J. (2003).

13

El proceso por el cual los folículos se desarrollan en la vaca consta de 3 estados

que son: Reclutamiento, Selección y Dominancia; para entender la dinámica

folicular bovina debemos definir estos conceptos:

1. Reclutamiento

Una cohorte de folículos de aproximadamente 3 mm de diámetro es estimulado

por un aumento transitorio de la hormona FSH (Figura 2- FSH). El pico de FSH

ocurre cuando el futuro folículo dominante alcanza un tamaño de

aproximadamente 4 mm y luego los niveles de FSH disminuyen. El proceso por el

cual la FSH declina es desconocido. (Lamp, C. et al., 2009).

2. Selección

Es el proceso por el cual un folículo es elegido para ser dominante y evita la

atresia, los demás folículos de esa cohorte se vuelven atrésicos, tal vez por la

disminución en los niveles de FSH. (Lamp, C. et al., 2009).

3. Dominancia

Es el proceso por el cual el folículo dominante ejerce un efecto inhibitorio sobre el

reclutamiento de una nueva cohorte de folículos. Este efecto inhibitorio se

mantiene hasta que esta dominancia desaparece bien porque el folículo muere o

porque el folículo es ovulado. Este folículo que alcanza un tamaño marcadamente

mayor que los demás es el responsable de la secreción de estradiol y adquiere la

capacidad de continuar creciendo incluso en presencia de otras hormonas que

crean un medio adverso para el resto de los folículos. Con la ovulación o

destrucción del folículo dominante, se produce un nuevo incremento de FSH y

una nueva onda folicular se inicia. (Lamp, C. et al., 2009).

El ciclo estral bovino consta básicamente de 2 ondas foliculares y cada una de

ellas comienza con el reclutamiento de una cohorte de folículos antrales a partir

de un grupo de pequeños folículos. Solo uno de ellos será seleccionado de esta

14

cohorte y continuara creciendo convirtiéndose en el folículo dominante; los demás

se convertían en folículos atresicos. (Lamp, C. et al., 2009).

Inmediatamente después de la ovulación, una nueva onda folicular comienza

(Cuadro 2 – Metaestro), el folículo dominante de esta onda no podrá ser ovulado

por la presencia de altos niveles de progesterona y se volverá atresico;

inmediatamente una nueva onda folicular se inicia (Cuadro 2 – Diestro). El folículo

dominante de la segunda onda folicular que está presente cuando la luteolisis

ocurre, generalmente llegara a ser el folículo ovulatorio del celo (Adams, G.P.,

citado por Lamp, C. et al., 2009). (Cuadro 2 – Proestro). Los ciclos estrales en

vacas con 3 ondas foliculares son generalmente más largos (20 – 24 días)

comparados con los ciclos estrales de vacas con 2 ondas foliculares (8 – 20 días)

(Lamp, C. et al., 2009).

E. USO DE LA TRANSFERENCIA DE EMBRIONES

Según Barceló. M. et al., (2010), a pesar de que la transferencia de embriones

presente algunas dificultades, es una técnica que se ha empleado en forma

creciente en los últimos 10 años, ya que proporciona ventajas en el mejoramiento

genético, bioseguridad, uso de otras tecnologías reproductivas (ej., IA, semen

sexado, fertilización in vitro, etc.), transporte de germoplasma y conservación de

material genético.

1. Mejoramiento genético

Convencionalmente se han utilizado la selección y los apareamientos planeados

para incrementar la producción de carne; para lo cual se ha puesto especial

énfasis en el macho, ignorando el potencial de la hembra. La transferencia de

embriones es una herramienta de gran utilidad que permite utilizar al máximo la

capacidad reproductiva de las hembras de gran valor genético (Aké-López et al.,

2002), ya que permite incrementar la intensidad de selección de las hembras

destinadas a la producción de machos superiores, al disponer de un número

mayor de crías por hembra; y además, permite acortar el intervalo generacional al

15

evaluar a los animales a través de grupos grandes de hermanos, en lugar de

hacerlo a través de su progenie. (Barceló. M. et al., 2010).

Mediante la implementación de programas MOET (MultipleOvulation and Embryo

Transfer, por sus siglas en ingles), se ha logrado reducir el intervalo generacional

y el costo del proceso de la evaluación genética en la selección de sementales

para su uso mediante IA, al reducir el número de animales que entran a prueba de

progenie mediante su selección previa con la información de sus hermanos. Por

otra parte, también permite introducir y difundir nuevas razas, donde las

características deseables de alta heredabilidad pueden ser rápidamente

multiplicadas. (Barceló. M. et al., 2010).

2. Bioseguridad

Para Barceló. M. et al., (2010), la TE reducen los riesgos de transmisión de

agentes patógenos y, por ende, la transmisión de enfermedades ya que la zona

pelúcida del embrión antes de la extrusión constituye una barrera natural en

contra de agentes patógenos como virus y bacterias (Stringfello, W. et al., 1991).

Se ha demostrado que es posible obtener embriones sin riesgos sanitarios de

enfermedades como: brucelosis, fiebre aftosa, etc. Por lo que con la TE puede

logar la producción de hatos libres de enfermedades.

Existen casos donde las donadoras están infectadas con enfermedades crónicas

como la neumonía y se puede obtener crías libres de estos patógenos, a través

del lavado de los embriones con tripsina, de acuerdo a los procedimientos

establecidos en el manual de transferencia de embriones de la sociedad

internacional de transferencia de embriones (IETS, por sus siglas en ingles).

3. Uso de otras técnicas reproductivas

En la producción de embriones se puede utilizar semen fresco o criopreservado,

así como semen sexado a través del sistema Belstville, hoy en día disponible para

la selección del sexo.

16

La TE también se puede complementar con la micro manipulación embrionaria, en

donde por medio de la bipartición se incrementa la tasa de gemelos idénticos.

Además, permite la obtención de embriones de algunos de los animales

considerados como infértiles, a través de la fertilización in vitro. (Barceló. M. et al.,

2010).

4. Transporte de germoplasma

Permite la fácil movilización de germoplasma, con menor costo de envió, menos

requerimientos de cuarentena y por potencial de riesgos sanitarios, en

comparación con el movimiento de animales, lo que facilita la comercialización de

material genético a través de países y/o regiones. (Barceló. M. et al., 2010).

5. Conservación del material genético

Barceló. M. et al., (2010), manifiestan que a través de la criopreservación se

puede conservar embriones por tiempo indefinido en nitrógeno líquido; esto

permite la formación de bancos de germoplasma para el resguardo de genes y

genotipos de interés para la conservación de razas o especies.

F. TRANSFERENCIA NO QUIRURGICA TRANSCERVICAL

Es actualmente el método de elección y se lleva a cabo, al igual que la

inseminación artificial, bajo la palpación rectal por las vías naturales a través de la

vagina, cérvix, cuerpo de la matriz hasta el cuerno uterino ipsilateral.

Para ello se coloca el embrión ya localizado en la pajuela (0.25 ml) en el catéter

de transferencia (aguja de implantación o pistola de transferencia) cuya apertura

se encuentra situada lateralmente en el extremo final del mismo. (Duran, N. et al.,

2003).

Los catéteres de implantación presentan el mismo calibre en toda su longitud y se

puede montar desde el extremo posterior sin necesidad de desenroscar la punta.

17

El fiador, se desplaza la pajuela a través del cuerpo del catéter hacia adelante

hasta situarla en la punta del mismo. El catéter de transferencia es igual que un

catéter de IA, diferenciándose únicamente en la longitud, siendo algo más largo, y

en que la funda de plástico presenta una cabeza de metal con dos aperturas

laterales.

El catéter, ya antes de montarse, se debe proteger con una camisa sanitaria

abierta en su extremo posterior con la que se introducirá a través de la vagina

hasta el cérvix. A continuación se tira caudalmente de ella hasta perforarse y

retirarse del catéter para pasar este a través del cérvix al cuerpo y cuerno uterino

ya sin la funda.

Es conveniente, una vez en el cuerno, avanzar el catéter muy cuidadosamente

por lo menos hasta la curvatura mayor o incluso si es posible, pasar esta hasta el

tercio craneal del cuerno y depositar allí el embrión. (Duran, N. et al., 2003).

1. Ventajas de la transferencia de embriones

Para Ramirez, J. et al. (2004). Indica lo siguiente:

• Permite que el potencial de una vaca para producir crías se incremente

respecto al número posible de crías que produciría naturalmente.

• La TE permite incrementar la programación de hembras de alto valor genético.

• La TE permite incrementar el número de hijas de vacas excelentes que

pueden servir como reemplazo y el número de hijos, de manera que habrá

más de donde escoger.

• Con la TE puede reducir el intervalo entre generaciones.

• La TE proporciona mayor oportunidad de exportar, importar y transportar

material genético más barato en estados o países con cuarentenas.

• La TE ha permitido experimentar con la producción de crías gemelas.

• Vacas viejas que no puedan llevar a término de gestación han servido como

donadoras.

• La TE facilita las pruebas de progenie.

• Recuperación de hembras infértiles de valor genético.

18

• Aumenta el potencial reproductivo de los animales.

• Conservación de diversidad genética de animales en peligro de extinción.

2. Limitaciones y desventajas

Según Ramirez, J. (2004). Indica lo siguiente:

• Uso limitado a ganaderos que poseen animales de alto valor genético.

• Técnica delicada y costosa, se requiere de técnicos preparados o personal

calificado y buenas instalaciones y equipos.

G. GENERALIDADES DE LA TRANSFERENCIA DE EMBRIONES

La selección de la donadora y de las receptoras constituye gran parte del éxito de

la TE. Con el fin de lograr los mejores resultados se deben considerar los

siguientes aspectos:

1. Selección de las donadoras

• Alto valor genético, con aptitudes productivas superiores para su raza.

• Buen estado reproductivo, nutricional y sanitario.

• Buena condición corporal (2+ es ideal; animales obesos generalmente dan

resultados debajo del promedio).

• Evitar el uso de hembras jóvenes (baja eficiencia reproductiva, 25% menos).

• Si se utilizan hembras nulíparas, estas deben tener al menos 60% del peso

adulto de la raza y haber presentado estros anteriormente.

• Dar al animal un periodo de adaptación al lugar en que se va a manejar de al

menos un mes.

2. Selección de las receptoras

La selección de recipientes se deberá realizar teniendo en cuenta condiciones de

calidad, flexibilidad económica y disponibilidad.

19

El recipiente ideal es una vaca joven, libre de enfermedades, fértil y con buena

habilidad materna.

Suponiendo que el ternero a desarrollar es relativamente grande, la recipiente

deberá también ser de buen tamaño y tener una historia de partos normales.

La raza parece no tener una consideración significativa, aunque los animales

cruzados generalmente son más fértiles. Sin embargo desde el punto de vista

comercial, la preferencia comercial del cliente por determinada raza puede ser

muy importante.

Las vacas viejas (mayores de 10 años) no deberá utilizarse por su decreciente

habilidad en mantener la preñez, pero al lado de esto, la edad no es un factor

importante en la búsqueda de recipientes con más de un parto

(pluripara).(ElsdenR. ySeidel G. 1986).

A más de ello para (Barceló. M. et al., 2010). Deben estar identificadas las

receptoras con números visibles que se puedan leer a distancia (arete) para evitar

el estrés por manejo en la medida de lo posible.

Buen estado reproductivo y nutricional, Condición corporal entre 2 y 3 en una

escala de 5. (Rodríguez, R. 2006).

Deben desparasitarse con anticipación de acuerdo con su situación geográfica

para ello considerar al menos 60 días pos-parto.

Seleccionar las hembras 4 a 8 semanas antes de la sincronización, con un

periodo mínimo de adaptación de al menos 3 semanas antes de iniciar el proceso

de sincronización.

La compra de novillas preñadas es una buena fuente de futuras recipientes. Con

buenos sistemas de manejo, estos animales estarán listos para la transferencia

de embriones 60 días después del parto. Esta respuesta requiere considerable

planeación, una fuente de alimentación económica y buena información sobre

fechas de servicio para evitar que la época de partos no cubra muchos meses.

20

Otra alternativa seria utilizar animales jóvenes de un hato envuelto en un

programa de inseminación. (ElsdenR. ySeidel G. 1986), cuadro 3.

Cuadro 3. EFECTO DE LA EDAD DE LA RECEPTORA SOBRE EL ÍNDICE DE PREÑEZ DE TE.

Edad Transferencias Preñadas %

Vaquillonas 2686 1887 70.2

Vacas 2380 1566 65.8

Fuente: Munar y Asociados, (1993).

3. Instalaciones para la colección, lavado y transf erencia de embriones

Según: (Barceló. M. et al., 2010), la mayoría de los procedimientos para la TE

realizan en la granja. Se deben realizar esfuerzos para evitar el estrés en las

hembras, manteniéndolas preferentemente con su propio grupo en su granja.

Un lugar absolutamente estéril es impráctico; con la finalidad de lograr una área

óptima para realizar dicha práctica y el manejo de los embriones se recomienda

elegir un lugar que tenga las siguientes características:

• Área cerrada, sin luz solar y libre de polvo o alimentos.

• Pisos sólidos, preferentemente concreto y con buen drenaje.

• Que tenga acceso a corriente eléctrica o disponer de una planta eléctrica y

que tenga agua limpia disponible.

• Evitar áreas con fluctuaciones de temperatura (corriente de aire muy caliente o

muy helado), manteniendo una temperatura ambiente de 21 a 25 ºC.

• Que el área no tenga puertas o ventanas hacia el exterior, para evitar

fluctuaciones de temperatura o corrientes de aire con partículas

contaminantes.

• Que permita el movimiento de los animales en una sola dirección.

• Que permita la captura rápida de los animales, evitando la ansiedad y el

estrés.

21

H. MEDICAMENTOS PARA LAS RECEPTORAS

A continuación detallamos todas las hormonas utilizadas en la sincronización de

las futuras receptoras.

1. CIDR Inserto para ganado

Cada dispositivo de CIDR, contiene la hormona natural “progesterona”. El CIDR

intravaginal libera los depósitos de progesterona, en un rango de control hacia el

torrente sanguíneo del animal tratado. La progesterona se libera por difusión

desde una capsula de silicón sobre una espina de nylon, la cual está adaptada

para retener el dispositivo dentro de la vagina. La progesterona del dispositivo de

CIDR, se absorbe a través de la mucosa vaginal, resultando con niveles en el

plasma de progesterona con suficiente magnitud para suprimir la liberación de LH

y FSH del hipotálamo, durante el periodo recomendado para tratamiento.

(Sánchez. A., et al 2002).

Este efecto de retroalimentación negativa sobre el hipotálamo, previene el estro y

la ovulación. Remover el CIDR, permite que la LH impulse su frecuencia para

incrementarse, lo que resulta en estro y ovulación del folículo emergente

dominante. (Sánchez. A., et al 2002).

a. Papel de la progesterona

La alta concentración en el plasma de progesterona (CPP), como en la fase lútea

del ciclo, suprime la liberación de LH, que está asociado con el desarrollo final y la

maduración del folículo dominante. Si el folículo dominante alcanza su

maduración (mayor de 9 mm de diámetro en vacas), mientras que el CPP está

alto, perderá su dominio y desaparecerá gradualmente (atresia). Esto permitirá

que un nuevo folículo emerja. Cuando el CPP descienda a sus niveles básicos,

después de la luteólisis o después del retiro del dispositivo de CIDR, la liberación

de LH incrementa y es suficiente para mantener el crecimiento del folículo. El

folículo dominante es promovido y subsecuentemente, bajo la influencia de la

onda de LH y FSH, ovula. (Sánchez. A., et al 2002).

22

b. Indicaciones para uso en ganado

Según: Sánchez. A., et al (2002), Sugiere las siguientes indicaciones.

Sincronización de estro y de la ovulación para:

• Inseminación artificial.

• Sincronizar el regreso a servicio para subsecuentes sesiones de IA.

• Detección más fácil del estro.

• Planear apareamiento natural.

• Recolección de embriones y programas de transferencia.

• El programa de sincronización con el dispositivo de CIDR, nos da un control

preciso de estro y de la ovulación, permitiéndonos un tiempo específico para la

inseminación.

• Tratamiento de estro silencioso.

• Insertar CIDR basándose en un programa de sincronización, nos da un control

preciso del comienzo del estro y aumenta los signos del mismo, dándonos el

tratamiento más efectivo para manejar esta situación.

• Tratamiento de anestro anovulatorio (vacas sin ciclo).

• El principal papel del tratamiento de progesterona con el dispositivo de CIDR

en vacas anéstricas es presionar a la glándula pituitaria e inducir un estro fértil

y la ovulación.

• Tratamiento de quistes ováricos.

• El dispositivo de CIDR se puede usar ya sea como un solo tratamiento o en

combinación con otras hormonas reproductivas.

• Incremento de embriones vivos en las transferencias a recibidoras de

embriones.

2. Estradiol

El 17β estradiol es una hormona esteroide, que se produce para desarrollar el

folículo que crece hasta alcanzar su tamaño de 8.5mm. (Sánchez. A., et al 2002).

23

Las concentraciones básicas de estradiol en el plasma son menores a 5

picogramos por mililitro (5pg/ml), pero su incremento es por arriba de los 20 pg/ml

durante el estro. (Sánchez. A., et al 2002).

El estradiol producido por la actividad de la onda folicular, durante el ciclo lúteo da

inicio a la luteólisis. Esto es regulado a través de la formación de los receptores

de oxitocina en el endometrio de los animales que han sido estimulados

inicialmente con progesterona. Una vez que se ha iniciado la luteólisis, el folículo

ovulatorio dominante produce altos niveles de estradiol conduciendo al estro y a la

ovulación. El estradiol es responsable para provocar el estro. Las concentraciones

en el plasma de estradiol, regresan rápidamente a los niveles básicos en la

ovulación. (Sánchez. A., et al 2002).

Los efectos de estradiol en la pituitaria, pueden ser tanto positivos, como

negativos. En presencia de la progesterona, así como en el ciclo lúteo, el estradiol

aumenta el efecto negativo que la progesterona tiene sobre las secreciones de las

hormonas LH y FSH y ayuda a inhibir la maduración folicular y la ovulación.

(Sánchez. A., et al 2002).

El efecto de retroalimentación positiva ocurre al incrementar la producción de

estradiol, en ausencia de la progesterona y es más pronunciado al seguir un

periodo de progesterona inicial. Esto provoca un incremento en la secreción de

hormona LH, lo que después aumenta la producción de estradiol, que

eventualmente produce la onda de LH, que causa la ovulación. (Sánchez. A., et al

2002).

Para: Sánchez. A., et al (2002). Sugiere las siguientes indicaciones.

• Sincronización de la onda folicular en conjunción con el dispositivo CIDR.

• La administración de benzoato de estradiol inyectable junto con el dispositivo

CIDR, causa una supresión del folículo dominante y el surgimiento de una

nueva onda folicular de 4 a 5 días después.

• Sincronización del estro y la ovulación.

24

• La inyección de benzoato de estradiol en el periodo pre-estral, siguiendo con

el retiro del dispositivo de CIDR, incrementa la presencia de estro,

sincronizando a este ultimo y una ovulación más efectiva.

• Tratamiento en vacas anéstricas.

• En vacas anéstricas, la administración de la inyección de benzoato de

estradiol en ausencia de la progesterona, pero siguiendo un periodo con una

preparación de esta misma, fortalece los niveles circulantes de estradiol y se

estimula la producción de la hormona LH, que parece ser disfuncional en

vacas anéstricas. El resultado es un estro funcional con ovulación.

3. Prostaglandinas

Su nombre proviene de la próstata porque es en este lugar en donde se encontró

la prostaglandina, estos son ácidos grasos saturados o insaturados que tienen 20

átomos de carbono se les conoce también como parahormonas, las cuales se

metabolizan en los pulmones y en el hígado. Se metabolizan muy rápido y el 99%

son metabolizadas en los pulmones.

a. Uso de las prostaglandinas

• Las PG son muy potentes PGF2α por lo tanto inducen al aborto en el caso de

una becerra o vaquilla que ha sido cubierta antes de llegar a su madurez

sexual lo que podría conllevar a un parto distócico. Se recomienda a los 100

días 1 dosis y a los 150 días de gestación serán dos dosis.

• Las PG son luteoliticas, esto significa que destruye el cuerpo lúteo.

• Produce luteólisis del cuerpo lúteo, estas son las PGF2α.

• Produce baja irrigación sanguínea.

• La síntesis de P4 disminuye, por esto se produce la reabsorción del cuerpo

lúteo en la oveja, cabra, yegua y vaca.

• Se utiliza en el transplante de embriones para el regreso del cuerpo lúteo al

final del tratamiento de la superovulación.

• Se utiliza para sincronizar estros. Para sincronizar celos se requiere 2 dosis.

25

El tratamiento consiste en poner una inyección de PG el día cero en una dosis de

5 ml. De iliren, prosolvin o lutalize y pasado los 11 días se inyectara la segunda

dosis así mismo de 5 ml. Del mismo producto usado al inicio. Luego de esta

segunda dosis se deja pasar un tiempo de 48 horas, se observa el celo y se

procede a inseminar a las 56 horas para mejor precisión.

b. Requisitos para sincronizar

• Que las vacas sean cíclicas.

• Las PG son efectivas únicamente en animales que se encuentra ciclando.

• Las PG no son efectivas durante los 5 días o sea del cero a cinco días. De

este modo, con una sola dosis de PG solo se sincronizan el 70% de los celos.

4. Fertagyl

Es una solución transparente de gonadorelina (100 mcg/ml), que equivale a la

hormona de liberación de gonadotropinas (GnRH), cuya función es controlar la

producción y secreción de la hormona luteinizante (LH) y de la hormona folículo

estimulante (FSH).

a. Indicaciones

Para su uso en bovinos (quistes ováricos) e inducción de la ovulación aplicándolo

al momento de la inseminación artificial. Mejora de la tasa de concepción

aplicándolo al momento de la inseminación artificial. Mejora de la fertilidad en el

puerperio aplicándolo 12 o 14 días posparto.

b. Dosis y modo de aplicación

Bovinos:

Tratamiento de quistes ováricos 5 ml.

Retraso en la ovulación 2.5 ml.

Reinicio de la actividad ovárica en el período post-parto 2.5 ml.

Sincronización de la ovulación en los programas de ovsynch 1.0 ml.

26

5. Gonadotropina Sérica de yegua preñada (eCG)

Folligon es una gonadotropina sérica de yegua preñada (eCG) con actividad de la

hormona folículo estimulante (FSH) en forma de polvo blanco cristalino liofilizado.

En hembras aumenta la actividad ovárica, lo que permite mejorar la fertilidad

estimular el crecimiento y maduración de los folículos.

a. Composición

Cada frasco contiene:

eCG 1000 U.I.

b. Indicaciones

Para uso en bovinos, ovinos, caprinos, ovejas y perras. Folligon ejerce una

influencia estimulante sobre las gónadas de los animales de ambos sexos. En las

hembras folligon, estimula el crecimiento de los folículos por lo que ésta

preparación puede ser usada en casos de inactividad ovárica y para el tratamiento

de superovulación. En los machos Folligon estimula la espermatogénesis

actuando sobre los túbulos seminíferos.

c. Dosis y modo de aplicación

Aplique por vía intramuscular o subcutáneaVacas.

500-1000 U.IAnestro/inducción de celo1500-3000 U.I.

Superovulación.

500 U.IMejora la tasa de fertilidad después de un tratamiento con progestágeno.

Toros: 1500 – 3000 U.I.

Dos veces a la semana durante 4 a 6 semanas.

d. Precauciones

• En caso de reacción anafiláctica aplicar adrenalina (1:1000) o glucocorticoides.

• Una vez reconstituido el producto se deberá usar en las 12 horas siguientes.

27

• Manténgase entre 5-8 °C de temperatura y protegido de la luz.

e. Presentación

Caja con 5 frascos de 1000 U.I más 5 diluyentes de 5 ml cada uno.

La eCG se utiliza comúnmente la sincronización del estro con la finalidad de

incrementar la taza de ovulación también permite estimular el crecimiento folicular

así como un cuerpo lúteo bien desarrollado, ya está determinado el tamaño del

hato y la eficiencia económica de los hatos. Durante la TE, es deseable utilizar

eCG en la receptora para producir cuerpos lúteos en mayor cantidad y calidad. La

dosis de eCG depende de la raza y la época del año en que se aplique, la cual

puede ser de 250 a 500 UI para hembras en estación reproductiva y 600 a 750 UI

fuera de estación (Evans, M. 1990).

La sincronización de receptora, al igual que la donadora, usualmente involucra el

uso de progestágenos (dispositivos vaginales), prostaglandinas y eCG,

produciendo estros bien sincronizados a las 36 o 44 horas después de remover el

dispositivo (BisterR. et al., 1999). Así mismo, la GnRH puede incorporarse al

protocolo para disminuir el intervalo entre ovulaciones. (Ramírez. J. Y Miller. B.,

2004).

I. ONDAS FOLICULARES Y FOLICULO FOMINANTE

El crecimiento de los folículos ováricos se desarrolla en una onda distinta a la

onda común. Este patrón se repite de 8 a 12 días durante cada ciclo estral, así

como antes de la pubertad, también como a los 10 días postparto, durante el

anestro y durante el embarazo temprano. (Sánchez. A., et al 2002).

El desarrollo del folículo ovárico en el ganado en una secuencia de eventos

organizados. Cada onda folicular avanza a través de pasos de reclutamiento,

selección y dominio. Durante cada ciclo estral, las vacas pueden presentar, dos,

tres y a veces cuatro ondas de crecimiento folicular. (Sánchez. A., et al 2002).

28

Esta primera onda folicular del ciclo anéstrico comienza con un reclutamiento de

un grupo de folículos de 4 mm en el ovario, continuando con la onda

periovulatoria de FSH durante los siguientes días, en este grupo de folículos

emergentes se selecciona un solo folículo, que es el dominante. El folículo

dominante suprime el crecimiento de los otros folículos del grupo y se convierten

en folículos subordinados. Debido a la presencia del cuerpo lúteo funcional y las

altas concentraciones de progesterona suprimiendo la secreción de LH, este

primer folículo dominante no ovula y pasa a ser subordinado. Comienza una fase

de reclutamiento de la segunda onda folicular. (Sánchez. A., et al 2002).

Nuevamente se selecciona un folículo dominante de esta segunda onda folicular y

este folículo continua hacia la ovulación en un ciclo de dos ondas. En un ciclo de

tres ondas, el folículo dominante de la segunda onda se convierte en subordinado

ante la influencia de la alta presencia lútea de progesterona. La regresión del

cuerpo lúteo se asocia con una declinación en progesterona, lo que permite que la

onda folicular emergente ovule con el estro. (Sánchez. A., et al 2002).

El cuerpo lúteo comienza a retirarse antes en dos ciclos de ondas (día 17), que en

los ciclos de tres ondas (día 20), resultando en un estro más corto (20 días vs. 23

días respectivamente). (Sánchez. A., et al 2002).

J. GANADO CHAROLAISE

1. Origen

Origen La raza Charoláise tuvo su origen en las regiones Centro Oeste y

Sudoeste de Francia, en las antiguas provincias francesas de Charolles y de

Niemen. No se conoce el ganado que dio origen a esta raza. Selección determinó

la aparición de un ganado vacuno de capa blanca denominado Charoláis.

2. Características físicas

Los animales Charoláise poseen un color blanco o blanco cremoso; el pelo puede

ser corto en verano, se espesa y se alarga durante las épocas de frío. La mayoría

29

de los terneros nacen con cuernos, aunque muchos criadores los extirpan cuando

los terneros son jóvenes. Una de las características más destacables consiste en

la musculatura sumamente desarrollada que se encuentra en las extremidades y

sobre el lomo de los mejores representantes de la raza.

3. Características funcionales

El ganado Charoláise es de gran tamaño: los toros adultos pesan 900 a 1250 kg.

y las vacas de 560 a 950 kg. La piel presenta pigmentación apreciable; el pelo es

corto en verano y largo en invierno. Pruebas de comportamiento reportan los

siguientes rendimientos: Novillos en engorda tienen un aumento de peso diario de

1.58kg, una conversión alimenticia de primera: 1kg x 7.26 kg, de alimento, área de

ribeye de 82.6cm cuadrados. En cuanto a la eficiencia reproductora la raza

charolesa ha mostrado: Una tasa de preñez de 81%, tasa de supervivencia de

96%, así como una tasa de destete de 78%.

Las cruzas de charoláise con brahmán han reportado un paso al destete de 268

kg, para los media sangre. Para los animales ¾ charoláise, el peso al destete fue

de 295kg.

Su mayor empleo en explotaciones intensivas indica que las vacas alcanzan

buenos rendimientos ante una amplia gama de condiciones ambientales. Los

toros han alcanzado una reputación bien ganada cuando se utilizan para mejorar

los ganados por medio del cruzamiento. Más se les ha usado en cruzas con cebú,

concretamente en el Brahman, dando origen a la raza Charbray. Es también una

de las razas favoritas para cruzas terminales en no solo en países desarrollados

sino también en la región Latinoamericana por el excelente vigor híbrido de las

cruzas. Según http://www.fmvz.unam.mx/fmvz/enlinea/bovinos/charolaise.htm,

(2000).

K. SINCRONIZACION DE ESTROS

Para Ramirez. J. et al. (2004), La sincronización de estro consiste en la

agrupación de hembras en estro durante un periodo corto 3 a 4 días favoreciendo

30

el uso de la inseminación artificial en bovinos productores de carne y al mismo

tiempo sincroniza los partos, permite obtener terneros más homogéneos (misma

edad), mejora el peso al destete, pues permite controlar mejor la alimentación y

facilita el manejo y la selección.

La sincronización permite reducir la temporada de empadre puesto que si el ciclo

estral de la vaca es de 21 días, en un periodo de 45 días que dura la época de

empadre tendría tres oportunidades para gestarse, mientras que sin

sincronización, para que las vacas tengan las mismas tres oportunidades se

requiere de un empadre no menor a 63 días. (Ramírez. J. y Miller. B., 2004).

Para Ramírez. J. et al. (2004), Existen dos métodos básicos para el control de la

ovulación (sincronización).

• Interrupción de la fase lútea del ciclo estrual mediante la utilización de

productos luteolíticos.

• Supresión de la ovulación o retraso de los eventos preovulatorios hasta que

todas las vacas se encuentren en la fase folicular del ciclo estrual mediante la

utilización de progesterona o progestágenos.

Según Munar,A. et al., (1994). La sincronización de celos y TE solamente son

posibles de aplicar en vientres donantes y receptares vacías normales con

síntomas y signos de actividad ovárica y mejoramiento del estado general. Un

embrión de 7 días de edad, mórula o blastocito, debe ser transferido a un útero

que este bajo la influencia hormonal y en un estado fisiológico, motilidad y

secreciones, correspondiente a siete días del ciclo estral, con más o menos 24

horas de diferencia (7, 8, 16, 17, 21). De rutina se transfieren los embriones de

estadios más avanzados, blastocitos medianos y expandidos, en receptoras en

día 6 a 7 del ciclo.

La diferencia del 6% de preñez obtenido en receptoras transferidas en días 7 a

8.5, comparada con 6 a 6.5, se manifiesta en todos los estadios embrionarios y

tiene un marcado impacto en los costos y por lo tanto en la eficacia de los

programas de TE. Munar,A. et al., (1994), cuadro 4.

31

Cuadro 4. EFECTO DEL DÍA DEL CICLO DE LA RECEPTORA SOBRE EL ÍNDICE DE PREÑEZ.

Día del ciclo Numero Preñadas %

6.0 342 213 62.3

6.5 710 451 63.5

7.0 1502 1043 69.4

7.5 1937 1346 69.5

8.0 1352 941 69.6

8.5 348 250 71.8

TOTAL 6191 4244 68.5

Fuente: Munar y Asociados, (1994).

1. Con CIDR

En este programa el uso de la inyección de benzoato de estradiol, junto con la

administración del dispositivo de CIDR, sincroniza el surgimiento de la onda

folicular. Por añadidura, la inyección de benzoato de estradiol aplicada al

momento de retirar el dispositivo de CIDR, ambos casos aumentan la detección y

precisión del estro. (Sánchez. A., et al 2002).

Este programa estimula los ciclos de actividad en vacas anéstricas y trata la

enfermedad por quistes en los ovarios.

Puntos clave.

• La manifestación de la reacción del estro esta significativamente aumentada

en el segundo tratamiento de benzoato de estradiol inyectable.

• Excelente sincronización, con más del 95 % de animales con estro detectado

en los días 10 a 12 después de la inserción de CIDR.

• El porcentaje de concepción en el primer servicio, es equivalente a aquellos de

un estro espontaneo. (Sánchez. A., et al 2002)

Cuando se realizan transferencias directas o en fresco, idealmente el estro y la

ovulación de las donadoras y receptoras se deben sincronizar con ±12 horas de

32

diferencia para asegurar un buen ambiente uterino de la receptora al momento de

la TE. (Barceló, M. et al., 2010).

2. Recomendaciones

Barceló. M, et al., (2010).Sugiere lo siguiente:

• Si es posible, se debe usar un macho calentador o detector de calores

preparado (vasectomizado o desviado de pene), ya que estimula la ovulación y

se conoce la hora a la que se presento el calor.

• Bajo ninguna circunstancia se debe utilizar machos intactos, ya que pudieran

montar y probablemente preñar a las hembras, lo que podría comprometer el

programa de TE.

• A pesar de la manipulación del ciclo estral, algunas hembras no responden a

la sincronización, o no son aptas para la TE (ej., baja calidad de cuerpos

lúteos).

• Asegurar una cantidad suficiente de receptoras, 6 hembras adultas o 10

hembras púberes por cada donadora. Si se transfieren embriones congelados,

considerar sincronizar al menos un 30% más de receptoras de lo que el

programa de TE necesita.

• Cuando se tenga un número limitado de receptoras se debe considerar

transferir en fresco o en forma directa.

• Cuando se tenga un número muy limitado de receptoras se debe considerar la

criopreservación de los embriones para su posterior transferencia.

• Antes de iniciar un programa de sincronización se deben planear, consultar,

entregar por escrito y discutir todos los detalles (itinerario, días, fármacos, etc.)

con el propietario y personal involucrado, ya que todos los detalles son de

importancia para el éxito del programa.

33

L. EVALUACIÓN DE EMBRIONES

1. Desarrollo y valoración morfológica

Celada. A, (2002) menciona que el embrión se desarrolla y diferencia en el tiempo

según una cronología bien caracterizada en la especie bovina. La fecundación

marca el inicio del periodo embrionario caracterizado por una serie de divisiones

celulares y la aparición de las primeras diferenciaciones.

En los bovinos la primera división de segmentación tiene lugar entre 11 y 20 horas

tras la fecundación, alcanzándose el estadio de 8 células entre 56 y 64 horas

después. A partir de la fase de 16 a 32 células (80 a 86 horas post-FIV), se

establecen contactos entre los blastómeros y se estrechan las uniones entre las

membranas plasmáticas de forma que las células no son visibles de forma

individual: es el estadio de mórula compacta.

Cuando el embrión tiene entre 80 y 100 células (130 – 144 horas post-FIV)

comienza a acumularse líquido en el interior de la mórula, inicialmente en la parte

basal de las células externas y después fuera de las células dando lugar a la

formación de una cavidad: el blastocele. Este estadio representa el momento del

desarrollo en el que se diferencian dos tipos diferentes de células: las células del

trofoectodermo, en la superficie del embrión y con naturaleza epitelial (darán

origen a las envolturas fetales) y las células de la masa celular interna (MCI), en la

parte interior, que darán lugar al feto. (Celada, A. 2002).

2. Aislamiento de los embriones

Los recipientes con la solución resultante del lavado de embriones se mantienen a

temperatura ambiente hasta el aislamiento de los mismos. Aunque los embriones

son relativamente resistentes a la temperatura en caso de una bajada de la

misma, no se debe superar bajo ningún concepto una temperatura ambiente de

menos de 20 °C. Para ello se vierte toda la solució n exceptuando los últimos 50

ml, por un filtro de embriones o bien se aspira el sobrenadante después de que

34

los embriones hayan sedimentado. Dicha sedimentación dura después entre unos

15 o 20 minutos. (Duran, N. et. al., 2003)

3. Valoración de embriones

Según Duran, N. et al., (2003), bajo la lupa estereoscópica con haz de luz difusa,

entre 10 y 60 aumentos, se examina el estado morfológico de los embriones y se

clasifican según su calidad. Los embriones en perfecto estado desde el punto de

vista morfológico se pasan a una placa de Petri pequeña con medio de cultivo

recién filtrado y así se lavan 10 veces (para diluir posibles gérmenes),

conservándose a temperatura ambiente hasta su transferencia o próxima

manipulación.

4. Blastocitos, Morfología, Evaluación Metodología

Según http://www.Isch.edu.cu/biblioteca/anuario.com, (1997).

• Los embriones que se van a evaluar se colocan a una temperatura de 20 °C

en 2 o 3 ml, de medio filtrado y perfectamente transparente.

• Hacer una primera observación del embrión con aumentos y ampliaciones de

10 a 40x. Con ayuda de una pipeta de vidrio tina se debe dar vueltas al

embrión para apreciarlo por diferentes frentes.

• Definir el aspecto de la zona pelúcida y del embrión utilizando los criterios de

observación.

• Separar los embriones que presentan todas las características de un blastocito

normal.

• Aumentar la ampliación del lente, mínimo 120x, para observar los otros

embriones. Establecer el aspecto de las células utilizando los criterios de

observación.

• Separar los blastocitos normales; eliminar los embriones degenerados.

• Tomar los embriones sobre los que se tiene duda y dejarlos de 4 a 6 horas a

temperatura ambiente 20 °C o envueltamente a 37°C, protegiéndoles de la luz.

• Hacer nuevamente la evaluación teniendo en cuenta de aplicar todos los

factores. Se deben anotar las modificaciones presentadas.

35

Seleccionar los embriones que pueden ser utilizados, de acuerdo al plan de

trabajo establecido.

El aspecto morfológico del blastocito permite apreciar solo una parte de la

posibilidad de supervivencia del embrión, los resultados de las investigaciones

actuales, permiten predecir la utilización próxima de métodos bioquímicos o

biofísicos como elemento de la calidad del embrión. (Tamayo, O. et al., 1997).

M. IMPLANTACION DE EMBRIONES

Según Duran, N. et al., (2003), la transferencia de los embriones se puede llevar a

cabo de forma no quirúrgica transcevical. Los embriones a transferir de las clases

1 hasta la 4, preferiblemente hasta las clases 2, cuadro 5, cuadro 6.

36

Cuadro 5. GRADOS DE CALIDAD EMBRIONARIA DE ACUERDO A SUS

CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS.

Grado Características

I Ideal, esférico y simétrico.

(Excelente) Células de color, tamaño y textura uniforme.

Desarrollo embrionario corresponde al día de recolección.

II Algunas imperfecciones.

(Bueno) Forma ligeramente irregular.

Blastómeros desprendidos de la masa celular y/o posee una

pequeña cantidad de vesículas.

III

Defectos definidos: forma irregular, detritus celular, color muy

claro o muy oscuro y/o ligero agrietamiento de zona pelúcida.

(Regular) Blastómeros desprendidos de la masa celular y/o posee una

pequeña cantidad de vesículas y pocas células

IV

(Malo, muerto o

degenerado)

Defectos severos (defectos del grado III, más desarrollo

retardado.

Ruptura de la zona pelúcida (embrión puede estar fuera de la

misma).

Blastómeros con degeneración y vacuolización.

Forma muy asimétrica.

No transferibles

Fuente: Manual de la Sociedad Internacional de Transferencia de Embriones (2000).

37

Cuadro 6. DESARROLLO DE EMBRIONES BOVINOS.

No Descripción Días post-estro normalmente

encontrados

1 1 célula 0-2

2 2 células 1-3

3 4 células 2-3

4 8 células 3-5

5 16 células 4-5

6 Mórula temprana 5-6

7 Mórula apretada 5-7

8 Blastocito temprano 7-8

9 Blastocito 7-9

10 Blastocito expandido 8-10

11 Blastocito empollando 9-11

12 Mórula apretada con zona oval

13 Mórula con blastómeros salidos

14 Blastómeros irregulares

15 Mórula con detritos

16 Blastómeros sueltos

17 Masa de células irregular

18 Células vacuoladas

19-23 1 célula en degeneración

24 Zona pelúcida rota y vacía


N. DESCONGELACION DE EMBRIONES

Duran, N. et al., (2003), manifiesta que el descongelado de los embriones

criopreservados se realiza de diferente manera según la técnica seguida durante

el congelado y debe de llevarse a cabo siguiendo estrictamente las indicaciones

precisas, principalmente cuando se trata de embriones comprados.

Además los certificados de sanidad, certificado de ovocito, certificado de origen

de los padres genéticos, de un protocolo de congelado con instrucciones para el

38

descongelado donde se detallan los pasos necesarios para la dilución del

crioprotector. Se han desarrollado protocolos estándar de descongelado, de uso

ya común, para cada uno de los diferentes métodos de criopreservacion.

De esta manera se extraen las pajuelas con los embriones congelados del

nitrógeno líquido según las indicaciones pertinentes, se mantienen 15 segundos

en el aire y a continuación otros 15 segundos en agua caliente a 30°C donde

descongela.

Después de esto se secan las pajuelas, se quita el bastón o tapón rotulado (Stick)

y según la técnica de congelado seguida, o se someten a una manipulación previa

(dilución de la glicerina) o si, son embriones conservados en etilenglicol, se

transfieren directamente (Duran, N. et al., 2003).

Según Zapien, K. (2000), se prepara agua a una temperatura de 37°C, se retira la

pajilla con el embrión del termo de almacenamiento y se sumerge en el agua

durante 15 o 20 segundos. A estas temperaturas el glicerol resulta toxico para el

embrión, de ahí la necesidad de efectuar algunos pasos para ir disminuyendo la

concentración del glicerol contenido en el medio PBS.

El primer caso consiste en disminuir la concentración de glicerol de 1.5 M dejando

reposar 10 minutos; luego se disminuye a 0.5 y se deja reposar nuevamente 10

minutos y finalmente se libera el PBS de glicerol y se deja reposar 5 minutos

(Zapien, K. 2000).

O. DIAGNOSTICO DE GESTACION

Según Duran, N. et al., (2003) el embrión anidado evita que la hembra entre de

nuevo en calor. Para diagnosticar embarazo, la ciencia ha aportado métodos de

laboratorio, rápidos y eficaces.

1. Palpación rectal

Gómez. M. Y Migliorisi. A., (2003), manifiestan que la palpación rectal es un

método físico utilizado para la exploración del aparato reproductor de la hembra

39

bovina con el cual podemos determinar los estados fisiológicos (funcionalidad

ovárica, momento del ciclo estral, gestación) o patológicos (piometras, quistes

ováricos, aplasia segmentaria y otros).

Previo a realizar el examen rectal es necesario tener en cuenta:

Vestimenta.- Se recomienda el uso de un overol o ambo, así como guantes de

tacto rectal. La sujeción del guante al brazo puede realizarse con una tijera

hemostática, la cual debe pinzar el guante a la ropa a la altura del brazo o un

disco de goma con un orificio por el cual se coloca el brazo; también puede

utilizarse una banda de goma. La mano que no se utiliza para palpar puede

protegerse, con guante de látex (cuando los animales están limpios) o un guante

grueso (en el caso de los animales cuyas colas tengan abrojos). Las botas de

goma completan la vestimenta. El operador no debe poseer reloj ni anillos en la

mano usada para la palpación y debe asegurarse de tener las uñas cortas para

evitar lesionar la mucosa del recto.

Sujeción del animal.- Las maniobras se deben llevar a cabo en una manga y es

preciso que el animal este sujeto por medio un cepo. De ser necesario, se utilizara

el apretavacio para una mejor contención. Debe tenerse en cuenta que la sujeción

del animal es fundamental para evitar todo tipo de accidentes, siendo el de mayor

riesgo cuando el animal realiza movimientos laterales bruscos o se cae y el brazo

esta introducido por encima del codo.

Lubricación.- El uso de lubricantes es indispensable para evitar lesiones de la

mucosa rectal y además facilita la entrada de la mano al recto. Comúnmente se

utiliza gel (para ultrasonografia) o vaselina. La lubricación se realiza a lo largo de

todo el guante. Como segunda opción puede utilizarse agua con jabón neutro o

agua sola.

Importante.- Una vez introducida la mano NO retirarla por completo del recto ya

que por diferencia de presiones se introduce aire en el recto provocando su

distensión, la cual impide una buena palpación. Para causar la evacuación del

40

aire de la ampolla rectal debe tomarse un pliegue de mucosa y dirigirlo, con

movimientos suaves hacia el esfínter anal.

La misma precaución debe tomarse si otro operador va a palpar. Para ello, se

debe quitar el brazo dejando la mano en el esfínter anal y retirarla luego de que el

otro operador introdujo la suya.

2.Útero vacio

Según Gómez. M. yMigliorisi. A. (2003). Consideran lo siguiente:

Técnica de exploración.- La introducción de la mano debe realizarse por el

esfínter anal, en forma de cuña. Al contactar con la ampolla rectal se produce el

reflejo de defecación provocando peristaltismo. Para realizar una buena palpación

se debe eliminar la materia fecal, colocando la mano en forma de cuchara.

Luego se continua introduciendo en brazo en forma suave, mas alla de las

estructuras a palpar.

Durante la presencia de ondas peristálticas no se debe continuar con el examen,

ya que se puede lesionar la mucosa rectal.

Puntos de referencia óseos.- permiten que el operador se oriente dentro de la

cavidad pelviana. Los puntos de referencia óseos fácilmente reconocibles son: el

borde púbico y columnas iliacas. El borde púbico permite una muy buena

orientación.

Metodología para la exploración genital.- Para ubicar el aparato genital se utiliza,

como órgano de referencia, el cérvix o cuello uterino, dado su posición y

características anatómicas. Para localizar el cérvix se coloca el brazo en la

entrada pélvica y se desliza la mano encorvada a lo largo de una de las paredes

de la pelvis hacia el piso. El cérvix se reconoce como una estructura firme y

cilíndrica, generalmente en la línea media del piso. Durante la exploración del

mismo se evalúa: forma, tamaño (largo, diámetro), numero de anillos ubicación y

movilidad, cuadro 7.

41

Cuadro 7. CARACTERÍSTICAS DEL TRACTO REPRODUCTIVO.

Cérvix pélvico y móvil Cérvix abdominal y fijo

Normal y vacio

Preñez no mayor a los 60 - 70 días

Involución posparto

Acumulación de líquidos en útero no

mayor a 2 litros

Metritis crónica sin acumulación

excesiva de exudado

Preñez no mayor a los 70 días

Acumulación de líquidos en útero

mayor a 2 litros

Momificación y maceración fetal

Adherencias extensas


Una vez evaluado el cérvix, se procede a la exploración de los cuernos uterinos,

para lo cual se procede a la retracción del útero por dos métodos diferentes:

Método de exploración directo.- Se toma el cérvix y se lo tracciona hacia el

caudal. Se dirigen los dedos índice y mayor hasta localizar la bifurcación de los

cuernos y se sujeta el útero por el ligamento intercornual ventral. Posteriormente

se toma un cuerno y se realiza la palpación en todo su largo, reconociendo la

presencia de líquidos, grosor de la pared, diámetro, etc. Luego se procede a

realizar la misma maniobra para la exploración del cuerno contra lateral.

Método de palpación indirecta.- Una vez localizado y traccionado el cérvix hacia

el caudal se sostiene el cuerpo uterino colocando el pulgar por debajo. Se gira la

mano hacia fuera, y con los dedos encorvados se toma el ligamento ancho del

útero. Se vuelta el cérvix y el cuerno uterino, cae en la palma de la mano.

La palpación de los ovarios se realiza tomando el ligamento Útero - Ovárico y

deslizando los dedos por los lados, hasta localizarlos. El ovario se coloca entre el

dedo índice y mayor y se palpara con el pulgar. Palpación de estructuras ováricas:

Toda estructura mayor o igual a 0.5 cm debiera ser palpable. Los folículos se

palpan como estructuras redondeadas y tensas, que generalmente no deforman

el ovario. El cuerpo lúteo posee una consistencia hepática y puede presentar una

corona, que es una extensión del tejido en forma de prominencia que sobresale

sobre la superficie. También llega a alterar la forma del ovario, ya que su

localización es principalmente intra ovárica.

42

Los oviductos normalmente no se palpan, salvo en condiciones patológicas. La

exploración de la bolsa ovárica se realiza sujetando el ovario por el ligamento

útero - ovárico y deslizando los dedos sobre la superficie ovárica y la bolsa.

Posteriormente se palpan los dedos para descartar la presencia de adherencias.

Útero gestante

3. Detección de preñez

El diagnostico de gestación según Gómez. M. yMigliorisi. A. (2003). Se basa en 4

signos indicativos:

Vesícula amniótica.- Se palpa como una estructura turgente dentro del útero (en

forma de bolita), la palpación del cuerno debe realizarse en toda su extensión. La

turgencia de la vesícula se pierde gradualmente. El diagnostico de gestación por

palpación de la vesícula amniótica es factible de realizar entre los días 28 y 35 de

gestación.

Signo de pellizco positivo o doble pellizco.- Es la determinación de la presencia de

la membrana corioalantoidea. Al realizar la exploración del útero, debe realizarse

la siguiente maniobra: con el dedo pulgar e índice se toma la pared uterina y se

hace deslizar entre los dedos. En caso de que exista el doble pellizco se percibirá

que, aun con la pared uterina entre los dedos, se desliza otra membrana y luego

la pared del útero. La primera membrana que se desliza corresponde a la

corioalantoidea. Este signo puede comenzar a palparse a partir de los 35 días de

preñez, dependiendo de la habilidad del operador, hasta el día 60 de gestación.

Placentomas.- Se reconocen como formaciones bien limitadas que se palpan a

través de la pared del útero. Los placentomas están conformados por las

carúnculas maternas y los cotiledones fetales. El tamaño de los placentomas

aumenta junto con el desarrollo de la gestación y también, varían en tamaño

dependiendo de su posición en el útero, ya que los centrales son de mayor

tamaño que los anteriores y los posteriores. Estos últimos son los que se toman

como referencia para determinar la edad gestacional, ya que son los únicos

palpables durante toda la gestación. Son apreciables a partir de los 70 días de

43

gestación. Durante el periodo en el cual el conceptus se encuentra descendido,

puede palparse apoyando la palma sobre el borde pélvico y deslizando la mano

lateralmente.

Feto.- A partir de la perdida de la turgencia de la vesícula amniótica comienza a

palparse el feto. Entre los días 70 y 120 aproximadamente es posible realizar la

maniobra de peloteo. En dicha maniobra se da una palmada al útero y se percibe

el rebote del feto en la palma de la mano. A partir del 5º mes de gestación el feto

se ubica en el piso del abdomen, momento en el cual no se puede palpar (solo se

toman como referencia los placentoma). Alrededor del 5º y medio o 6º mes

comienza la etapa de ascenso, luego de la cual se llegan a distinguir las partes

fetales.

Existen signos y síntomas que NO son específicos de preñez, ya que pueden

encontrarse en diferentes procesos, tanto fisiológicos como patológicos. Se

denominan secundarios o complementarios de una gestación. Estos son:

Ausencia de celo, aumento de tamaño del útero, asimetría de los cuernos

uterinos, fluctuación, aumento de la progesterona, inmovilidad del cérvix, aumento

del diámetro de arteria uterina, presencia de frémito de arterias uterina, presencia

de cuerpo lúteo. Gómez. M. yMigliorisi. A. (2003).

No es conveniente introducir la mano al recto antes de los 21 días de TE. Por dos

razones:

El cuerpo lúteo aun está plenamente desarrollado y se eleva la posibilidad de

errar en el diagnostico.Hay evidente riesgo de aborto (Duran, N. et al., 2003).

44

III. MATERIALES Y METODOS

A. LOCALIZACION Y DURACION DE LA INVESTIGACION

La presente investigación se llevó a cabo en la Finca “Rancho Don Bosco”,

ubicada en la Amazonia Ecuatoriana, en el sector de Pacchadel Cantón Morona,

Provincia de Morona Santiago, en donde se presentan las siguientes condiciones

meteorológicas, cuadro 8.

Cuadro 8. DATOS METEOROLÓGICOS DEL CANTÓN MORONA.

PARÁMETRO VALOR Altitud m.s.n.m 1070

Temperatura °C 18 - 26

Precipitación mm/año 500 - 3000

Humedad Relativa % 68

Fuente: Estación Meteorológica, INIAP Macas (2010).

La presente investigación tuvo una duración de 120 días, distribuidos en el trabajo

de campo y laboratorio.

B. UNIDADES EXPERIMENTALES

En la presente investigación, las unidades experimentales estuvieron constituidas

por una vacona receptora de raza Charolaise, de 20 meses de edad

aproximadamente y un peso 370 kg en promedio, contándose con 9 unidades

experimentales por tratamiento y un total de 18 unidades experimentales para la

investigación. Es necesario indicar que para la elección de estos

animalesvíapalpación rectal previo a la transferencia de embriones, inicialmente

se trabajó 24 receptoras en total.

45

C. MATERIALES EQUIPOS E INSTALACIONES

1. Materiales de sincronización

• Dispositivo CIDR (Progesterona).

• Gestavec (Progesterona).

• Grafoleón (Estrógeno).

• Lutalyse (Prostaglandina).

• Folligon (eCG).

• Fertagyl (GnRH).

2. Materiales y equipos de transferencia

• Termo de nitrógeno liquido con los embriones.

• Pajilla de 0.25 cc, estériles para envasado.

• Catéter para transferencia de embriones.

• Dilatador cervical.

• Jeringa de 5 ml.

• Agujas de 18 x 1.5.

• Guantes ginecológicos.

• Guantes látex.

• Yodo.

• Alcohol.

• Sanitas.

• Tijera.

• Flunixin (Anti inflamatorio).

• Fertagyl (GnRH).

• Lidocaína al 2%.

• Descongelador de pajillas.

• Cortador de pajillas.

• Protectores chemisse de 18 pulgadas.

46

3. Instalaciones

El trabajo de campo y de laboratorio, fue desarrollado en su totalidad en las

instalaciones de la Finca “Rancho Don Bosco”.

D. TRATAMIENTO Y DISEÑO EXPERIMENTAL

Se evaluó el efecto de la hormona gonadotropina sérica de yegua preñada (eCG)

en el protocolo de sincronización del celo en vaconas receptoras Charolaise, para

la transferencia de embriones, la misma que fue aplicada al momento de la

extracción del implante intravaginal (CIDR),el mismo que fue comparado versus

lano aplicación deeCG que representó el grupo Control. El esquema del

experimento se detalla a continuación en el cuadro 9.

Cuadro 9. ESQUEMA DEL EXPERIMENTO.

Tratamiento Código No Repet. TUE* Vaconas / Tratamiento

Protocolo Control T- Control 9 1 9

Protocolo Control + eCG T - eCG 9 1 9

TOTAL DE VACAS RECEPTORAS 18

*T.U.E. Tamaño de la unidad experimental, una vacona receptoraCharolaise.

Fuente: Llivicura, K. (2011).

E. MEDICIONES EXPERIMENTALES

• Presencia de celo, %

• Presencia de Cuerpo Lúteo, %

• Calidad de Cuerpo Lúteo 1, %



• Ausencia de Tono Uterino, %

• Ausencia de Folículos, %

47

• Frecuencia de Vaconas Transferibles, %

• Frecuencia de Vaconas Preñadas, %

F. ANÁLISIS ESTADÍSTICO Y PRUEBAS DE SIGNIFICANCI A

Los resultados obtenidos en la presente investigación fueron sometidos a los

siguientes análisis estadísticos:

• Prueba “Chi-cuadrado” para determinar diferencia entre variables discretas

categóricas.

• Nivel de significancia α( 0.05 ) ( 0.01).

• Estadística descriptiva según el caso.

ei

eioiX

22 )( −=∑

DONDE:

X² = Chi-cuadrado

oi = Frecuencias observadas

ei = Frecuencias esperadas

Aceptación o rechazo de la hipótesis H1:

Si x² cal > x² 0.05 Rechazamos H0 y aceptamos H1 (P ≤ 0.05).

Si x² cal > x² 0.01 Rechazamos H0 y aceptamos H1 (P ≤ 0.01).

G. PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL

A continuación se presenta el protocolo que fue utilizado para la obtención de los

embriones, los cuales fueron adquiridos por un costo de 250 USD americanos por

el propietario de la finca Don Bosco Zabala.

48

1. Protocolo de las donadoras

En el cuadro 10, se detalla los diferentes procedimientos utilizados para la

obtención de embriones a partir de las donadoras.

Cuadro 10. PROTOCOLO BASE UTILIZADO PARA DONADORAS.

FECHA HORA DOSIS

23 de Junio Jueves Mañana 6:00 4 cc P4 Gestavec

Aplicar CIDR

0.4 cc Grafoleón

27 de Junio Lunes Tarde 18:00 3 cc Folltropin

28 de Junio Martes Mañana 6:00

Tarde 18:00

3 cc Folltropin

2 cc Folltropin

29 de Junio Miércoles Mañana 6:00

Tarde 18:00

Tarde 18:00

2 cc Folltropin

1.5cc Folltropin

2.0 cc Lutalyse

30 de Junio Jueves Mañana 6:00

Mañana 6:00

Tarde 18:00

1.5 cc Folltropin

2 cc Lutalyse

1.0 cc Folltropin

1 de Julio Viernes Mañana 6:00

Mañana 6:00

Tarde 18:00

1.0 cc Folltropin

Retirar CIDR

5.0 cc Fertagil

2 de Julio Sábado Mañana 6:00

Mañana 6:00

Tarde 18:00

Checar celo

1ª IA doble dosis

2ª IA una vez

9 de Julio Sábado Mañana 10:00 Extracción de embriones


2. Manejo de las receptoras

A las receptoras se les llevó un programa de estricto alimentación por un lapso de

tiempo de 30 días antes de iniciar el programa de selección y sincronización de

las mismas, a las cuales se les suministró sales minerales a todas las vaconas

como de costumbre para evitar alterar su nivel de estrés y tensión, así como

también mantener su estado nutricional ya que por un lado nuestros suelos son

pobres de nutrientes minerales, por ende los pastos, y por otro lado se

49

homogenizó el grupo de vaconas, las receptoras que estuvieron con condición

corporal baja se suministrómayor volumen de alimento más concentrado y las

receptoras que estén en condición corporal alta se les restringió su dieta; con el

fin de que no estén ni muy obesas ni muy delgadas sino mas bien en una

condición corporal entre 5 a 7 en una escala de 10.

3. Selección de las vaconas receptoras

En este paso de selección consideramos algunos factores importantes de los

cuales se disponía de 33.33% más de vaconas receptoras ya que mediante

palpación rectal descartamos las que no cumplieron sus requerimientos como:

útero infantil, vacona no cíclica, en esto fuimos estrictos para poseer resultados

satisfactorios.

En este caso el merito genético de la receptora es importante en lo que concierne

a su capacidad de mantener una preñez y su habilidad materna ya que ella está

destinada a completar el desarrollo del embrión que le es implantado hasta su

término y tener un parto exitoso con mínimas probabilidades de distocia y destetar

la cría con un desarrollo adecuado de ahí los parámetros a basarnos para esta

selección son fundamentalmente el tamaño y la edad de los animales, que estos

posean un aparato reproductivo anatómico y fisiológicamente en perfecto estado,

buena condición física, libre de enfermedades, buena fertilidad, calores regulares,

bien alimentada e identificada y animal joven.

Una vez realizada la preselección del grupo de receptoras procedimos a verificar

su etapa del ciclo reproductivo por medio del chequeo ginecológico en donde

seleccionamos únicamente animales que posean un cuerpo lúteo funcional y que

su aparato reproductivo esté en condiciones de perfecto estado; descartando a

animales recién ovulados, conquistes ováricos, quistes luteales, cérvix deforme.

Quedando pendientes los animales que se encuentren por ovular y que puedan

presentar celo los mismos días que las receptoras sincronizadas.

50

4. Diagnóstico y evaluación de Cuerpos Lúteos

La técnica subjetiva que se utilizó para el diagnóstico uterino y la evaluación de

cuerpos lúteos fue la de palpación rectal, método sencillo, práctico y económico.

Este método es utilizado para verificar y prevenir la presencia de ciertas

irregularidades en el aparato reproductor de la receptora como: piometras, quistes

ováricos, quistes foliculares, de igual forma podemos determinar la funcionalidad

ovárica, ausencia de tono uterino, ausencia de folículos e indispensable la calidad

del Cuerpo Lúteo.

La clasificación del Cuerpo Lúteo se califica en tres calidades o categorías:

• Calidad 1: mayor a 2.5 cm de diámetro.

• Calidad 2: igual a 2 cm de diámetro.

• Calidad 3: menor a 1.5 cm de diámetro.

La calidad 1 y 2 son cuerpos lúteos aptos para que la receptora sea transferida.

La calidad 3, un cuerpo lúteo no apto para que la receptora sea transferida.

Según, Anchondo. A., (2010), y Lozada. E., (2010), coinciden en el criterio y

aplicación de esta clasificación previo a la transferencia de embriones.

5. Sincronización de las receptoras

El miércoles 3 de agosto del 2011 se aplicó el dispositivo CIDR (P4) más 2cc de

Gestavec (P4) junto con 4 cc de Grafoleón (E2), esto permite sincronizar el

surgimiento de la onda folicular.

El jueves11 de agosto del 2011 se procedió a retirar el dispositivo CIDR (P4) y se

aplicó 2 cc de Grafoleón (E2), esto permite aumentar la detección y precisión del

estro, indispensable también la aplicación de Lutalyse (PGF2α) para la

degeneración o destrucción del cuerpo lúteo, la PGF2α, el mismo que tiene como

función la acción directa e indirecta causando la luteólisis o regresión del cuerpo

lúteo.

Para evaluar el efecto de la hormona gonadotropina sérica de la yegua preñada

(eCG) Se procedió a dividir a las 18 receptoras en 2 grupos, resultaría de 9

unidades experimentales para cada tratamiento (con eCG y sin eCG), el sorteo de

51

las receptoras para cada tratamiento fue al azar.A las receptoras destinadas para

la aplicación de eCG se les administródosis única de 400 UI.

En el caso del tratamiento control más eCG o mediante la aplicación de la

hormona se pretende mejorar la calidad en el desarrollo del cuerpo lúteo; como

consecuencia de ello se desea obtener un cuerpo lúteo vigoroso, con ausencia de

tono uterino y en lo posible sin la presencia de folículos; requisitos indispensables

para que una receptora sea apta para ser transferida.

El sábado13 de agosto del 2011 se administró 2.5 cc de Fertagyl (GnRH) para

disminuir el intervalo entre ovulaciones y Estricto control de calores de las

receptoras; registramossu identificación del arete, la fecha y la hora de haber

iniciado el celo de cada una de ellas, esto para mantener la sincronía con el

embrión a transferir y el orden de transferencia, ya que son aspectos importantes

para el éxito de la practica.

El sábado 20 de agosto del 2011 Transferencia de embriones, administración de 5

ml de Flunixin anti inflamatorio para evitar que produzca prostaglandinas por la

manipulación excesiva del tracto genital mas 2.5 cc de fertagyl.

El martes 3 de octubre del 2011 se realizó el diagnóstico de preñez a través de la

técnica subjetiva (palpación rectar).

En el cuadro 11, se detalla los pasos a seguir, para la sincronización de

receptoras, (tratamiento control y el tratamiento control más eCG).

52

Cuadro 11. PROTOCOLO CONTROL Y PROTOCOLO CONTROL MÁS GONADOTROPINA SÉRICA DE YEGUA PEÑADA

(eCG), UTILIZADO EN LA SINCRONIZACION DE RECEPTORAS PARA TRANSFERENCIA DE EMBRIONES.

TRATAMIENTO CONTROL TRATAMIENTO CONTROL + eCG

Agosto 2011 Mañana 8.00 am Junio 2011 Mañana 8.00 am

Miércoles 3 de Agosto CIDR (Implante) + 0.4cc. Grafoleón

(E2) i.m. + 2cc. Gestavec (P4)i.m.

Miércoles 22 de Junio CIDR (Implante) + 0.4cc. Grafoleón

(E2) i.m. + 2cc. Gestavec (P4)i.m.

Jueves 11 de Agosto Retirar implante + 2 cc.Lutalyse

(PGF2α) + 0.2cc. Grafoleón (E2)

Jueves 30 de Junio Retirar implante + 2 cc.Lutalyse

(PGF2α) + 0.2cc. Grafoleón (E2) +

2cc. Folligón (eCG) i.m.

Sábado 13 de Agosto 2.5 cc.Fertagil (GnRH) i.m. a cada

receptora + control de celos

Sábado 02 de Julio 2.5 cc.Fertagil (GnRH) i.m. a cada

receptora + control de celos

Sábado 20 de Agosto Transferencia de embriones + 2.5 cc

Fertagyl + 5 ml Flunixin

Sábado 09 de Julio Transferencia de embriones + 2.5 cc

Fertagyl + 5 ml Flunixin

Martes 3 de Octubre Diagnóstico de preñez Martes 23 de agosto Diagnóstico de preñez


53

6. Preparación de equipos y materiales

La preparación del equipo se realizó previo a todas las precauciones,lalimpieza

del lugar, desinfección del mismo, disponibilidad de agua, disponibilidad de luz

electica o un motor e indispensable la comodidad del lugar para el

desplazamiento del operador con un ambiente fresco, que proporcione sombra

evitando la luz solar directa; esta preparación se realizó con un día de anticipación

donde verificamos su funcionamiento y en lo referente a materiales dejamos todo

listo para la práctica del siguiente día a efectuar, con ello evitamos los

contratiempos en el transcurso de la transferencia.

7. Transferencia de embriones

Primeramente empezamos a ordenar los materiales necesarios para la práctica

cada cosa un su lugar lo más apropiado y cómodo posible, realizamos el chequeo

a las receptoras y con la ayuda de los registros de celos podemos verificar la

presencia de un cuerpo lúteo cuyo tamaño dependerá del día que haya pasado el

celo, coloreando con un marcador para ganado bovino al lado que se encuentra el

cuerpo lúteo y el embrión que ella va a llevar refiriéndose a una M para modula y

una B para blastocito.

Se procedió lavar el tren posterior con jabón y abundante agua, luego secarle con

una sanita o servilleta; después la desinfección con yodo y alcohol a la receptora

antes de colocar los 5 ml de anestesia sin epinefrina por día epidural y una vez

que perdieron el sentido en su parte posterior se procedióa la transferencia

propiamente dicha.

Para la transferencia en primera instancia seleccionamos el embrión a utilizar

tomando en cuenta su estadía; tratando de relacionar la sincronía del embrión con

la sincronía de la receptora, colocamos la pajilla en la pistola así también el

catéter y aseguramos a la pistola, de igual forma ponemos el chemisse o camisa y

protegemos el embrión con la sanita hasta pasar al transferidor, en donde con

ayuda de papel higiénico o sanita se limpió la vulva y se procedió a introducir la

pistola por vía vulvar, una vez que se llega a la cérvix se retiró el chemisse y

54

pasamos la pistola por la cervix; el punto donde se deposita el embrión es en el

último tercio del cuerno que anteriormente se palpo al lado donde se encuentra el

cuerpo lúteo bien desarrollado, si el embrión esta en mórula se colocara en la

parte terminal del último tercio del cuerno uterino, si está en estado de blastocito

se coloca al inicio del último tercio del cuerno uterino.

Seguidamente dejó administrando un anti-inflamatorio a las vaconas con mayor

manipulación prolongada recibió el tracto reproductivo en el momento de la

transferencia, esto es para evitar que produzca prostaglandina que conlleve a

provocar la muerte del embrión y por último la administración de GnRH.

Realizamos la anotación en los registros tanto del productor de la finca como de la

asociación de la raza en este caso de la raza Charolaise.

Esta técnica no quirúrgica trans-cervical depende de: Calidad del embrión,

estadio, sincronía embrión-receptora, calidad de la receptora, manejo del embrión,

técnica de congelado-descongelado y habilidad del técnico transferidor.

H. METODOLOGIA DE EVALUACIÓN

1. Determinación de celo

La determinación de celo se efectuó evidenciar con la ayuda de la del programa

de sincronización, la cual se diagnosticó a través de percepciones visuales tales

como secreción de moco transparente, vulva edematizada y roja, cola levantada,

nerviosa, muge frecuentemente,monta y se deja montar por las otras vaconas y

pérdida del apetito.

2. Palpación de ovarios

Se realizó por el método práctico y económico a través de palpación rectal la que

se calificó por medio de método subjetivo, la ciclicidad de los ovarios, tamaño de

los ovarios y en lo posterior el tamaño del cuerpo lúteo.

55

3. Determinación de preñez

El diagnostico de preñez se realizó a los 45 días post transplante la cual se

determinó por medio de la palpación rectal, este tiempo depende de la

experiencia del técnico.

El embrión implantado en la receptora, se afirma que:

El útero se encuentre en la pelvis, un ligero aumento del tamaño del cuerno donde

se aloja el embrión, los amnios tiene un tamaño semejante al de un pequeño

huevo de gallina, la membrana se desliza en cualquier cuerno y el cuerpo lúteo se

encuentra en el ovario adyacente al cuerno preñado.

56

IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

A. CARACTERISTICAS GENERALES DE LAS VACONAS RECEP TORAS.

1. Edad y peso corporal devaconas

Se reportó una edad promedio generalde 19.94 ± 0.28 meses de edad para las

vaconas que se utilizaron en el programa de transferencia de embriones, de tal

manera que las vaconas pertenecientes al grupo control presentaron una edad de

19.67 meses, mientras que las vaconas sometidas al tratamiento con eCG

presentaron una edad promedio de 20.22 meses. Por su parte el peso de las

vaconas pertenecientes al tratamiento control registraron un peso de 364.44 kg y

las vaconas tratadas con eCG presentaron un peso de 369.78 kg,

determinándose un peso promedio general de 367.11 ± 2.67 kg.

Según Alviar, J. (2010), el inicio de la vida reproductiva en bovinos charoláis se

considera a los 18 meses, las novillas llevadas al tratamiento fluctúa a la

recomendada. También se considera la madures somática, cuando la hembra

alcanza el 65 % del peso adulto a la madurez cronológica (edad), que al comparar

con la presente investigación se encuentra dentro de los estándares de la

raza,cuadro 12.

2. Condición corporal

Las vaconas que se sometieron a un proceso de sincronización para la

transferencia de embriones se calificó a través del método subjetivo, las cuales

registraron una condición corporal media de 5.72 ± 0.06/10 puntos, de esta

manera se puede mencionar que las vaconas pertenecientes al tratamiento

control registraron una condición corporal de 5.67/10 puntos siendo ligeramente

inferior a las que fueron tratadas con eCG registrando un valor promedio de

5.78/10 puntos, sin embargo de ello se puede mencionar que estas características

son apropiadas para un proceso de sincronización de estros, puesto que animales

muy obesos o muy flacos, podrían tener problemas reproductivos, haciendo que

57

esta condición extrema influya negativamente en la reproducción de la especie

bovina, cuadro 12.

Cuadro 12. CARACTERÍSTICAS GENERALES DE LAS VACONAS

RECEPTORAS DEL PROGRAMA DE TRANSFERENCIA DE

EMBRIONES.

Características Tratamientos

Media Sx Control eCG

Edad, (Meses) 19,67 20,22 19,94 0,28

Peso, (kg) 364,44 369,78 367,11 2,67

Condición Corporal, (Ptos) 5,67 5,78 5,72 0,06 Fuente:Llivicura, K. (2011).

B. EVALUACIÓN REPRODUCTIVA DE VACONAS RECEPTORAS CHAROLAISE

MEDIANTE LA UTILIZACIÓN DE LA GONADOTROPINA SÉRICA DE YEGUA

PREÑADA (eCG), PARA TRANSFERENCIA DE EMBRIONES

1. Presencia de celos

De las vaconas Charoláis que se sometieron al proceso de sincronización para la

transferencia de embriones, tanto las que pertenecen al tratamiento control como

las vaconas tratadas con eCG el 100 % de estas presentaron celos, por lo que se

puede mencionar que estos son los mecanismos para promover el proceso

reproductivo en las hembras bovinas y se pueda impulsar una procreación

eficiente, cuadro 13.

Según Carua, P. (2008), al evaluar el comportamiento de lotes de vaconas

vientres Holstein (mestizas y puras) en la recepción de óvulos fecundados,

determino del 95 al 100 % de celos en vaconas valor que se encuentra dentro de

los determinados en la presente investigación.

58

Cuadro 13. RESPUESTA REPRODUCTIVA DE VACONAS RECEPTORAS CHAROLAISE UTILIZADAS EN EL PROGRAMA

DE TRANSFERENCIA DE EMBRIONES.

Variables

Tratamientos

Media Significancia

( X2) Control eCG

Sincronización de Receptoras Presencia de celo, (%) 100,00 100,00 100,00 - Presencia de Cuerpo Lúteo

Ovario Izquierdo (%) 44,44 33,33 38,89 - Ovario Derecho (%) 55,56 66,67 61,11 -

Calidad de Cuerpo Lúteo 1 11,11 b 22,22 a 16,67 * Calidad de Cuerpo Lúteo 2 33,33 a 44,45 a 38,89 NS Calidad de Cuerpo Lúteo 3 55,55 a 33,33 b 44,44 ** Ausencia de Tono Uterino 66,67 a 66,67 a 66,67 NS Ausencia de Folículos 55,56 a 66,67 a 61,12 NS Transplante de Embriones Frecuencia de Vaconas Transferibles, (%) 44,44 b 66,67 a 55,56 ** Diagnóstico de Preñez Frecuencia Preñez, (%) 50,00 b 66,67 a 58,33 * Total Vaconas Preñadas, (%) 22,22 b 44,44 a 33,33 **

Fuente: Llivicura, K. (2012). Letras iguales no difieren estadísticamente. Según X2 (P<0.05 y P<0.01). **: Diferencia altamente significativa. *: Diferencia estadística. NS: No presentan diferencias estadísticas.

59

2. Presencia y calidad de cuerpo lúteo

El ovario derecho de las vaconas que fueron sometidas a eCG presentó mayor

funcionalidad que corresponde a 66.67 % de esta estructura ovárica (cuerpo

lúteo), siendo más funcional que el izquierdo, las cuales difieren significativamente

de las vaconas pertenecientes al tratamiento control, la cual se alcanzo 55.56 %

de cuerpos lúteos en el ovario derecho, de esta manera se puede observar que el

ovario derecho fue más funcional que el izquierdo, cuadro 13.

Según Condo, L. (1999), en el ovario derecho encuentra el 46.15 % y el izquierdo

en 20,78 % valores inferiores al registrado en la presente investigación, esto se

debe a que en el presente estudio se escogió únicamente vaconas de la raza

Charoláis y se promovió la funcionalidad de estos ovarios para que estos

presenten cuerpos lúteos.

a. Calidad de Cuerpo Lúteo 1

Esta calidad comprende a aquellos cuerpos lúteos superiores a un diámetro de

2.5 cm, en la presente investigación se determinaron diferencias estadísticas en la

frecuencia de este tipo de cuerpos lúteos (P<0.05), en los dos grupos

experimentales, alcanzándose una mayor frecuencia (22.22 %), en el grupo de

vaconas sometidas al tratamiento con eCG, mientras que las vaconas

pertenecientes al grupo control presentaron una frecuencia de 11.11 % de

cuerpos lúteos de esta calidad, gráfico 3.

Gráfico 3. Frecuencia de Cuerpo Lúteo Calidad 1 en vaconas receptoras

Charolaise, sincronizadas para transferencia de embriones mediante

la utilización de Gonadotropina Sérica de Yegua Preñada (eCG).

b. Calidad de Cuerpo L

La calidad de cuerpos lúteos con un di

diferencias estadísticas en la frecuencia de estos cuerpos lúteos entre los

tratamientos evaluados (P>0.05), registrándose la menor frecuencia (33.33%), en

el grupo de vaconas que pertenecieron al grupo control, mientras q

tratadas con eCG presentaron una frecuencia de 44.45 % de cuerpos lúteos de

esta calidad,gráfico 4.

0,00

5,00

10,00

15,00

20,00

25,00

CA

LID

AD

DE

CU

ERP

O L

UT

EO 1

encia de Cuerpo Lúteo Calidad 1 en vaconas receptoras



Calidad de Cuerpo L úteo 2

La calidad de cuerpos lúteos con un diámetro de 2 cm, no presentaron



el grupo de vaconas que pertenecieron al grupo control, mientras q


esta calidad,gráfico 4.

Control eCG

11,11

22,22

TRATAMIENTOS

60

encia de Cuerpo Lúteo Calidad 1 en vaconas receptoras



ámetro de 2 cm, no presentaron



el grupo de vaconas que pertenecieron al grupo control, mientras que las vaconas


22,22




c. Calidad de Cuerpo L

La frecuencia de la calidad de cuerpos lúteos inferiores a 1.5 cm presentaron

diferencias altamente significativas (P<

las vaconas pertenecientes al tratamiento control con 55.55%, mientras que el

grupo de vaconas sometidas al tratamiento con eCG presentaron una frecuencia

de 33.33% de cuerpos lúteos de esta calidad, gráfico 5.

0,00

5,00

10,00

15,00

20,00

25,00

30,00

35,00

40,00

45,00

CA

LID

AD

DE

CU

ERP

O L

UT

EO 2

Frecuencia de Cuerpo Lúteo Calidad 2 en vaconas receptoras



Calidad de Cuerpo L úteo 3


diferencias altamente significativas (P<0.01), determinando mayor frecuencia en



de 33.33% de cuerpos lúteos de esta calidad, gráfico 5.

Control eCG

33,33

44,45

TRATAMIENTOS

61





0.01), determinando mayor frecuencia en



44,45




3. Ausencia de tono uterino

Para esta variable no se registraron diferencias estadísticas (P>0.05),

determinándose una ausencia de tono uterino

pertenecientes al grupo

la sincronización. Lo que

considerando que los animales se hallen estrictamente vacios,

0,00

10,00

20,00

30,00

40,00

50,00

60,00

CA

LID

AD

DE

CU

ERP

O L

UT

EO 3




Ausencia de tono uterino


ausencia de tono uterino de 66.67 % tanto para las vaconas

pertenecientes al grupo control, como para las vaconas tratadas con eCG

la sincronización. Lo que brinda confianza para realizar la transferencia,

considerando que los animales se hallen estrictamente vacios,

Control eCG

55,55

33,33

TRATAMIENTOS

62





tanto para las vaconas

tratadas con eCGdurante

brinda confianza para realizar la transferencia,

considerando que los animales se hallen estrictamente vacios,gráfico 6.

33,33

Gráfico 6. Ausencia de Tono Uterino en vaconas receptoras Charolaise,

sincronizadas para transferencia de embriones mediante la ut


4. Ausencia de folículos

La ausencia de folículos en

de sincronización para la transferencia de embriones, no presentaron diferencias

estadísticas (P>0.05), entre los grupos experimentales, reportando un promedio

de 55.56 % para las vaconas del grupo control y 66.67 % para las va

tratadas con eCG. Lo que asegura la permanencia del cuerpo lúteo, que

0,00

10,00

20,00

30,00

40,00

50,00

60,00

70,00

AU

SEN

CIA

DE

TO

NO

UT

ERIN

O (

%)

Ausencia de Tono Uterino en vaconas receptoras Charolaise,

sincronizadas para transferencia de embriones mediante la ut


de folículos

sencia de folículos en los ovarios devaconasque se sometieron al proceso



de 55.56 % para las vaconas del grupo control y 66.67 % para las va


Control eCG

66,67 66,67

TRATAMIENTOS

63

Ausencia de Tono Uterino en vaconas receptoras Charolaise,



que se sometieron al proceso



de 55.56 % para las vaconas del grupo control y 66.67 % para las vaconas


66,67

permanecerá produciendo P4, para un adecuado mantenimiento de la gestación,

gráfico 7.

Gráfico 7. Ausencia de Folículos en los ovarios de vaconas receptoras

Charolaise,


5. Vaconas Transferibles

Para esta variable se determinó diferencias estadísticas (P<

se determinó la mayor frecuencia de vaconas transferibles en el grupo sometido al

tratamiento con eCG con 66.67 %, mientras que con una menor frecuencia

44,45%, se ubicó el grupo Control respondieron positivamente al proceso de

50,00

52,00

54,00

56,00

58,00

60,00

62,00

64,00

66,00

68,00

AU

SEN

CIA

DE

FOLÍ

CU

LOS

(%

)


Ausencia de Folículos en los ovarios de vaconas receptoras



Vaconas Transferibles

Para esta variable se determinó diferencias estadísticas (P<0.01), de esta manera



%, se ubicó el grupo Control respondieron positivamente al proceso de

Control eCG

55,56

66,67

TRATAMIENTOS

64


Ausencia de Folículos en los ovarios de vaconas receptoras

sincronizadas para transferencia de embriones mediante la


0.01), de esta manera



%, se ubicó el grupo Control respondieron positivamente al proceso de

66,67

sincronización, por lo que se puede mencionar que el suero de yegua preñada

causa efecto en el crecimiento folicular, efectiva taza de ovulación y

consecuentemente un cuerpo lúteo robusto y funcional en las hembras bovinas, ,

siendo necesaria su utilizació

Gráfico 8. Frecuencia de vaconas receptoras Charolaise Transferibles, por efecto


utilización de Gonadotropina Sérica de Yegua Preñada

Según Elsden, R. et al. (2005), al detallar el procedimiento para recolección,

división, congelación y transferencia de embriones bovinos, reporta que el 60 %

de las hembras receptoras tratadas son transferibles, mientras que el 40 % deben

necesariamente contin

relacionado al valor determinado con el tratamiento eCG, en la presente

investigación.

0,00

10,00

20,00

30,00

40,00

50,00

60,00

70,00

FREC

UEN

CIA

TR

AN

SFER

IBLE

S (

%)




siendo necesaria su utilización para mejorar la fertilidad de las

Frecuencia de vaconas receptoras Charolaise Transferibles, por efecto


utilización de Gonadotropina Sérica de Yegua Preñada




riamente continuar con un tratamiento hormonal, lo que se halla


Control eCG

44,44

66,67

TRATAMIENTOS

65




n para mejorar la fertilidad de las vaconas,gráfico 8.

Frecuencia de vaconas receptoras Charolaise Transferibles, por efecto






uar con un tratamiento hormonal, lo que se halla


66,67

6. Diagnóstico de preñez

La frecuencia de preñez presentó diferencias significativas (P<

más alta de preñez se registró en las vaconas tratadas con eCG con un promedio

de 66.67%, mientras que las vaconas del tratamiento control presentaron una

frecuencia de preñez de 50.00 %,

suero de yegua preñada de alguna manera influye en el proceso de transferencia

de embriones, quizá esta permita que el

papel en la producción de P4 y ella sobre el

presentando las mejor

donante, gráfico 9.

Gráfico 9. Vaconas receptoras Charolaise



Según Carua, P. (2008), las vaconas preñadas producto de la transferencia de

embriones se espera en promedi

la presente investigación, por

porcentaje de vaconas

alcanza el 70.2%, asimismo los resultados obtenidos en el presente estudio son

0,00

10,00

20,00

30,00

40,00

50,00

60,00

70,00

FREC

UEN

CIA

DE

PR

EÑEZ

(%

)

Diagnóstico de preñez

La frecuencia de preñez presentó diferencias significativas (P<



frecuencia de preñez de 50.00 %, lo que permite mencionar que la utilización de


de embriones, quizá esta permita que el cuerpo lúteo cumpla adecuadamente su

papel en la producción de P4 y ella sobre el tracto reproductivo de la hembra

presentando las mejores condiciones para el desarrollo del embrión de una vaca

Vaconas receptoras Charolaise Preñadas, por efecto de la




embriones se espera en promedio un 70 %, valor muy cercano al determinado en

la presente investigación, por Munar y asociados (2001), quien manifiesta que el

porcentaje de vaconas gestantes mediante transferencia de embriones frescos


Control eCG

50,00

66,67

TRATAMIENTOS

66

La frecuencia de preñez presentó diferencias significativas (P<0.05), la frecuencia



lo que permite mencionar que la utilización de


cuerpo lúteo cumpla adecuadamente su

tracto reproductivo de la hembra

embrión de una vaca

Preñadas, por efecto de la




o un 70 %, valor muy cercano al determinado en

Munar y asociados (2001), quien manifiesta que el

gestantes mediante transferencia de embriones frescos


66,67

67

súper inferiores a los sugeridos por Escribano, E. (2007), que manifiesta que el

porcentaje de vaconas gestantes con transferencia de embriones congelados

debe alcanzar el 60%.

Por su parte Gouveia, M. et.al., (2003), señalan que las tasas de concepción para

las vacas fueron de 41.9, 50.0, 25.0 y 20.9 para el grupo control y para las vacas

tratadas con eCG 200, 400 y 600 respectivamente, concluyendo que un aumento

en la concentración de progesterona, inducida por el tratamiento de eCG, no

mejoró las tasas de embarazo en los receptores de embriones transferidos. Por el

contrario, hubo una disminución en las tasas de concepción en los animales con

las más altas concentraciones de progesterona plasmática, resultados que son

inferiores a los determinados al utilizar eCG, dentro del programa de

sincronización.

7. Vaconaspreñadas en función del total de vacona s tratadas

Del total de vaconas que se utilizaron en el proceso de sincronización y

transferencia de embriones, el 22.22 % se diagnosticaron preñadas que

corresponde al tratamiento control, las mismas que difieren significativamente

(P<0.01), de las tratadas con eCG mediante la cual se alcanzo 44.44 % de

vaconas preñadas, siendo necesario indicar que respecto al total el porcentaje de

preñez, obtenido es relativamente bajo, gráfico 10.

Gráfico 10. Total de Vaconas receptoras Charolaise



Al respecto Mattos, M. etal.,

concepción en vacas Nelor

aplicar eCG el día 30 después de la ovulación (35,9 ± 5,5 y 33,5 ± 4,4,

respectivamente, p> 0,10) y en el día 60 (27,6 ± 4,9 y 26,7 ±

p> 0,10), valores que son inferiores a los d

investigación.

Por otro lado Alistair, G. et al., 2011, manifiestan que el porcentaje de vacas

Holsteindetectadas preñadas,

las vacas eCG, con u

resultados obtenidos en la presente investigación siguen siendo superiores,

referente al grupo tratado con eCG.

0,00

5,00

10,00

15,00

20,00

25,00

30,00

35,00

40,00

45,00

TO

TA

L P

REÑ

AD

AS

(%

)




Mattos, M. etal., (2010), en su investigación señala que las tasas de

concepción en vacas Nelore fueron similares al utilizar eCG y

día 30 después de la ovulación (35,9 ± 5,5 y 33,5 ± 4,4,

respectivamente, p> 0,10) y en el día 60 (27,6 ± 4,9 y 26,7 ± 3,9, respectivamente,

p> 0,10), valores que son inferiores a los determinados en la presente

Alistair, G. et al., 2011, manifiestan que el porcentaje de vacas

detectadas preñadas, no fue significativamente diferente entre el control y

las vacas eCG, con un promedio general de 24,2% de preñez, sin embargo los


referente al grupo tratado con eCG.

Control eCG

22,22

44,44

TRATAMIENTOS

68

Preñadas, por efecto de la



señala que las tasas de

e fueron similares al utilizar eCG y Grupo control al

día 30 después de la ovulación (35,9 ± 5,5 y 33,5 ± 4,4,

3,9, respectivamente,

eterminados en la presente

Alistair, G. et al., 2011, manifiestan que el porcentaje de vacas

no fue significativamente diferente entre el control y

n promedio general de 24,2% de preñez, sin embargo los


44,44

69

C. EVALUACIÓN ECONÓMICA DE LA SINCRONIZACIÓN DE VACONAS




La utilización del tratamiento con suero de yegua preñada permitió registrar el

mayor costo de preñez ($ 2047,51 USDA), sin embargo de ella el mayor

porcentaje de gestación permitió registrar un bajo costos puesto que cada vaca

preñada registra un costo 511,88 dólares americanos. Mientras que el costo total

del tratamiento control fue de 1536,51 equivalentes a 768,26 dólares por vacona

preñada, esto se debe al bajo porcentaje de preñez que se determino con el

tratamiento en mención.

Dentro del análisis económico se consideraron, los egresos determinados por los

costos de producción en los dos grupos experimentales y los ingresos obtenidos

en la venta de los animales obtenidos por transferencia de embriones que

actualmente está en el mercado, obteniéndose el indicador de beneficio costo

para los animales del grupo control, con un índice de 1,95 USD, lo que quiere

decir que por cada dólar invertido se tiene un beneficio neto de 0,95 USD,

posteriormente el índice de beneficio costo en el tratamiento con la hormona eCG,

alcanzo un índice de 2,93 USD, con un beneficio neto de 1,93 USD, esto indica

que la hormona gonadotropina sérica de yegua preñada causo efecto en las

respuesta reproductiva necesaria que debe reunir una receptora apta para ser

transferida con probabilidad efectiva de ser preñada, cuadro 14.

70

Cuadro 14. EVALUACIÓN ECONÓMICA DE LA SINCRONIZACIÓN DE VACONAS RECEPTORAS CHAROLAISE MEDIANTE

LA UTILIZACIÓN DE LA GONADOTROPINA SÉRICA DE YEGUA PREÑADA (eCG), PARA TRANSFERENCIA DE

EMBRIONES.

EGRESOS Control eCG N° Vacas 9 9 Costo por Vacas Sincronizada 121,48 132,48 Alimento/pasto 80 80 Alimento/balanceado 10,63 10,63 Mantenimiento de las instalaciones 10 10 Herramientas 5 5 Servicios Básicos 36 36 Productos veterinarios 4,4 4,4 Sal mineral 14 14 Mano de obra 140 140 Diagnóstico, Embriones y Transferencia de embriones 1115 1615

Total Egresos, USD 1536,51 2047,51

INGRESOS

Venta de animales obtenidos por TE 3000,0 6000,0

Total Ingresos, USD 3000,0 6000,0

Índice de Beneficio/Costo, USD 1,95 2,93


71

V. CONCLUSIONES

1. La preparación de vacas receptoras con el protocolo de la hormona eCG,

presentó el 100 % de presencia de celo, con el 66.67 % de cuerpos lúteos

funcionales, 22.22 % Calidad Uno y 44.45 % Calidad Dos, consecuentemente

menor frecuencia de folículos y ausencia de tono uterino, alcanzando un

mayor porcentaje de hembras bovinas transferibles correspondiente al 66.67

%.

2. La utilización del Suero de Yegua Preñada (eCG) en la sincronización de

receptoras, presentó el mayor porcentaje de vaconas preñadas (44.44 %),

mientras que las vaconas pertenecientes al grupo control alcanzó (22.22 %).

3. La mejor rentabilidad para el proceso de transferencia de embriones fue

determinada mediante la utilización de la hormona eCG, en la sincronización

de receptoras, obteniéndose el indicador de beneficio costo de 2,93 USD, lo

que indica que por cada dólar invertido en este proceso se obtiene un

beneficio neto de 1,93 USD.

72

VI. RECOMENDACIONES

1. El uso de la hormona gonadotropina sérica de Yegua Preñada, en la

preparación de receptoras dentro de los programas de Transferencia de

embriones; logró un mayor porcentaje de cuerpos lúteos funcionales 66.67 %,

así también de vaconas preñadas.

2. Es necesario disponer de bovinos hembras en buenas condiciones generales

tales como peso, edad, condición corporal en función del grupo genético de

los animales para tener una respuesta adecuada a un proceso de

reproducción artificial como la transferencia de embriones.

3. Realizar otras investigaciones que permitan evaluar diferentes compuestos

hormonales a fin de mejorar los índices reproductivos, especialmente en

bovinos adaptados en el trópico húmedo y sometido a este tipo de programas

reproductivos.

73

VII. LITERATURA CITADA

1. ALISTAIR, G. 2011. Respuesta de los ovarios y supervivencia de embriones

en vacas Holstein tratadas con hormona gonadotropina coriónica equina.

Universidad de California. Estados Unidos, pp 76-98.

2. ALVIAR, J. 2010. Manual Agropecuario, Tecnologías orgánicas de la granja

integral autosuficiente. Edit. LIMERIN. Bogotá – Colombia, pp 5-25.

3. BARCELÓ. M. RODRIGUEZ. F. Y ANCHONDO. A., (2010). Manual para

Transferencia de Embriones en Ovinos. Publicación de la Facultad de

Zootecnia y Ecología de la Universidad Autónoma de Chihuahua-México,

pp 12-32.

4. CARUA, P. 2008. Evaluación del comportamiento de lotes de vaconas

vientres holstein (mestizas y puras) en la recepción de óvulos

fecundados. Tesis de Grado. EIZ – FCP – ESPOCH. Riobamba –

Ecuador, pp 61-75.

5. CELADA. A, 2002. Relación Materna Fetal y Transferencia de Embriones. Sn

pp 589,670.

6. CONDO, L. 1999. Determinación del estado fisiológico de los ovarios en

bovinos primíparas y multíparas en Calci, Quimiag, Chambo y Tunshi.

Tesis de Grado. EIZ – FCP – ESPOCH. Riobamba – Ecuador, pp 47-54.

7. DURAN, N. et al 2003. Transferencia de Embriones y Equinos. 1er Tomo.

Edit, Latinoamericanos. Colombia, pp 6-56.

8. ELSDEN, R. y SIDEL, G. 1986 Procedimientos para Recolección, División,

Congelación y Transferencia de Embriones Bovinos, Boletin No. 2

Laboratorio de Reproduccion Animal Colorado StateUniversity. Fort

Collins, Colorado 80523. Traducido por Alfredo Serrano, D.V.M., Ph.D.,

pp 90-140.

74

9. GOUVEIA, M. et.al. 2003. Altas concentraciones de progesterona disminuyen

las tasas de embarazo en los receptores de embriones sincronizadas

con PGF2a y eCG. Instituto de Biociências, Universidade Estadual

Paulista-Brasil, pp 57-80.

10. HAPEZ. E, 1989 Manual Práctico de Inseminación Artificial y Transferencia

de Embriones sn. Bogota, Colombia. Edit., Alen Impresores, pp 34-49.

11. http// www.Isch.edu.cu/biblioteca/anuario.com, 1997, htm, (Tamayo et al

1997).

12. http//www.patrocipies.uson.mx/patrocipes/invpec/reproducción/R9.htm

(Zapien,2000).

13. LAMP, C. et al., 2009. Determinación de parámetros reproductivos utilizando

transferencia de embriones en cinco explotaciones bovinas de la

serranía ecuatoriana, pp 10-42.

14. MATTOS, M.et.al, 2010. Uso de la gonadotropina coriónica equina después

de la transferencia de embriones en vacas Nelore y cruzas receptoras.

Universidad Estadual Paulista-Brasil, pp 65-75.

15. PETERS. AR y DELETANG. F., 1987. Controlar la Reproducción es

Controlar el Futuro. Departamento Técnico CEVA SanteAnimale.

Europa, pp 10-24.

16. RAMIREZ. J. Y MILLER. B. (2004). Adelantos Biotecnicos en Reproducción

animal Aplicado a Bovinos de Carne. Universidad Autónoma de

Chihuahua-México, pp 5-83.

17. ROSARIO. 1983. Endocrinología Veterinaria y Reproducción. 4a 1ed

Traducido de ingles por I. F. Mcdonald. México. D. F. Edit.,

Interamericana, pp 2-10.

75

18. SANCHEZ. A., et al 2002. El Dispositivo Intravaginal para la Sincronización e

Inducción del Estro, de Fácil Aplicación. Chihuahua-México, pp 49-56.

19. WILLET. T., et al 1951. Copyright by Orad. W.D. y Sons Company Fort

Atkinson. Sn. Wisconsin 53538. Se. pp 100-166.

ANEXOS

Anexo 1. Prueba de hipótesis según X2, para la comparación de la frecuencia

de Vaconas que no presentan Tono Uterino, por efecto de la

sincronización para transferencia de embriones mediante la


Ha: La Frecuencia de Vaconas que no presentan tono uterino, por efecto de la

sincronización para transferencia de embriones mediante la utilización de

Gonadotropina Sérica de Yegua Preñada (eCG), difiere de los resultados

obtenidos en el grupo Control.

Ho: La Frecuencia de Vaconas que no presentan tono uterino, por efecto de la


Gonadotropina Sérica de Yegua Preñada (eCG), no difiere de los resultados


TRATAMIENTOS

POSITIVOS NEGATIVOS

X2Calc GL

X2Tab X2Tab

VO VE VO VE 0,05 0,01

CONTROL 66,67 66,67 33,33 33,33

eCG 66,67 66,67 33,33 33,33 0,00 1

3,84

NS

6,63

NS

CONCLUSIÓN: Ho: Aceptada

Anexo 2. Prueba de hipótesis según X2, para la comparación de ausencia relativa

de Folículos en los ovarios de Vaconas receptoras Charolaise, por

efecto de la sincronización para transferencia de embriones

mediante la utilización de Gonadotropina Sérica de Yegua Preñada

(eCG).

Ha: La ausencia relativa de folículos en los ovarios de Vaconas receptoras

Charolaise, por efecto de la sincronización para transferencia de embriones

mediante la utilización de Gonadotropina Sérica de Yegua Preñada (eCG),

difiere de los resultados obtenidos en el grupo Control.

Ho: La ausencia relativa de folículos en los ovarios de Vaconas receptoras


mediante la utilización de Gonadotropina Sérica de Yegua Preñada (eCG), no


TRATAMIENTOS

POSITIVOS

NEGATIVO

S X2Cal

c

G

L

X2Tab X2Tab

VO VE VO VE 0,05 0,01

CONTROL 55,56 61,12 44,44 38,89

eCG 66,67 61,12 33,33 38,89 2,60 1

3,84

NS

6,63

NS

CONCLUSIÓN: Ho: Aceptada

Anexo 3. Prueba de hipótesis según X2, para la comparación de la frecuencia de

la calidad de cuerpo lúteo en los ovarios de Vaconas receptoras

Charolaise Preñadas, por efecto de la sincronización para

transferencia de embriones mediante la utilización de

Gonadotropina Sérica de Yegua Preñada (eCG).

Ha: La Calidad de Cuerpo Lúteo presente en los ovarios de Vaconas receptoras


mediante la utilización de Gonadotropina Sérica de Yegua Preñada (eCG),


Ho: La Calidad de Cuerpo Lúteo presente en los ovarios de Vaconas receptoras


mediante la utilización de Gonadotropina Sérica de Yegua Preñada (eCG), no


CALIDAD CL1

TRATAMIENTOS

POSITIVOS NEGATIVOS

X2Calc GL

X2Tab X2Tab

VO VE VO VE 0,05 0,01

CONTROL 11,11 16,67 88,89 83,34

eCG 22,22 16,67 77,78 83,34 4,44 1

3,84

*

6,63

NS

CONCLUSIÓN: Ha: Aceptada

CALIDAD CL2

TRATAMIENTOS

POSITIVOS NEGATIVOS

X2Calc GL

X2Tab X2 Tab

VO VE VO VE 0,05 0,01

CONTROL 33,33 38,89 66,67 61,12

eCG 44,44 38,89 55,56 61,12 2,60 1

3,84

NS

6,63

NS

CONCLUSION: Ho: Aceptada

CALIDAD CL3

TRATAMIENTOS

POSITIVOS NEGATIVOS

X2Calc GL

X2Tab X2Tab

VO VE VO VE 0,05 0,01

CONTROL 55,55 44,44 44,45 55,56

eCG 33,33 44,44 66,67 55,56 10,00 1

3,84

*

6,63

**



Vaconas receptoras Charolaise Transferibles, por efecto de la



Ha: La Frecuencia de Vaconas receptoras Charolaise Transferibles, por efecto de

la sincronización para transferencia de embriones mediante la utilización de



Ho: La Frecuencia de Vaconas receptoras Charolaise Transferibles, por efecto de

la sincronización para transferencia de embriones mediante la utilización de



TRATAMIENTOS

POSITIVOS

NEGATIVO

S X2Cal

c GL

X2Ta

b

X2Ta

b

VO VE VO VE 0,05 0,01

CONTROL 44,44

55,5

6

55,5

6 44,45

eCG 66,67

55,5

6

33,3

3 44,45 10,01 1

3,84

*

6,63

**



Vaconas receptoras Charolaise Preñadas, por efecto de la



Ha: La Frecuencia de Vaconas receptoras Charolaise Preñadas, por efecto de la




Ho: La Frecuencia de Vaconas receptoras Charolaise Preñadas, por efecto de la




TRATAMIENTOS

POSITIVOS

NEGATIVO

S X2Cal

c GL

X2Tab X2Tab

VO VE VO VE 0,05 0,01

CONTROL 50,00

58,3

4

50,0

0 41,67

eCG 66,67

58,3

4

33,3

3 41,67 5,72 1

3,84

*

6,63

NS


Anexo 6. Prueba de hipótesis según X2, para la comparación de la frecuencia




Ha: La Frecuencia Total de Vaconas receptoras Charolaise Preñadas, por efecto

de la sincronización para transferencia de embriones mediante la utilización

de Gonadotropina Sérica de Yegua Preñada (eCG), difiere de los resultados


Ho: La Frecuencia Total de Vaconas receptoras Charolaise Preñadas, por efecto

de la sincronización para transferencia de embriones mediante la utilización

de Gonadotropina Sérica de Yegua Preñada (eCG), no difiere de los

resultados obtenidos en el grupo Control.

TRATAMIENTOS

POSITIVOS

NEGATIVO

S X2

Calc GL

X2Ta

b

X2Ta

b

VO VE VO VE 0,05 0,01

CONTROL 22,22

33,3

3

77,7

8 66,67

eCG 44,44

33,3

3

55,5

6 66,67 11,11 1

3,84

*

6,63

**


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