Conjunto de manuales

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RESPONSABLES: Ing. Cipriano Fuentes Verduzco MC. Francisco Ariel Camacho

Inzunza

Juan José Ríos, Ahome Sinaloa. a junio de 2008.

MC. Héctor Melesio Cuén OjedaRector de la Universidad Autónoma de Sinaloa

Med. Esp. Jesús Madueña Molina Secretario General de la Universidad Autónoma de Sinaloa.

MC. Cesar Arturo Palacios Mondaca Director de la Escuela Superior de Agricultura del Valle del Fuerte

MC. Artemio Herrera Inda Secretario Académico de la Escuela Superior de Agricultura del Valle del

Fuerte

Ing. Cipriano Fuentes Verduzco MC. Francisco Ariel Camacho Inzunza

Responsables del Laboratorio de Fisiología Vegetal

Juan José Ríos, Ahome Sinaloa. a junio de 2008.

INTRODUCCION

El propósito de este manual es preparar al alumno, guiarlo ya que irremediablemente se debe de contar con este manual de Fisiología Vegetal. El presente manual tiene como propósito que el alumno comprenda los procesos fisiológicos que suceden en las plantas, teniendo en cuenta el estudio de la fisiología vegetal I, recordando que esta estudia el funcionamiento de las plantas a nivel celular y a nivel comunidad, analiza y explica la forma en que los procesos y funciones que gobiernan su conocimiento y desarrollo, ocasionados por cambios en el ambiente como la luz y temperatura. También explica las funciones de cada órgano, tejidos, célula y organelo celular de plantas, así como la de cada constituyente químico.

Además, estudia la materia viva en un desarrollo progresivo desde los conceptos básicos hasta los más complejos ligados a las leyes físicas y químicas. Donde, el tamaño y la forma de una planta se debe en gran parte al numero, la morfología, por ejemplo los tejidos conductores de la planta están formados por células estructuralmente bien equipadas para el transporte de grandes cantidades de agua y sustancias nutritivas. Así mismo, la relación que existe entre la estructura celular y el funcionamiento de las hojas y las raíces de una planta.

La fisiología vegetal ayuda al hombre a entender la función de las plantas en su entorno, por lo tanto es parte fundamental de los conocimientos, avances más recientes en la agricultura y otros campos de la botánica. Para obtener información básica de cómo y por que las plantas crecen y se desarrollan; para conseguir y optimizar con ello un mejor manejo de los cultivos y ampliar las posibilidades en la producción de alimentos para el crecimiento desmedido de la población mundial.

Es importante contar con un manual de prácticas el cual guía al alumno sobre lo que va a realizar y conocer su metodología así como sus materiales, haciendo práctico su actividad en el laboratorio.

Algunas practicas explicadas requieren de un tiempo para su elaboración que va desde algunas horas hasta días, debiendo ser necesario prepararlas con anticipación por lo que es recomendable que se revise el manual para planear y preparar la practica; al final de cada practica el alumno deberá de concluir con sus palabras de los resultados obtenidos en cada una de ellas.

Se han introducido también aspectos metodológicos para que el estudiante se vaya familiarizando con la formalización de su trabajo y sobre todo para que pueda fundamentar y medir el alcance del conocimiento adquirido. Con esto, el estudiante será el encargado de analizar y valorar su trabajo, al finalizar la práctica tendrá que entregar un reporte haciendo una investigación bibliografica respecto al tema de la práctica realizada y concluirá

REGLAS DEL LABORATORIO

Estas reglas son necesarias y recomendadas para laboratoristas y alumnos

que participan en las prácticas:

1. El laboratorista se encarga de elaborar y publicar el horario de prácticas.

2. El laboratorista tendrá que usar y conservar limpio todo el material.

3. El laboratorista tendrá que estar puntualmente a la hora de la práctica y al

no poder realizarla, notificar a los alumnos un día antes de la suspensión

de la práctica.

4. El laboratorista deberá preparar un día antes el equipo y material para la

realización de cada práctica.

5. El laboratorista tendrá la suficiente autoridad para sancionar a los alumnos

que ocasionen y perjuicios en el laboratorio.

6. Asistencia de los alumnos a práctica: se pasará lista de asistencia al inicio y

término de cada sesión.

7. Disciplina: no introducir alimentos al laboratorio, atención durante la

explicación de la practica, tener cuidado con el material y equipo que se

utilice.

Normas de Seguridad Específicas en la Práctica

Tipo de peligro Como evitarlo Como proceder en casode un accidente

Quemaduras por fuego

Maneja las sustancias flamables del área del mechero.

No flamees con el mechero los matraces que contengan tales sustancias aún cuando están muy diluidas.

No prendas un mechero de gas con otro mechero.

Avisa de inmediato al instructor. Utiliza el botiquín de primeros auxilios.

La pomada de picrato se puede utilizar en caso de quemadas.

Inhalación de algún contaminante.

Mantener una distancia prudente del compuesto a degradar.

A destapar el recipiente que lo contiene, hazlo volcando la tapa hacia ti.

Dirígete de inmediato a un área abierta libre de los gases.

Da aviso de inmediato al instructor.

Incendio por el uso de lámpara de alcohol, en las preparaciones al microscopio.

Sigue las reglas de seguridad y las instrucciones del instructor.

No agites los mecheros y mantenlos en posición vertical.

No permitas que la cantidad de alcohol sobrepase las ¾ de capacidad del mechero.

Avisa de inmediato al instructor.

Trata de sofocar el incendio una bata de algodón es una buena herramienta para ello.

Sigue las instrucciones del extinguidor en aviso necesario.

EVALUACION DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO

1. El trabajo se realizará en equipo.

2. Las prácticas realizadas por los alumnos tendrá que evaluarse en base a

los siguientes requisitos:

a) Asistencia a prácticas, estas serán firmadas por el laboratorista.

b) La entrega del reporte de prácticas será individual y deberá ser

entregada a los 8 días de realizada, para ser calificada.

c) El contenido de reporte de práctica deberá contener: Hoja de

presentación (nombre de la institución, alumno, maestro del laboratorio,

maestro de la materia, materia, grupo y grado, fecha de entrega), Titulo,

introducción, material, metodología, resultados (dibujos y

observaciones) y conclusiones.

d) El reporte deberá entregarse en forma manuscrita y que presente

limpieza.

e) La calificación del laboratorio se realizará de la siguiente manera: Cada

práctica tendrá un valor del cero al diez, se promediaran en el total de

prácticas realizadas; además, se tomará en cuenta la asistencia y

disciplina.

f) Agregar una cuartilla de información referente al tema que se trate

(Investigación documental), con su respectiva cita bibliográfica.

La Investigación Documental, se define como el proceso por el cual se busca la

información a través de los centros de documentación, bibliotecas, Internet,

archivos y en general cualquier lugar donde se pueda encontrar documentos para

obtener los datos necesarios sobre el tema seleccionado.

Como citar información obtenida de libros:

Autor. Año. Titulo. Edición. Editorial. Paginas consultadas. País.

Ejemplo:

Devlin, R. M. 1982. Fisiología Vegetal. Cuarta edición. Ediciones Omega. Pp 45-

82. España.

Como citar información obtenida de revistas:

Autor. Año. Titulo del artículo. Nombre de la revista. Volumen o año o número.

Paginas del artículo. País.

Ejemplo:

Bernstein, L. 1963. Osmotic adjustment of plants to saline media. II. Dymanic

phase. Amer. Journal of Botany 50(4): 360.

Como citar información obtenida de Internet:

Internet: Autor. Año. Titulo. Fecha de consulta. Disponible en: se escribe la

dirección de la página donde se encuentra la información; en caso de no traer

autor se le pone anónimo.

PREPARACIÓN DE DISOLUCIONES: SOLUCIONES MOLARES

Introducción

La disolución es una mezcla homogénea, es decir, que consta de una sola fase formada por dos o más sustancias, cuyos componentes no pueden separarse por medios mecánicos, pero sí, en general, por destilación. El componente que está en mayor proporción se denomina disolvente, y los que están en proporción menor, soluto. Para identificar una disolución hay que indicar no sólo los componentes que la forman, sino también en qué proporción se encuentran. Por ello se recurre a especificar la concentración, que indica la cantidad de soluto disuelto en una cantidad fija de disolvente o de disolución. Ésta puede expresarse en: peso o en volumen, Fracción molar, Normalidad, Molalidad y la Molaridad, la cual es el número de moles de soluto contenidos en un litro de disolución.

Si una molécula gramo de una sustancia soluble en agua se disuelve en suficiente agua para formar un litro de disolución, se obtiene una solución molar (M) de esta sustancia. Un litro de solución molar contiene un número de moléculas del soluto disuelto igual al de Avogadro (número de moléculas existentes en un mol de cualquier sustancia; es igual a 6,02310 ²³). Por ejemplo, si se disuelven 180.16 g de glucosa en agua suficiente para preparar 1 litro de solución se obtendrá una disolución de glucosa de 1 M. Si se prepara 1 litro de solución con un peso doble de glucosa, se obtendrá una solución 2 M. Una disolución de glucosa 1 M contiene el número de Abogadro de moléculas de glucosa por litro, y una disolución 2 M contendrá un número doble de moléculas. Objetivo

Que el alumno sepa realizar soluciones molares de sacarosa y cloruro de sodio.

Material Agua destilada Balanza Azúcar Sal Probetas Agitador Papel Tabla periódica calculadora

Metodología

1. Se obtiene el peso molecular del cloruro de sodio (NaCl) y el azúcar (C12H22O11).2. Determinar el peso molecular (para obtener g/l) 3. Se pesa primero el recipiente, se suma el peso de sal, se hecha un poco de agua en

la probeta y la disolvemos.

4. Se pesa el otro recipiente, se suma el peso de sacarosa, se hecha un poco de agua destilada en la probeta y la disolvemos.

5. Una vez disueltos los solutos aforamos a 50 ml.

Resultados.Realice el dibujo correspondiente a lo observado y concluya.

DIFUSION: LEY DE GRAHAM

Introducción

Los procesos de difusión en general, así como la osmosis y la imbibición, están íntimamente ligados con la función esencial del transporte de agua y solutos, desde el punto de origen hasta el punto de actividad.

La dirección de difusión de una sustancia es determinada por la diferencia de su concentración en las diferentes partes del espacio disponible, cada sustancia se difunde independientemente de otras hasta que todas se encuentran distribuidas uniformemente. Aunque la dirección de la difusión no se altere, la velocidad e intensidad puede ser afectada por varios factores.

Debido al movimiento de las partículas estas se pueden distribuir uniformemente en el espacio disponible de tal manera que estas se moverán de una zona de mayor concentración a otra de menor concentración. La velocidad de este movimiento de difusión depende del gradiente, la cual está determinada por la diferencia entre las concentraciones de las sustancias en dos regiones y por la distancia que los separa.

La ley de difusión de Graham resume el siguiente principio: “Las velocidades de difusión de los gases son inversamente proporcionales a las raíces cuadradas de sus densidades”. Esta función de lo anterior se tiene la ecuación siguiente:

V 1

V 2

=√D2

√D1 Donde: V1 y V2 = Velocidad de difusión de los gases 1 y 2. D1 y D2 = Densidad de los gases 1 y 2.

Objetivo

El alumno estimará las velocidades relativas en las cuales el NH3 (amoniaco anhidro) y el HCL (ácido clorhídrico), se difunden el uno hacia el otro, con las velocidades que dependen de la masa o densidad de sus moléculas.Materiales1 tubo de cristal transparente de 30 – 60 cm de longitud

Pinzas Algodón Cinta o regla graduada 2 tubos de ensayo que contengan NH4OH y HCl Soporte universal con pinzas Jeringas hipodérmicas

Metodología

1. Se coloca el tubo de vidrio en posición horizontal sobre el soporte universal2. Se colocan tapones de algodón en ambos extremos del tubo3. Con las jeringas hipodérmicas se toman dos mililitros de NH4 y dos mililitros de HCl

con la otra jeringa.

4. Se colocan las jeringas en los extremos del tubo y se inyecta el contenido de tal manera que moje los tapones de algodón, esta operación debe de realizarse en forma simultánea. Con las dos jeringas.

5. Observe el tubo hasta que aparezca en forma nítida un anillo blanco, mida la distancia de los extremos al lugar en donde se formó el anillo. Compare sus resultados con la relación de la raíz cuadrada de los pesos moleculares del HCL y del NH3 (sustancia que se difunde del NH4OH).

Resultados

Realice el dibujo correspondiente a lo observado y concluya.

EFECTO DE LA PRESION OSMÓTICA EN LA GERMINACIÓN

Introducción

El paso de las moléculas al interior de las células está regido por la permeabilidad de las membranas, existiendo compuestos que penetran siguiendo las leyes de la difusión. Cuando las moléculas no penetran por difusión, lo hacen por osmosis. La presión osmótica es la fuerza que debe de aplicarse para impedir el movimiento del solvente hacia el lugar donde existe mayor concentración de soluto.

La imbibición de la semilla se da cuando en su interior existe mayor concentración de soluto que en el exterior, si esto no sucede, la semilla no se humedece y por lo tanto no germina. La germinación es el crecimiento y continuación del desarrollo del embrión hasta el momento de romper sus envolturas (pericarpio o testa) para que la radícula y el talluelo o gemula broten, la cual, comprende las siguientes etapas: imbibición, hidratación y activación de enzimas, división y extensión celular, resurgimiento (ruptura de la testa y emergencia de la plántula) y establecimiento de la plántula.

Objetivo

Que el alumno observe el efecto que tienen las soluciones de diversas presiones osmóticas sobre la germinación de las semillas

Material

o Cámara de germinacióno Termómetroo Soluciones de sacarosa y de cloruro de sodio de 0, 0.3, 0.5, 0.7 y 1.0 molaro Agua destiladao Papel filtroo Cajas petrio Semillas diversas: trigo, frijol y maíz

Procedimiento

1. Colocar en cajas petri dos círculos de papel filtro y se humedecen cada una de las diversas soluciones de sacarosa y de cloruro de sodio.

2. Poner dos repeticiones para cada concentración (0, 0.3, 0.5, 0.7 y 1.0 molar).3. Se continua con la colocación de las semillas, con la misma orientación, en las cajas

petri (maíz, frijol y trigo), con sus respectivas repeticiones.4. Colocar las cajas petri con las semillas en la cámara de germinación a 25 °C, sin luz.5. Cada 24 horas deberá tomar lectura del número de semillas germinadas, durante

cinco días.6. Deberá graficar los datos de concentración contra porcentaje de germinación.7. ¿Qué condiciones del suelo podrían evitar que germine la semilla, con respecto a la

presión osmótica?

INFLUENCIA DE LA TESTA EN LA VELOCIDAD DE IMBIBICION DE LA SEMILLA

IntroducciónLa imbibición puede ser considerada como un tipo especial de difusión, en ella el movimiento de

agua se realiza según su gradiente. Existen condiciones necesarias para que se realice, en la cual debe de existir un gradiente de potencial hídrico entre la sustancia que embebe y el liquido imbibiente y además, debe de existir cierta afinidad entre los componentes de la sustancia que se imbibe y el liquido imbibiente. Tanto en células vegetales vivas como en muertas se encuentra una gran cantidad de sustancias coloidales hidrofilicas las cuales presentan una gran atracción por el agua.

Los factores que afectan la imbibición son: la temperatura y presión osmótica de la sustancia que va ser imbibida; presencia de solutos en la sustancia que embebe lo que ocasiona una disminución de la velocidad de imbibición y la cantidad de agua absorbida. La imbibición es importante porque es el primer estadío en el proceso de la germinación ya que actúa ablandando las cubiertas e hidratando al protoplasma. Existen semillas que presentan una cubierta dura que impide la absorción de agua, por ejemplo: el durazno, nogal, ciruela, etc. Y en otras esta cubierta es totalmente permeable.

ObjetivoObservar el efecto de la testa en la velocidad de imbibición en semillas secas y determinar los

cambios de peso y volumen que resultan de la imbibición.

Material Balanza Navajas Probetas graduadas (100 ml) Papel filtro Semillas secas (habas, frijol, entre otras)

Procedimiento

Se pesan dos grupos de 25 semillas, procurando que posean casi el mismo peso, ambos casos. Clasificar las semillas como grupo “A” y grupo “B”.

Manejo del Grupo “A” (semillas sin testa): Quitar la testa, sin dañar al embrión Se pesan las 25 semillas sin testa Se determina el volumen y se anota Se pone a remojar las semillas sin testa Cada tres horas retire del agua a las semillas, séquelas con papel absorbente, se determina de

nuevo el volumen, se vuelven a secar y se pesan de nuevo y se colocan en agua nueva Esta operación se debe de repetir hasta que no haya aumento en el peso. Exprese los resultados en una grafica, donde el tiempo debe de colocarse en el eje horizontal y en el

eje vertical el aumento de peso y volumen registrado en cada pesada

Manejo del Grupo “B” (semillas con testa) Se pesan 25 semillas dejándose intactas Se determina el volumen y se anota Se pone a remojar las semillas sin testa

Cada tres horas retire del agua a las semillas, séquelas con papel absorbente, se determina de nuevo el volumen, se vuelven a secar y se pesan de nuevo y se colocan en agua nueva

Esta operación se debe de repetir hasta que no haya aumento en el peso. Exprese los resultados en una grafica, donde el tiempo debe de colocarse en el eje horizontal y en el

eje vertical el aumento de peso y volumen registrado en cada pesada

De los resultados que se obtengan de lo anterior, indique las observaciones entre el aumento de peso y volumen de ambos grupos de semillas.

IDENTIFICACIÓN Y DISTRIBUCIÓN ESPACIAL DE ESTOMAS

Introducción

Los estomas son pequeñas aberturas localizadas en ambas superficies (haz y envés) de la epidermis de las hojas. Se forman a partir de divisiones diferenciales en la protodermis. Las partes de un estoma incluye dos células oclusivas que generalmente poseen forma arriñonada y una abertura situada entre ellas denominado poro estomático. La función más importante de los estomas es la de regular la transpiración y el intercambio gaseoso.

La densidad, longitud y ancho de estomas pueden variar entre y dentro de una misma especie, esto puede ser ocasionado por la constitución genética del genotipo, ambiente (riego o temporal), interacción del genotipo con el medio ambiente, posición y lado de la hoja, intensidad de luz, altura de planta, etc., además, estos rasgos son altamente heredables y pueden manipularse con los métodos de mejoramiento genético de los cultivos.

En algunas plantas el número de estomas en la superficie abaxial frecuentemente excede al de la superficie adaxial y según la posición de las hojas en las plantas se encuentran más estomas en las superiores que en las inferiores. Además, las plantas presentarán mayor frecuencia estomática en las hojas expuestas al sol que a la sombra.

Objetivo

Identificar y localizar la distribución de estomas por el haz y el envés de hojas de diferentes especies vegetales.

Material

Microscopio Biológico

Portaobjetos

Cinta Scotch

Esmalte para Uñas (Transparente)

Etiquetas Autoadheribles (Pequeñas)

Lápiz

Hojas de Diferentes Especies Vegetales

Metodología

1. Seleccione una hoja que se localice en la posición intermedia de la planta.2. Muestrearla por el haz y por el envés en su parte basal, media y apical, en cada una de estas partes

agregue esmalte sobre la superficie con uno o dos brochazos para dejar una película delgada.3. Se deja reposar por cuatro minutos para que seque un poco el esmalte.4. Colocar un trozo de cinta scotch sobre la película de esmalte y procure presionar ligeramente.

5. Desprenda la cinta y obtendrá la cutícula con estomas.6. Pegar las muestras sobre el portaobjetos e identifique su muestra con una etiqueta y anote si

pertenece a la muestra del haz o del envés y de la parte basal, media y apical, fecha, equipo y grupo.7. Las muestras serán observadas al microscopio biológico a 10 X para localizar y 40 X para dibujar y

cuantificar el número de estomas.

Resultados y Conclusión

Realice el dibujo correspondiente a lo observado. ¿los estomas observados tanto por el haz como por el envés presentaron la misma distribución y número de estomas?

METODOS PARA MEDIR LA TRANSPIRACIÓNIntroducción

La transpiración consiste en la evaporación del agua a través de las membranas celulares y obedece a las leyes de la difusión, algunas moléculas de agua rompen la tensión superficial por la energía cinética de que están dotadas y escapan al ambiente, dado que este tiene por lo general menor que el de la hoja, es decir, existe un gradiente descendente entre la hoja y la atmósfera.

Los principales factores climáticos que influyen en la transpiración son el viento, humedad atmosférica y temperatura. Así pues, el aire cuanto más húmedo sea más se aproxima a la concentración de agua en la hoja y el gradiente será menor con lo cual disminuye la evaporación, no así un aumento de temperatura, que además de su efecto sobre la humedad relativa del aire, hace que las moléculas de agua tengan mayor energía cinética, y por lo tanto se muevan con mayor rapidez y con lo que aumenta la intensidad transpiratoria, respecto a la luz, al aumentar la intensidad de ésta, se eleva la temperatura interna de las hojas, y por lo tanto se acelera la perdida de agua ya que además se estimula apertura de los estomas.

Objetivo

Que el alumno observe un método simple y directo para medir la transpiración.

Material

Agua Vaso de Precipitado Material Vegetativo Pipetas Soporte Universal Ventilador Mangueras de Hule Secadora de Pelo Lámpara

Metodología

Se hace un potómetro rústico, para lo cual se utiliza un pedazo de manguera transparente de aproximadamente 50 cm de longitud y en un extremo se le coloca una pipeta graduada de 10 ml y se llena hasta que el agua en la pipeta esté en la graduación cero; se selecciona una rama de la planta que le indique su maestro (de preferencia de hoja ancha), esta se corta bajo el agua, para evitar la entrada de aire a través de los vasos; una vez hecho esto se coloca el tallo en el extremo de la manguera, con la ayuda de un trozo de manguera de hule, todo este procedimiento se realiza bajo el agua; una vez realizado esto se coloca en un soporte universal de tal forma que los extremos queden en un mismo nivel (formando una U).

A continuación se le aplican los siguientes tratamientos en un periodo de 15 minutos:

1. Rama en condiciones normales (al medio ambiente)

2. Rama con aire frío (ventilador)3. Rama con aire caliente (secadora de cabello)4. Rama con luz (Lámpara)

Discuta sus resultados.

TEORIA DE LA COHESIÓN – TENSIÓN

Introducción

El agua penetra en las plantas principalmente por el sistema radicular y se pierde gran parte por transpiración. El ascenso del agua en la planta, se explica sobre la base de la tensión que se genera en el xilema, y a las fuerzas de cohesión y adhesión de las moléculas de agua, el modelo adoptado se conoce como mecanismo de cohesión-tensión.

Este mecanismo consiste en que a medida que el agua se evapora, disminuye el de las paredes evaporantes, estableciéndose así una diferencia de potencial hídrico entre estas paredes y las que se sitúan un poco por detrás en el camino descrito, lo que genera un desplazamiento del agua hacia las superficies evaporantes, y la caída del se transmite al mesófilo y luego a las terminaciones del xilema foliar. A favor de este gradiente de , el agua sale del interior de los elementos xilemáticos, generando en ellos una presión negativa o tensión que, se transmite a lo largo del xilema, provocando el ascenso de la columna de agua, y provocando la caída del en el xilema de la raíz.

Mientras haya transpiración el de la raíz se mantendrá más bajo que en el suelo y la absorción de agua se producirá espontáneamente. Además, es físicamente imprescindible que la columna de agua se mantenga continua, para que la tensión del xilema se transmita hasta la raíz. La columna de agua se mantiene unida gracias a las potentes fuerzas de cohesión que atraen entre sí a las moléculas de agua. Por otra parte las fuerzas de adhesión de las moléculas de agua a las paredes de las traqueidas y los vasos son tan importantes, como la cohesión y la tensión, para el ascenso del agua.

ObjetivoQue el alumno observe el movimiento del agua en un sistema físico, para demostrar la teoría de la cohesión-tensión.

Material Agua Vaso de Precipitado Material Vegetativo Pipetas Soporte Universal Ventilador Mangueras de Hule Secadora de Pelo Lámpara

Metodología

Se hace un potómetro rústico, para lo cual se utiliza un pedazo de manguera transparente de aproximadamente 50 cm de longitud y en un extremo se le coloca una pipeta graduada de 10 ml y se llena hasta que el agua en la pipeta esté en la graduación cero; se selecciona una rama de la planta que le indique

su maestro (de preferencia de hoja ancha), esta se corta bajo el agua, para evitar la entrada de aire a través de los vasos; una vez echo esto se coloca el tallo en el extremo de la manguera, con la ayuda de un trozo de manguera de hule, todo este procedimiento se realiza bajo el agua; una vez realizado esto se coloca en un soporte universal de tal forma que los extremos queden en un mismo nivel (formando una U).

A continuación se le aplican los siguientes tratamientos en un periodo de 15 minutos:1. Rama en condiciones normales (al medio ambiente)2. Rama con aire frío (ventilador)3. Rama con aire caliente (secadora de cabello)4. Rama con luz (Lámpara)

Discuta sus resultados.

MEDICIÓN DE AREA FOLIAR POR EL METODO GRAVIMETRICO, INTERSECCIONES YMEDIDAS LINEALES.

Introducción

El área total de las hojas se describe como índice de área foliar. Este valor indica el número de unidades de área por unidad de área de terreno, sirve como indicador de la superficie disponible para la absorción de luz y suministra un denominador común para discutir el potencial fotosintético de un cultivo determinado y esto va depender de factores tales como: el tamaño y número de hojas, arreglo espacial de las mismas, a la densidad de población, distribución de las plantas, relación con la cantidad de a luz interceptada, fertilización, entre otras.

El índice de área foliar se registra en un estado especifico del crecimiento, por ejemplo 20 días de brote de plántulas, durante la floración, etc. y las comparaciones entre variedades se realizan en un mismo estado de desarrollo. Este índice proporciona además la base para obtener otros parámetros útiles en la descripción de la fotosíntesis de un cultivo, por ejemplo la duración de área foliar, utilizado para describir el tiempo durante el cual el área foliar es funcional en un medio ambiente con determinadas condiciones de radiación, fertilidad y/o períodos de sequía.

Existen varios métodos utilizados para medir el área foliar de las plantas, entre los cuales se encuentran: el método de medidas lineales, consiste en aplicar la siguiente formula: largo máximo por ancho máximo de la hoja por un factor de corrección; el método gravimétrico, consiste en trazar el contorno de cada hoja de la planta sobre un papel, recortarlo y pesarlo, el área de la hoja es calculada mediante el pesado de hojas de papel de área conocida y se aplica un a regla de tres para obtener el área foliar; método del conteo de intersecciones, este método utiliza una placa de vidrio, plástico u otro material sobre la cual se traza una red de líneas horizontales y verticales de tal manera que aparecen cierto número de intersecciones o cruces entre líneas; método electrónico, se utiliza un medidor electrónico digital que utiliza bandas, sensores y luz para obtener el promedio de área foliar en cm2 por planta o muestra.

Objetivo

Conocer tres métodos para medir área foliar en diferentes especies vegetales y definir cual es el más apropiado.

Material

Regla Lápiz Calculadora Balanza Tijeras Hojas de papel Hojas de plantas de sorgo y maíz. Placa de vidrio. Medidor electrónico de área foliar (área mater)

Metodología

1. Seleccione hojas de sorgo y de girasol.2. Medir el largo máximo y el ancho máximo de cada hoja y se aplica la formula: largo máximo por

ancho máximo por un factor de corrección. El factor de corrección varia según la especie: sorgo = 0.75 y maíz = 0.71 (método de medidas lineales).

3. Trazar el contorno de la hoja de sorgo y girasol sobre un papel y recórtela y pésela para obtener el área de la hoja; trazar un área conocida en una hoja de papel y pésela, por último se aplica una regla de tres para obtener el área de la hoja de sorgo y girasol (método gravimétrico).

4. Se coloca la hoja sobre la placa, se cuentan las intersecciones que tocan a la hoja y se sustituye en la relación siguiente: A = n X S

N Donde: A Área foliar; n Numero de intersecciones que tocan las láminas de las hojas; S = Superficie total de la placa., N = número total de intersecciones de la placa.

5. Encender el medidor electrónico y colocar la muestra sobre la banda para que por medio de luz y sensores determine el área foliar en cm2 (método electrónico).


DETERMINACIÓN DE CONTENIDO DE AGUA EN LOS DIFERENTES ÓRGANOS DE LAS PLANTAS

IntroducciónEl contenido de agua en los tejidos de las plantas se encuentra distribuida en forma variable, el cual

dependerá de su estado de desarrollo, tipo de tejido, estructura anatómica, de la función de cada órgano, edad, especie, así como también de la incidencia de luz, temperatura y suministro de agua.

En promedio el contenido de agua en los órganos vegetales oscila entre el 6 y el 90 %. El protoplasma contiene aproximadamente 85 – 90 % de agua, organelos con alto contenido de lípidos (cloroplastos y mitocondrias) poseen 50 % de agua; el contenido de agua en raíces expresado en peso fresco varia de 71 a 93 %, el de tallos es de 48 a 94 %, las hojas de 77 a 98 %, los frutos con 84 a 94 % y las semillas del 5 a 11 %; y la madera fresca (recién cortada) contiene alrededor del 50 % de agua.

En las plantas el agua cumple múltiples funciones ya que actúa como un vehículo por el cual la mayor parte de las sustancias entran y salen de las células y en donde se llevan a cabo muchas reacciones celulares. El agua es un agente químico que imparte estructura y orden a las moléculas biológicas así como a las interacciones entre ellas (importancia biofísica), además de utilizarse como fuente de los pares electrón-protón indispensable para el mantenimiento del proceso fotosintético (importancia bioquímica).

Objetivo Determinar y comparar las proporciones de agua con respecto a la materia seca de los diferentes órganos de las plantas.

Material

Balanza Pala Navaja Cuchillo Plumón Bolsas de papel estraza Perforadora de papel Agua corriente Plantas completas de maíz

Metodología1. Muestrear con la pala una planta completa de maíz por equipo.2. Lavar con agua la raíz para eliminar la tierra a lodo hasta dejarla limpia. 3. Con navaja o cuchillo separa cada una de las hojas del tallo.4. Con el cuchillo corte la raíz a la altura del cuello y realícele un corte transversal.5. contabilice el número de entrenudos que posee el tallo.6. Sí existe jilote o elote o mazorca y espiga indique en que nudo se localiza cada uno de ellos.7. Retirar del tallo el jilote, elote, mazorca y/o espiga.

8. Seccionar el tallo con el cuchillo en cada nudo y realíceles un corte transversal a cada trozo.9. Eliminarle al jilote o elote las hojas que lo envuelven y realícele un corte transversal, en

caso de ser mazorca, elimine las hojas y desgránela. 10. Se pesa cada uno de los órganos por separado para obtener el peso fresco. En caso de

existir jilote, elote y mazorca pesar por separado, envoltura, elote y grano.11. Colocar por separado cada uno de los órganos en bolsas de papel estraza previamente

perforadas y además deberá de identificar con la siguiente información: órgano, grupo, equipo, fecha y se grapan las bolsas.

12. Colocar las bolsas en la estufa a una temperatura constante de 70 °C 2 °C, durante el periodo de tiempo que se requiera para su secado.

13. Finalmente cuando estén secos los órganos de la planta de maíz se sacan de la estufa y se pesan en la balanza para obtener el peso seco.

Calcular el % de agua de cada órgano de la planta de maíz con la siguiente formula:

% deAgua= PF−PSPF

X 100 Donde: PF = Peso Fresco, PS = Peso Seco.

Resultados y Discusión

PRESION RADICAL

Introducción

La presión radical es una consecuencia de la endodermis en la raíz que se genera cuando no hay flujo de agua por transpiración, provocándose con ello una acumulación de aniones transportados por el agua absorbida en el xilema de la raíz como resultado de la actividad metabólica y moviliza el agua lentamente en forma vertical hacia arriba.

La importancia de esta presión radica en ser el mecanismo útil para llenar los vasos del xilema de las plantas, cuando se vacían durante el invierno, como el caso de plantas herbáceas en las cuales se interrumpe el flujo de agua durante días cálidos debido a que disminuye el contenido del agua en el suelo y se produce una presión radical durante la noche para llenar de nuevo de agua los vasos del xilema, al provocar con ello el suministro de agua en forma permanente.

La presión radical no explica por si sola el movimiento del agua hacia la cima de los árboles de porte alto, como es el caso de la mayoría de las confieras, al observarse en estas una clara ausencia de presión radical.

Objetivo

Que el alumno observe el fenómeno de la presión radical.

Material Plantas de calabaza en macetas Mangos de goma Tubo de vidrio Navaja o cuchillo Regla métrica Agua

Metodología

1. Previamente deberá de aplicarse un riego pesado a la maceta en la planta de calabaza.

2. Se medirá el tallo con regla métrica a una altura de ocho cm a partir del nivel del sustrato o suelo y se cortará este con la navaja o cuchillo.

3. Se unirá el tacón (tallo cortado) de la planta al tubo de vidrio con el mango de goma.

4. Observe el ascenso de la columna de agua en el tubo de vidrio ocasionada por la presión radical.

5. Registre en cm con la columna agua a los 30 minutos y a las 24 horas después de colocado el mango de goma con el tubo de vidrio.

Anote las observaciones y discuta sus resultados:

CONTENIDO DE AGUA EN GRANOS Y SEMILLAS

Introducción

El agua contenida en las semillas y granos se clasifica en tres tipos: agua de composición, esta entre las células químicamente unida a los elementos constituidos de las semillas; agua de adsorción, se encuentra ligada al material por atracción molecular; y agua de absorción, se localiza en los espacios intragranulares y en los poros del tejido vegetal, mantenida por fuerzas capilares.

El alto contenido de humedad de granos y semillas es disminuido mediante el proceso de secado, el cual consiste en disminuir el contenido de humedad al 12 ó 13 por ciento, para poder almacenarlos durante un periodo de tiempo determinado, al evitar con ello calentamientos por alto metabolismo y además evitar el ataque de insectos y hongos, con ello se mantiene su calidad.

Existen diversos métodos de secado para decidir el contenido de humedad en las semillas y granos como lo son: secado natural (secado en campo, al sol y al aire libre); y secado artificial (secado con aire, natural, calor suplementario y con aire caliente).

ObjetivoQue el alumno determine el contenido de humedad de semillas o granos mediante el secado en estufa.

Material Semilla o grano de maíz con humedad Cajas de aluminio con tapa Horno Balanza Pinzas Calculadora Termómetro Reloj

Metodología1. Se homogeniza la muestra de maíz2. Colocar en la estufa las cajas de aluminio con tapa (deberán de estar limpias) a una temperatura

de 130 °C durante una hora.3. Extraer las cajas de la estufa para:

Pesar en la balanza la caja con su tapa (anotar el valor) Pesar la caja con su tapa y con el grano o semilla la cual deberá de cubrir el fondo de la

caja (aproximadamente 14 g)4. Se regresan las cajas bien tapadas, con la muestra a la estufa a una temperatura de 130 °C

durante una hora5. A la hora de estar en la estufa se retiran y se pesan (anote el resultado)6. Con la siguiente formula aplique los resultados obtenidos, para determinar el porciento de

contenido de humedad (% CH) de la muestra:

%CH=P2−P3P2−P1

X100

Donde: P1 = Peso seco de caja + tapa. P2 = Peso seco de caja + tapa + grano o semilla húmeda. P3 = Peso seco de caja + tapa + grano o semilla después del secado.

Anote las observaciones y concluya.

GUTACIÓN

Introducción

La gutación es la perdida de agua por las plantas en forma liquida por exudación de gotas por los ángulos y puntas de las hojas, ramas e inclusive hasta la raíz la puede presentar. La gutación se lleva a cabo cuando la humedad ambiental es muy elevada, sobre todo durante las noches sin viento y frescas, después de un día de mucho calor, no pudiendo las plantas exhalar por vía estomática el exceso de agua acumulado en sus tejidos, la expelen en forma de gotitas por los órganos secretorios denominados hidatodos y estomas acuíferos, inducida por la presión de la raíz, generalmente cuando las plantas están turgentes.

En general los hidatodos y estomas acuíferos se encuentran en el extremo de los nervios y lóbulos de las hojas por lo cual representan una excelente salida para el agua ocasionada por la presión radical.

Objetivo

Observar el proceso de gutación y determinar las condiciones del medio que la favorecen.

Material

Campana de Vidrio

Grasa o Vaselina

Atomizador

Agua

Plántulas de Cereal o Tomate en Macetas

Metodología

1. Riegue muy bien una maceta ya sea con plántulas de cereal o de tomate2. Asperje la parte interior de la campana con agua utilizando el atomizador hasta que las gotas

resbalen. 3. Coloque la maceta en el interior de la campana, sobre la superficie plana y ponga la tapa sellándola

con grasa o vaselina. 4. Observe las hojas de la plántula después de 30 minutos y hasta que la gutación ocurra, ya que

puede ocurrir hasta las 24 horas.


DETERMINACIÓN DEL POTENCIAL HÍDRICO DE TEJIDOS VEGETALES

IntroducciónEl potencial del agua se basa en la energía libre del agua, siendo esta energía el parámetro

termodinámico que determina la dirección en la cual deben de ocurrir los cambios físicos y químicos y su capacidad para efectuar el trabajo.

En soluciones el potencial del agua está determinada por: la concentración de soluto disuelto y la presión de turgencia o hidrostática, la cual por su efecto sobre el componente de energía aumenta. Para el agua pura, el potencial es igual a cero. En los sistemas biológicos generalmente se expresa en una cantidad negativa y su unidad de presión en atmósferas o bares.

Ψw=Ψs+Ψp+Ψm .Donde :Ψw=psi ,PotencialdelAguaΨs=PotencialdeSoluto ,eselefectocausadoporlaconcentracióndesolutoΨp=Potencialdet urgenciaopresión deturgenciaΨm=PotencialMatrico , porloregularesinsignificanteygeneralmentenosetomaenconsideración

La actividad fisiológica de las células individuales y de las plantas enteras depende de varios factores, uno de ellos es el balance de agua.

El buen crecimiento de unas plantas es afectado al reducirse el contenido de agua de sus tejidos, con está practica se demostrarán algunos principios físicos que regulan el flujo neto de agua en sistemas osmóticos así como la familiarización de un método sencillo para medir el potencial de agua basado en el cambio de peso y volumen de tejido vegetal.

ObjetivoPracticar un método sencillo para determinar el potencial hídrico en tejidos vegetales y que

observe los cambios en peso y volumen que ocurren en tejidos vegetales sometidos a diferentes concentraciones osmóticas.

Material

Vasos de precipitado Balanza analítica Navajas Sacabocados Regla Papel filtro Agua Destilada Solución de sacarosa (0.1, 0.3, 0.5, 0.7 y 1.0 M) Solución de cloruro de sodio (0.1, 0.3, 0.5, 0.7 y 1.0 M) Material vegetal: papa y betabel

Procedimiento1. Prepare cada una de las concentraciones molares, incluido el testigo (agua destilada)

(0.1, 0.3, 0.5, 0.7 y 1.0 M), estas pueden variar la cantidad de acuerdo a como se lo indique su maestro de practicas y colóquelas en las cajas de petrí o vasos de precipitado.

2. Con la ayuda de un sacabocado de un centímetro de diámetro y de cuatro cm de longitud, se obtienen varios cilindros, para luego dividirlos en discos de 0.5 cm de grosor.

3. Estos se lavan rápidamente con agua destilada, se secan con papel absorbente y se pesan, rápidamente se sumergen en una de las soluciones

4. Se realiza la misma operación con las otras soluciones de tal forma que el total de discos provengan de un mismo tubérculo

5. Después de 30 minutos se sacan los discos da cada solución o concentración, se sacan con papel absorbente y se pesan.

6. Se presentan los datos tomados en una tabla con peso inicial, peso final y el cambio de peso y se reporta el porcentaje:

PorcientodeCambiodePeso=PesoFinal−PesoInicialPesoInicial

7. Realice o construya una grafica de cambio de peso en relación con la concentración de sacarosa y cloruro de sodio en solución

8. Indique cual es el valor del potencial hídrico en el tejido vegetal.9. Explique en forma general como fue el comportamiento del tejido en relación a las

distintas concentraciones, con respecto al testigo (agua destilada)

Manual de Prácticas de Fisiología Vegetal II:

Ing. Cipriano Fuentes Verduzco, MC. Fco. Ariel Camacho Inzunza.

UNIVERSIDAD AUTONOMA DE SINALOA

ESCUELA SUPERIOR DE AGRICULTURA DEL VALLE DEL FUERTE

DEPARTAMENTO DE FITOTECNIA

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RESPONSABLES: ING. CIPRIANO FUENTES VERDUZCO

MC. FRANCISCO ARIEL CAMACHO INZUNZA

Los Mochis, Ahome Sinaloa a Junio De 2008


Med. Esp. Jesús Madueña MolinaSecretario General de la Universidad Autónoma de Sinaloa.

MC. Cesar Arturo Palacios MondacaDirector de la Escuela Superior de Agricultura del Valle del Fuerte

MC. Artemio Herrera IndaSecretario Académico de la Escuela Superior de Agricultura del Valle del

Fuerte

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Ing. Cipriano Fuentes VerduzcoMC. Francisco Ariel Camacho Inzunza

Responsables del Laboratorio de Fisiología Vegetal

INTRODUCCION

El propósito de este manual es preparar al alumno, guiarlo ya que irremediablemente se debe de contar con este manual de Fisiología Vegetal. El presente manual tiene como propósito que el alumno comprenda los procesos fisiológicos que suceden en las plantas, teniendo en cuenta el estudio de la fisiología vegetal I, recordando que esta estudia el funcionamiento de las plantas a nivel celular y a nivel comunidad, analiza y explica la forma en que los procesos y funciones que gobiernan su conocimiento y desarrollo, ocasionados por cambios en el ambiente como la luz y temperatura. También explica las funciones de cada órgano, tejidos, célula y organelo celular de plantas, así como la de cada constituyente químico.

Este manual se realizo con la finalidad de mejorar el aprendizaje de los alumnos haciendo práctico el conocimiento adquirido en el aula y llevado acabo en el laboratorio, afirmando y reforzando lo ya adquirido. Es un instrumento practico ya que el alumno puede leer sus practicas que se van a efectuar y así llevar un claro conocimiento de lo que va a realizar en sus horas de practicas, afirmar en cuanto a su aprendizaje.

Dicho manual esta integrado por una serie de prácticas numeradas y ordenadas las cuales están llevan la secuencia de Fisiología Vegetal I, empezando por respiración celular, las cual comprende respiración aerobia y anaerobia, reguladores del crecimiento en las plantas, fotoperiodo en las plantas, Vernalización y floración, el reposo en plantas y semillas.

Es importante contar con un manual de prácticas el cual guía al alumno sobre lo que va a realizar y conocer su metodología así como sus materiales, haciendo práctico su actividad en el laboratorio.

Algunas practicas explicadas requieren de un tiempo para su elaboración que va desde algunas horas hasta días, debiendo ser necesario prepararlas con anticipación por lo que es recomendable que se revise el manual para planear y preparar la practica; al final de cada practica el alumno deberá de concluir con sus palabras de los resultados obtenidos en cada una de ellas.

Se han introducido también aspectos metodológicos para que el estudiante se vaya familiarizando con la formalización de su trabajo y sobre todo para que

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pueda fundamentar y medir el alcance del conocimiento adquirido. Con esto, el estudiante será el encargado de analizar y valorar su trabajo, al finalizar la práctica tendrá que entregar un reporte haciendo una investigación bibliografica respecto al tema de la práctica realizada y concluirá

Será importante que el maestro o encargado de laboratorio sea guía del trabajo que realizaran los alumnos sin que esto le reste libertad al estudiante para su realización y así se tendrá un trabajo de calidad y limpieza.

A pesar de angustia de elaborar un manual de practicas por que es una responsabilidad muy grande, hemos intentado introducir nueva información junto a la ya existida ampliando el material no es aquí donde termina la esta labor, estamos seguros que vendrán nuevas ideas, nuevos temas; se agradecerá el interés de cualquier persona que decida y quiera mejorar este material.

Un gran agradecimiento a Nuestra Universidad Autónoma de Sinaloa y a las autoridades de la Escuela Superior de Agricultura del Valle del Fuerte, por el apoyo brindado para llevar el curso, el cual nos ayudo a la elaboración de este manual.

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INDICE Pag.Directorio ……………………………………………………………………….. 2

Introducción……………………………………………………………………...3

Indice………………………………………………………………………………5

Programa de trabajo…………………………………………………………… 6

Practica 1. Identificación de Plantas C3 Y C4……………………………….. 6

Practica 2. Respiración: Prueba de Tetrazolio para detectar la Actividad

de las Deshidrogenasas, Viabilidad de la Semilla……………... 8

Practica 3. Respiración Aerobia y Anaerobia (fermentación)……………….9

Practica 4. La inundación y la formación de aerénquima en arroz…………12

Practica 5. Selectividad de Reguladores de Crecimiento Auxinas………...14

Practica 6. Selectividad de Reguladores de Crecimiento Giberelinas……..16

Practica 7. Selectividad de Reguladores de Crecimiento Citocininas……...17

Practica 8. Selectividad de Reguladores de Crecimiento Etileno…………..19

Practica 9 y 10. Importancia de la Luz en la Fotosíntesis y Respuesta

de las Plantas a Diferentes Longitudes de Onda……………. 21

Practica 11. Vernalización........................................................................... 24

Practica 12. Dormancia o latencia de la semilla……………………………...26

Bibliografía. ……………………………………………………………………...28

Anexos…………………………………………………………………………….30

Reglas del laboratorio…………………………………………………………… 30

Normas de seguridad especificas en la practica……………………………... 31

Evaluación de las practicas……………………………………………………...32

PROGRAMA DE TRABAJO

Practica 1. Identificación de Plantas C3 Y C4

Introducción

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En el reino vegetal se distinguen grupos de plantas con características fisiológicas, morfológicas y bioquímicas específicas para cada uno al ser el proceso fotosintético diferente en cada grupo y estos a su vez dependen del medio ambiente en donde se desarrolla la misma. En el proceso fotosintético de las plantas superiores existen diferentes formas de fijación del CO2 atmosférico y se dividen en tres tipos de plantas: C3, C4 y CAM xerófitas por medio del ciclo de Calvin. Una forma de diferenciar las plantas C3 y C4 es a través de su anatomía, ya que las plantas C3 presentan típicamente células de parénquima en empalizada mientras que las plantas C4 tienen células del haz de la vaina y células del mesofilo. Las plantas CAM muestran generalmente un patrón diurno en la formación del ácido orgánico; fijan el CO2 mediante un proceso modificado del tipo C-4 llamado metabolismo del ácido crasuláceo. Las plantas C3 poseen tasa bajas de actividad fotosintética altos puntos de compensación del dióxido de carbono, por ejemplo los cereales de grano pequeño, cacahuate, soya, frijol algodón tabaco, espinaca etc.; las plantas C4 poseen tasa altas de fotosíntesis neta, bajos puntos de compensación de dióxido de carbono y bajas tasas de fotorrespiración, por ejemplo maíz, sorgo, caña de azúcar, amarantos, etc.

Objetivo

El alumno Identificará plantas C3 y C4 a partir de la distribución del almidón en la lámina foliar.

Materiales

Hojas frescas de diferentes especies (C3, C4) Soporte universal Cristalizador Mechero o lámpara de lcohol Vaso de precipitado de 100 ml Alcohol al 80% Lugol Caja de petri Cerillos Agua corriente Pinzas Tela de asbesto Microscopio estereoscopico

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Metodología

1. Sumergir la hoja de las diferentes especies en agua hirviendo durante 1 min.2. Transferir las hojas a alcohol 80% en un vaso de precipitado. Posteriormente

colocar todo a Baño Maria hasta que todo el color desaparezca de las hojas.3. Colocar las hojas en una caja petri con agua que adquiera una consistencia

flexible.4. Tirar el agua y agregar unas gotas de lugol sobre las hojas. Después de 5

minutos lavarlas con agua corriente.5. Observar la coloración y su distribución en la lámina foliar por medio del

microscopio estereoscopico.

Resultados Realice los esquemas de las diferentes especies que se utilizaron, indique el área donde se tiñó el almidón y además indique cuales plantas son C3 o C4.

Practica 2. Respiración: Prueba de Tetrazolio para detectar la Actividad de las Deshidrogenasas, Viabilidad de la Semilla.

Introducción

Manual de Prácticas de Anatomía VegetalMC. Francisco Ariel Camacho Inzunza, Ing. Cipriano Fuentes Verduzco

La germinación en una semilla al inicio del crecimiento activo del embrión que resulta en la ruptura de la testa y emergencia de la nueva planta. Su viabilidad es el grado durante el cual esta viva; metábolicamente activa y posee las enzimas capaces de catalizar las reacciones necesarias para la germinación y crecimiento de la planta. Existen varias pruebas para determinar la viabilidad de la semilla, dentro de estas la prueba del tetrazolio es ampliamente utilizada y es un medio preciso de estimar la viabilidad de la semilla. Esta prueba distingue entre tejidos vivos y muertos del embrión en base a velocidades relativas de respiración, cuando las semillas están hidratadas. Aunque son varias las enzimas que se activan durante la respiración la prueba utiliza la actividad de las deshidrogenasas como un índice de la actividad respiratoria y viabilidad de la semilla. Las deshidrogenasas actúan en reacciones de oxido-reducción permitiendo la liberación de iones de hidrogeno que pueden reaccionar con las solución oxidada incolora de sal de tetrazolio, la cual cambia a formazán (rojo) cuando se reduce por los iones de hidrogeno.

Objetivo

Obtener el porcentaje de viabilidad y germinación de una especie mediante el patrón topográfico de tinción el embrión e intensidad de la coloración.

Materiales

Cajas petri Solución de cloruro de tetrazolio al 0.1%Semillas de diferentes especiesFrasco de vidrio con tapa Pinzas y agujas de disecciónMicroscopio de disección

Metodología

Dejar en imbibición dos lotes de semillas por 24 horas (lote “A” semillas de cosecha anterior; lote “B” semillas de reciente cosecha), corte ambos lotes longitudinalmente, abarcando el eje del embrión; deseche una mitad y la otra colóquela en una caja petri que contenga 3 ml de solución de cloruro de tetrazolio (el eje del embrión debe estar en contacto con la solución. Después de una hora con una aguja de disección voltee la mitad de la semilla de ambos lotes y observe si se ha coloreado. Cuente el numero de semillas coloreadas para obtener el por ciento de viabilidad para cada lote.

% de viabilidad = No. de semillas coloreadas X 100 No. total de semillas

Resultados y conclusión

Grafique los resultados y concluya.

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Practica 3. Respiración Aerobia y Anaerobia (fermentación)

Introducción

El azul de metileno tiene la propiedad de combinarse con el hidrogeno y perder su color durante este proceso. Si el hidrogeno se reemplaza por el oxigeno, el colorante adquiere y al mismo tiempo color azul de metileno como aceptor de hidrogeno y al mismo tiempo observar el cambio de color debido a una reacción química.

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Se recordara que el hidrogeno se libera normalmente durante la respiración que finalmente se combina con el oxigeno (respiración aerobia); cuando este ultimo no es accesible al organismo, el azul de metileno puede ser empleado como un aceptor de hidrógeno y si ocurre un cambio en la coloración (la deshidrogenacion del sustrato) se puede concluir que ha ocurrido la oxido – reducción.

Material

Tubo de ensayo Tubo de fermentación Levadura de pan Suspensión de levaduras en sacarosa al 5% Solución acuosa de azul de metileno al 0.05% Jugo de naranja Reactivo de Fehling o Benedict. Formol al 10 %

Objetivo

Demostrar primero que durante la respiración (anaerobia) hay desprendimiento de iones de hidrogeno, que serán los responsables del cambio de Ph hacia ácido y por lo tanto del cambio de color de la solución en segundo lugar, que durante la fermentación se produce la degradación de la glucosa.

Metodología

a) llenar hasta la tercera parte de un tubo de ensayo con una suspensión de levadura; añadir, a gotas la solución de azul de metileno, agitando hasta que el contenido del tubo azul claro dejar reposar 5 minutos y observar el resultado.

b) Después de haber hecho la observación anterior agitar el contenido del tubo y añadir 5 al. De formol al 10% agitar nuevamente y dejarlo reposar 5 minutos o mas (según sea Necesario), hasta que presente algún cambio.

c) En un tubo de ensayo poner 3ml de cualquiera de los siguientes jugos naranja, manzana, o uva agregar 10 gotas de reactivo de Fehling y calentar ligeramente.

d) En un tubo de fermentación poner jugo de naranja y agregar un poco de levadura, dejar reposar y una vez realizada la reacción, agregar 10 gotas de reactivo de fehling y calentar ligeramente.

Resultados y discusión

Anote las reacciones que sedan durante el proceso de la práctica.

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Practica 4. La inundación y la formación de aerénquima en arroz

Introducción

Durante el desarrollo de un aplanta puede ocasiones en que ésta éste sometida a periodos más o menos largos de exceso de agua, lo que lleva a un desplazamiento del aire del suelo y en consecuencia a una falta de oxigeno. La falta de oxigeno produce a su vez una inhibición del ciclo de krebs en la respiración y se acumula entonces ácido pirúvico, el cual se transforma mediante la formación de acetaldehído en alcohol, finalmente si el alcohol se acumula en exceso, pueden alcanzarse entonces niveles tóxicos que dañan a la raíz.

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Sabemos sin embargo que las plantas terrestres pueden diferenciarse por tolerancia al exceso de agua o inundación. Este tipo de tolerancia puede ser de dos tipos: tolerancia morfológica y tolerancia metabólica.

Con respecto al primer tipo de tolerancia puede mencionarse que en casi todas las plantas terrestres hay un flujo de O2 desde la parte aérea de la planta hasta las raíces, pero por lo general en las plantas tolerantes a la inundación la conductividad mayor se debe a que en el parénquima de estas raíces y tallos se presentan cavidades que forman canales por donde circula el aire, debido a esto el tejido se describe mejor con el nombre de aerénquima. Cuando una planta crece en condiciones de falta de oxigeno se ha observado que se presentan incrementos en los niveles de la enzima celulasa que comienza a destruir algunas de las células del parénquima para dar origen al aerénquima. En consecuencia si observamos unos cortes transversales de una raíz sometida a inundación y otros de una raíz con aireación, la primera presentara espacios vacíos carentes de células y la segunda presentara un parénquima uniforme sin orificios.

Objetivo

Observar cortes transversales de las raíces de una planta resistente a la inundación (con aerénquima) y de una planta con menor tolerancia a esta (con parénquima uniforme en la corteza).

Materiales

Raíces de arroz crecido en condiciones de inundación y de otra especie más susceptibles a esta (arroz y jitomate, por ejemplo).

2 navajas de rasurar Medula de saúco o trozos de papa 1 caja de petri 1 aguja de disección 2 portaobjetos 2cubreobjetos 1 gotero con solución de azul de toluidina

Metodología

Seleccione una porción de raíz que haya estado sometida a inundación y otra que haya tenido aireación. Colóquelas en medio de dos trozos de medula de saúco o de papa y haga cortes lo mas fino posible con la navaja de rasurar. Monte los cortes con agua en los portaobjetos y cubreobjetos. Observe las estructuras, diferenciando unas de otras tiñendo con el azul de toluidina.


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Practica 5. Selectividad de Reguladores de Crecimiento Auxinas Enraizamiento de Estacas y Dominancia Apical con Reguladores de Crecimiento: Auxinas en Frijol

Introducción

Las auxinas pueden sintetizar en el interior de la planta y que, a bajas temperaturas puede activar, inhibir o modificar cualitativamente el crecimiento y se agrupan en una serie de compuestos químicos naturales o sintéticos que causan diversos efectos biológicos a las diferentes especies vegetales. Las cuales desempeñan una función importante en la expansión de las células de tallos y coleoptilos, también estimulan la división celular, son efectivas para iniciar la formación de raíces en varias especies

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vegetales, sobre todo en especies con frutos con muchas semillas, elongación y diferenciación celular, tropismo y dominancia apical.

En estudios de cultivo de tejidos han demostrado que la auxina es indispensable para la división celular. La mayor parte de los tejidos vegetales son incapaces de desarrollarse en medios que no contienen auxinas. También se ha demostrado que la dominancia apical es causada por la auxina difundida a partir de la yema apical, que inhibe el desarrollo de las auxinas que se produce en el ápice del tallo. Un aspecto práctico de estas hormonas vegetales en la estimulación de la iniciación de las raíces.

Objetivo

El alumno determinará concentraciones de ANA (ácido alfa naftilacético) en la formación de raíces en estacas de frijol y dominancia apical en plántulas de frijol con (ácido indol-3acético).

Materiales

Enraizamiento de estacas Dominancia apical

Soluciones diluidas: ANA-5,10,20,30 mg/l Estacas de frijol Vasos de precipitado Navaja

Plántulas de frijol AIA 1 g/l en lanolina

Metodología

Enraizamiento de estacas

De plántulas de frijol se harán estacas de 10 cm de longitud con ayuda de una navaja; Se usarán 5 estacas por concentración de ANA y un testigo; Inmediatamente después se ponen en contacto con las diferentes concentraciones en 10 ml de solución; El tiempo de inmersión va a depender de la capacidad de absorción de las estacas; Una vez absorbidos los 10 ml de solución se le debe agregar agua suficiente para mantener vivas las estacas por un periodo de 10 a 15 días; por ultimo se observará el número y longitud de las raíces esto se realizará a los 15 días después de iniciada la práctica.

Dominancia apical

Las plántulas de frijol deberán poseer la primera hoja trifoliada totalmente expandida. Retire el ápice de dos plantas y aplique lanolina con y sin AIA. Colocar una planta como testigo, sin cortar el ápice permita que se desarrollen las plántulas y al cabo de un tiempo verifique el tamaño de yemas laterales.

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Resultados y Conclusiones.

Anote las diferencias que hay entre los tratamientos y el testigo.

Practica 6. Selectividad de Reguladores de Crecimiento Giberelinas

Introducción

Las giberelinas tienen efectos fisiológicos muy variados y difíciles de explicar. No obstante se conoce, al menos en un caso, el lugar de acción y se ha podido proponer una interpretación molecular, lo que es mas satisfactorio.

Las giberelinas son hormonas vegetales, una de las giberelinas más conocidas es el ácido giberélico (GA3).

El fenómeno que ha permitido descubrir las giberelinas es un estimulo del alargamiento del tallo y reducción de entrenudos.

ObjetivoDemostrar la estimulación del crecimiento y la inhibición del mismo con ácido giberélico y cicocel respectivamente.

Materiales

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Alargamiento y reducción de entrenudos

6 plantulas de frijol de 15 a 20 dias de germinadas Ácido giberélico 50 ppm Cicocel 5000 ppm 3 aspersores.

metodologia

Asperje cada tercer día tres veces lotes de 2 plantas con ácido giberélico, cicocel y agua destilada.Al cabo de 12 días después de los tratamientos mida la longitud de los entrenudos y cuente el número de estos para cada tratamiento.


Explique el resultado que obtuvo entre cada tratamiento. Y grafique.

Practica 7. Selectividad de Reguladores de Crecimiento Citocininas Introducción

Las citocininas son sustancias del crecimiento de las plantas que provocan la división celular.Muchas citocininas exógenas y todas las endógenas se derivan probablemente de la adenina una base nitrogenada de purina.A pesar de que pronto se hallaron muchos extractos vegetales que contenían sustancias con dicha actividad no fue hasta 1964 que por fin se pudo determinar químicamente la primera citosina natural denominado zeatina.

La benciladenina es el regulador que mas frecuentemente se aplica para retrasar la senescencia vegetal. Su acción consiste en mantener un alto nivel de síntesis de proteína retrasando la degradación de la clorofila y las proteínas reduciendo el ritmo de respiración y en general manteniendo el vigor de las plantas.

Objetivos

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1. Observar el efecto de la benciladenina (BA) sobre el envejecimiento de hojas de apio mediante la cuantificación de clorofilas.

2. observar el efecto de las aspersiones de BA sobre la ruptura de la dominancia apical.

3. Observar la ruptura de la dominancia apical en frijol

A) Retraso de la senescencia en hojas de apio.El trabajo se dividirá en dos partes en la primera se aplicara el regulador (BA) y en la

segunda se cuantificara la clorofila.

Aplicaciones de BA

a) De una planta de apio seleccione 4 hojas del mismo tamaño y apariencia, lávelos con agua destilada y escurramos.

b) Sumerja 2 hojas en la solución de BA (10 mg/l) durante 5 minutos. Sáquelas y sacuda el exceso de solución. Con BA en un vaso de precipitado con agua y en otro vaso las hojas testigos.

c) Coloque las hojas tratadas con BA en un vaso de precipitado con agua y en otro vaso las hojas testigo.

d) Repita este tratamiento 2 veces más cada tercer día, lo que hará un total de 3 aplicaciones.

e) Después de 15 días o cuando note diferencias marcadas realice sus mediciones de clorofila.

Cuantificación de clorofilas a, b y total

a) Pese 0.2 g de testigos (hoja) de uno de los tratamientos.b) Muela en el mortero adicionando 20 ml de acetona 80%. Procure extraer todo el

pigmento de forma que los restos de tejido queden blanquecinos.c) Filtre en el embudo con una gasa. Reciba el extracto en la probeta de 50 ml.d) Haga lecturas de absorbancia en el espectrofotómetro a 645 y 663 nm. Use

acetona 80% como blanco.e) Repita el anterior procedimiento para cada tratamiento.

Para calcular la cantidad de clorofilas substituye en las siguientes formulas:Mg clorofila a/g hoja = 12.7 (A663) – 2.69 (A645)X ___V__

1000 XWMg clorofila b/g hoja = 22.9 (A645) – 4.68 (A663)X ___V__

1000 XW Mg clorofilas totales/g hoja - 20.2 (A645) + 8.02 (A663)X ___V__

1000 XW

Donde: A 663= absorbancia a 663A645= Absorbancia a 645V= volumen final del extracto (20 ml)W=peso fresco en gramos del tejido (0.2 g)

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Con sus resultados llenen el siguiente cuadro:TRATAMIENTO CLOROFILA a CLOROFILA b CLOROFILAS

TOTALESTestigoBA 10 mg/L

Materiales

3 Plántulas de frijol de 2 semanas. Solución de BA 200 ppm + GA3 50 ppm + tween 0.5% (agente

humectante)

Metodología

A cada una de las plantas aplique lo siguiente:1) Aspersión con BA 200 ppm + GA3 50 ppm + tween 0.5%2) Aspersión con agua + tween 0.5%3) planta sin ápice el cual se corta

Resultados y discusiónAnote los resultados y discuta

Practica 8. Selectividad de Reguladores de Crecimiento Etileno

Introducción

El etileno producto natural del metabolismo vegetal, es la hormona más simple del crecimiento vegetal. El etileno es el único producto del grupo de compuestos volátiles producidos en cantidades apreciables en los tejidos vegetales.

Uno de los primeros efectos observados del etileno fue su estimulación de la germinación y el crecimiento en brotes. La apariencia de plantas de jitomate crecidas en suelos inundados es semejante a aquellos tratados con etileno.

En la actualidad se conocen muchas respuestas de las plantas directamente por etileno.

Senescencia de flor cortada.

Respecto al envejecimiento de las flores se ha observado que el clavel está controlado principalmente por etileno producido por la flor misma o por el smog de la contaminación atmosférica y que este acelera el marchitamiento de los pétalos.

En lo que ese refiere al mecanismo de acción se piensa que la plata es un agente anti-etileno que impide que este desencadene el proceso de envejecimiento.

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Formación de zona de abscisiónLa caída de loas hojas de una (s) capa (s) de células especializadas llamada zona de abscisión. Dependiendo de la especie esta zona de abscisión puede formarse muy temprano durante el desarrollo o solamente cuando alcanza la madurez.

ObjetivosControl de senescencia de flor cortada.

a) Medir el aumento de la vida en el florero de plantas de clavel tratadas con tiosulfato de plata.

b) Medir la disminución de la vida en el florero causada por un aumento de la concentración de etileno.

c) Inducir la formación de la zona de abscisión en explantas de frijol.

Materiales

Senescencia de flor cortada Inducción de la zona de abscisión12 claveles cortados Plantas de frijol de 20 a 24 dias de

germinadas (20)5 frascos de vidrio Etefón 0.25% en lanolina.Etiquetas Lanolina solaSolución de etefón a 50 ppm Cajas de petri (1)Solución de de tiosulfato de plata Agrolita

Aplicadores de vidrio (varilla de vidrio)

Metodologíaa) Control de la senescencia de flor cortada.

Aumento de la vida en el floreroEn este caso el tiosulfato de plata debe ser absorbido por el tallo de la planta por

tiempo determinado. Solo deben introducirse 3 plantas en la solución por 20 minutos y 3 plantas más por 40 minutos. Después de este tiempo sáquelas de la solución y enjuáguelas con agua corriente y colóquelas en los frascos de vidrio con agua. Ponga 3 plantas sin tiosulfato de plata en otro frasco como testigo.

Disminución de la vida en el florero.Coloque un poco de la solución de etefón en un frasco y ponga ahí 3 claveles.

Para cuantificar la vida de las flores se tomara como dato para cada tratamiento el número de días necesarios para que se marchite la primera flor. En general verifique la apariencia de sus plantas a partir del tercer día. Describa su apariencia.

b) inducción de la zona de abscisión

Uno de los métodos iniciales en los que prueban substancias que tengan capacidad de inducir la abscisión es el bioensayo de los explantes de frijol en los que se utilizan las porciones de la planta.

En este caso se va utilizar el etefón agregado a la lanolina aun cuando en forma comercial éste se utiliza en forma de soluciones liquidas, asperjándose.

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Se prosigue de la siguiente manera:a) Corte los explantes (20) de las plantas de frijol y divídalos en dos grupos de 10.b) Coloque la vermiculita en las cajas de petri y entierre allí la base de los

explantes.c) Coloque con las varillas de vidrio un poco de lanolina o de lanolina con etefón a

cada lote. Mantenga en la obscuridad. Para verificar si ha habido abscisión después de cierto tiempo presione suavemente con un lápiz los pecíolos.

Reporte el por ciento de abscisión a los 4, 7, 10 y 12 días de iniciado el ensayo, para cada tratamiento.


Práctica 9 y 10. Importancia de la Luz en la Fotosíntesis y Respuesta de las Plantas a Diferentes Longitudes de Onda

Introducción

La luz blanca se descompone en diferentes colores, donde el color es la longitud de onda cuando pasa por un prisma, y la longitud de onda es la distancia de pico a pico o de valle a valle. Por lo tanto la energía es inversamente proporcional a la longitud de onda. Longitudes de onda larga tienen menor energía que las cortas. La luz está constituida por radiaciones electromagnéticas de longitud de onda comprendidas entre 4.500 y 7.700, Å; para longitudes inferiores se entra en la zona del infrarrojo, y para superiores en la del ultravioleta. La luz natural (luz solar, luz blanca) contiene todas las longitudes de onda, la distribución de los colores en el espectro está determinado por la longitud de onda de cada uno de ellos. Donde la luz visible es una pequeña parte del espectro electromagnético, cuanto más larga la longitud de onda de la luz visible corresponde a la zona del rojo; así mismo las longitudes de onda corta están en la zona del violeta.

Mediante el proceso de la fotosíntesis las plantas verdes, con la presencia de la luz, transforman las sustancias inorgánicas (CO2 y H2O) en materia orgánica (carbohidratos), con la ayuda de la clorofila ubicada dentro de los cloroplastos, que atrapan la energía luminosa y la transforman en energía química, proceso muy necesario para que se lleve a cabo el crecimiento y desarrollo de la planta.

Los cloroplastos y la clorofila son los responsables del color verde de las plantas ya que generalmente éstas no pueden absorber la luz en el espectro de radiación correspondiente al verde y por lo tanto lo reflejan. Sin embargo, para que se desarrolle adecuadamente el pigmento de la clorofila, es indispensable que las plantas se encuentren expuestas a la luz ya que de otra manera las protoclorofilas no se transforman en clorofila y la planta no puede llevar a cabo el proceso fotosintético y por

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ende no hay producción de sustancias alimenticias (carbohidratos) y termina por perecer.

Objetivo

El alumno comprenderá la importancia que presenta la luz para que se lleve a cabo el proceso fotosintético en relación a la producción de materia orgánica, así como la producción de los pigmentos responsables de este proceso.

Materiales

Vasos de polietileno (1 kg) Semillas de frijol Tierra para germinación Navajas Agujas de disección Estufa Alcohol Agua destilada Vasos de precipitado Lámpara de alcohol Papel filtro Colador Bolsas de papel estraza Papel celofán de distintos colores

Procedimiento (la presente práctica se realizará en dos partes)

Se formarán tres equipos

Parte I

Metodología

Cada equipo llenará cuatro vasos con tierra para germinación, posteriormente sembrarán en cada uno de ellos 10 semillas de frijol y los regarán; de los cuatro vasos, colocará uno en el sol y otro se cubrirá de tal manera que no le penetre la luz del sol por ningún motivo, y los otros dos vasos serán cubiertos totalmente de papel celofán de distinto color. Deberá de regarlos con frecuencia (cuando lo requieran), para evitar se sequen y crezcan adecuadamente durante 20 días.

Después de los 20 días, se extraen 10 plantas de las macetas (debe de identificar las plantas que corresponden a cada tratamiento: luz, oscuridad y colores), se les elimina los restos de tierra y se separan las raíces, tallos y hojas con ayuda de una navaja, posteriormente se pesan en una balanza granataria para obtener su peso fresco (se anota), posteriormente se colocan por separado en bolsas de papel estraza y se colocan a secar en la estufa a 70 °C, durante 24 horas. Finalmente se retiran de la estufa y se pesan para obtener el peso seco (se anotan resultados). Para que realice el cálculo de la producción de biomasa por la planta es necesario que realice la operación de restar el peso seco al peso fresco de las plantas.

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Resultados

Anotar las conclusiones a las que llegó con esta práctica (crecimiento de las plantas de frijol con luz, oscuridad, colores y su producción de biomasa bajo estas condiciones).

Parte II

Metodología

En esta práctica se realizará la extracción de la clorofila y su separación de los otros pigmentos que se encuentran enmascarados por ésta. Las plantas de frijol que corresponden a cada tratamiento: luz, oscuridad y colores se identificarán y se les separarán las hojas del resto de la planta. Se vierte en un vaso de precipitado alcohol metílico (2 cm), se cortan en pedazos las hojas y se colocan sobre un colador en el vaso y se presionan. Cuando el líquido ha tomado un color verde oscuro se retira el colador y se sumerge un extremo de papel filtro el cual se debe de detener en la boca del recipiente. Se espera una o dos horas.

Resultados

Después de ese tiempo, deberá hacer las anotaciones correspondientes y sacar las conclusiones sobre lo observado, por ejemplo que colores se observan en el papel filtro, cual apareció mas pronto, etc.

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Practica. 11 Vernalización

Introducción Tratamiento de semillas, bulbos ó plántulas a bajas temperaturas (0º a 5ºC) para acelerar la floración de la planta.

La vernalización significa la promoción de la floración en cereales de invierno, en

tratamiento frío de la semilla en germinación; es decir, es la inducción de floración en

cualquier especie anual, bianual o perenne. Por ejemplo: el centeno y el zacate Ray

grass que son especies anuales de invierno deben de ser expuestos a bajas

temperaturas para que produzcan flores. La cebolla, betabel y zanahoria, que son

especies bianuales y que crecen vegetativamente el primer año, después son

vernalizadas por temperaturas de invierno y florean en la siguiente primavera. Estas

especies requieren una media de 1,000 a 2,000 horas de 5 °C, la cual, se puede lograr

artificialmente sembrando la parte subterránea, raíz tallo o bulbo, en un cuarto

refrigerado a una temperatura de 5 °C por aproximadamente 50 días con una humedad

relativa arriba del 85 %.

En plantas anuales, el crecimiento se inicia en primavera, las flores en verano y las

semillas se producen al llegar el otoño; En cambio, en plantas bianuales se presenta

distinto, porque se mantienen en estado vegetativo durante el primer año de su

crecimiento (la semilla germina y la planta crece vegetativamente formando una roseta),

en el invierno siguiente se amplia sus necesidades de frío y como resultado de eso, en

la primavera siguiente sus tallos se alargan y producen flores, después de la

fructificación la planta envejece y muere, si una planta bianual se le mantiene sin

tratamiento frío, puede crecer en forma vegetativa por años.

Objetivo

El alumno observará el efecto que tiene la Vernalización en semillas y bulbos d en

diferentes especies.

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Materiales

Vasos de poliestireno

Refrigerador

Agua

Sustrato fértil

Bulbos de cebolla y tulipán holandés

Semillas de diferentes especies

termómetro

Metodología

Se ponen las semillas y bulbos en refrigerador de -5, 0, 5 ºC durante siete días, se

pondrán tres repeticiones de cada tratamiento, incluyendo un testigo, luego se

sembrarán en los vasos con sustrato fértil, se regarán y se colocarán en el vivero de

ornamentales, donde se les dará el manejo agronómico adecuado para su crecimiento y

desarrollo.


Anote los resultados obtenidos y Grafique.

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Practica 12. Dormancia o Latencia de la Semilla

IntroducciónLa dormancia de la semilla, es una condición física o fisiológica de una semilla viable que impide su germinación aunque se les proporcionen las condiciones adecuadas de sustrato húmedo, aireado y temperatura (20-25 °C).Entre las especies que presentan latencia se encuentran las semillas de pastos, leguminosas algunas semillas de hortalizas y la mayoría de las semillas de árboles y arbustos.Durante el ciclo de vida de una planta, esta puede producir un gran número de semillas sin embargo, puede ser que inicialmente no todas germinen, así mismo cuando una semilla madura se le dan condiciones para germinar esto es, suficiente humedad, temperatura y oxigeno adecuados, y falla en llevar a cabo su germinación, puede ser debido a la perdida de viabilidad o presencia de latencia.Las semillas con latencia son semillas viables que pueden ser inducidas a su germinación mediante algún método. Esta latencia en las semillas es un mecanismo que les permite retardar su germinación hasta que el tiempo y el lugar sean adecuados, considerándose de esta manera una habilidad. Sin embrago, se considera también a la latencia como falla de las semillas viables en continuar su germinación bajo condiciones favorables, debido a una condición física o fisiológica en la semillas que la presentan para la germinación. Las principales causas de esta latencia en semillas son:

Impermeabilidad de las cubiertas al agua.

Requerimientos específicos de frió o luz.

Presencia de inhibidores químicos.

Inhabilidad para romper la cubierta.

OjetivoObservar presencia de latencia en diferentes especies, ver las características que presentan las semillas latentes en estas especies, identificar la causa y probar diferentes métodos para romper esta latencia.

Materiales Muestras de semilla de Gliycine max, Medicago sativa, Triticum aestivum, opuntia ssp, Vitis vinifera, y Malus domestica.

Metodología: poner en germinación de acuerdo a lo siguiente.

Gliycine max, 2 rep. De 50 a 25ªC por 5 dias.Medicago sativa, 1 rep. De 50 a 25ªC por 5 diasTriticum aestivum, 4 rep. De 50 a:

25ºC X 7 dias5º-10ºC X 7dias 25ºC X 5diasGA3 0.05% 5diasGA3 0.1% 5dias

Opuntia ssp, 1 rep. De 10 semillas a:5º-10ºC X 7 dias +H2 SO4 concentrado por 30 min.Y sembrar en suelos a 25ºC.

Vitis vinifera 1 rep. De 5 semillas. Con:Escarificación mecánica, sembrar a 20ºCEscarificación con H2 SO4 concentrado por 30 min. Y sembrar a 20ºC

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Malus domestica 1 rep. De 5 semillas a 20ºC

Resultados Identificar que especies presentaron latencia y su causa de acuerdo a las características que presenten las semillas latentes y a los tratamientos. Reportar los resultados y discutir el efecto de los tratamientos.

ANEXOS


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Estas reglas son necesarias y recomendadas para laboratoristas y alumnos que

participan en las prácticas:

8. El laboratorista se encarga de elaborar y publicar el horario de prácticas.

9. El laboratorista tendrá que usar y conservar limpio todo el material.

10.El laboratorista tendrá que estar puntualmente a la hora de la práctica y al no

poder realizarla, notificar a los alumnos un día antes de la suspensión de la

práctica.

11.El laboratorista deberá preparar un día antes el equipo y material para la

realización de cada práctica.

12.El laboratorista tendrá la suficiente autoridad para sancionar a los alumnos que

ocasionen y perjuicios en el laboratorio.

13.Asistencia de los alumnos a práctica: se pasará lista de asistencia al inicio y

término de cada sesión.

14.Disciplina: no introducir alimentos al laboratorio, atención durante la explicación

de la practica, tener cuidado con el material y equipo que se utilice.

Normas de Seguridad Específicas en la Práctica


Maneja las sustancias Avisa de inmediato al

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flamables del área del mechero.

No flamees con el mechero los matraces que contengan tales sustancias aún cuando están muy diluidas.


instructor. Utiliza el botiquín de primeros auxilios.

La pomada de picrato se puede utilizar en caso de quemadas.

Inhalación de algún contaminante.












EVALUACION DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO

3. El trabajo se realizará en equipo.

4. Las prácticas realizadas por los alumnos tendrá que evaluarse en base a los

siguientes requisitos:

g) Asistencia a prácticas, estas serán firmadas por el laboratorista.

h) La entrega del reporte de prácticas será individual y deberá ser entregada a

los 8 días de realizada, para ser calificada.

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i) El contenido de reporte de práctica deberá contener: Hoja de presentación

(nombre de la institución, alumno, maestro del laboratorio, maestro de la

materia, materia, grupo y grado, fecha de entrega), Titulo, introducción,

material, metodología, resultados (dibujos y observaciones) y conclusiones.

j) El reporte deberá entregarse en forma manuscrita y que presente limpieza.

k) La calificación del laboratorio se realizará de la siguiente manera: Cada

práctica tendrá un valor del cero al diez, se promediaran en el total de

prácticas realizadas; además, se tomará en cuenta la asistencia y disciplina.

l) Agregar una cuartilla de información referente al tema que se trate

(Investigación documental), con su respectiva cita bibliográfica.

La Investigación Documental, se define como el proceso por el cual se busca la

información a través de los centros de documentación, bibliotecas, Internet, archivos y

en general cualquier lugar donde se pueda encontrar documentos para obtener los

datos necesarios sobre el tema seleccionado.

Como citar información obtenida de libros:

Autor. Año. Titulo. Edición. Editorial. Paginas consultadas. País.

Ejemplo:

Devlin, R. M. 1982. Fisiología Vegetal. Cuarta edición. Ediciones Omega. Pp 45-82.

España.

Como citar información obtenida de revistas:

Autor. Año. Titulo del artículo. Nombre de la revista. Volumen o año o número. Paginas

del artículo. País.

Ejemplo:

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Bernstein, L. 1963. Osmotic adjustment of plants to saline media. II. Dymanic phase.

Amer. Journal of Botany 50(4): 360.

Como citar información obtenida de Internet:

Internet: Autor. Año. Titulo. Fecha de consulta. Disponible en: se escribe la dirección de la página donde se encuentra la información; en caso de no traer autor se le pone anónimo.

Anónimo. s/f. Histología vegetal. Junio de 2008. Disponible en: http://www.geocities.com/plantasperunn/web_bot/HISTOLOGIA.htm

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Cipriano Fuentes VerduzcoFrancisco Ariel Camacho Inzunza

MC. Héctor Milesio Cuén OjedaRector de la Universidad Autónoma de Sinaloa

Med. Esp. Jesús Madueña MolinaSecretario General de la Universidad Autónoma de Sinaloa.

MC. Cesar Arturo Palacios MondacaDirector de la Escuela Superior de Agricultura del Valle del Fuerte

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MC. Artemio Herrera IndaSecretario Académico de la Escuela Superior de Agricultura del Valle del Fuerte

Ing. Cipriano Fuentes VerduzcoMC. Francisco Ariel Camacho Inzunza

Responsables del Laboratorio de Citogenética

INTRODUCCION

La Citogenética, es la ciencia que estudia las funciones físicas y químicas de la célula y sus organelos, principalmente a los cromosomas, al estudiar su estructura y su relación con la herencia (tendencia de los seres vivos a transmitir sus características a la siguiente generación) y variación (tendencia de los seres vivos a diferenciarse entre sí). Su finalidad es de estudiar las causas que provocan variabilidad, estudiándola de la base misma de la herencia, lo cual contribuirá en el avance científico de la genética y por lo tanto en el desarrollo de las técnicas en el mejoramiento de las especies.

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Existen dos tipos de células: las procarióticas, son células primitivas, donde los componentes metabólicos y hereditarios están mezclados (bacterias); y las Eucarióticas, en estas células el material hereditario está aislado de los componentes metabólicos en un organelo llamado núcleo, rodeado por una membrana, que se localiza en el centro de la célula (célula vegetal y animal). La célula vegetal posee pared celular, plastos, vacuolas, y la célula animal posee membrana plasmática y centríolos; y ambas poseen retículo endoplásmico liso y rugoso, ribosomas, sistema de golgi, mitocondrias, núcleo y nucléolo.

Uno de los principales organelos de las células es el núcleo ya que es el centro de control primario de todas las actividades celulares, es decir, dirige todas las actividades de la célula (reproducción, herencia, nutrición y regeneración) y en él se lleva a cabo la replicación del ADN y síntesis de proteínas. Los organelos nucleares llamados cromosomas son de estructura compleja formados por una fibra de cromatina que contiene doble hélice de ADN y proteínas de bajo peso molecular llamadas histónas y proteínas ácidas (no histónicas), estos tres componentes forman la cromatina, también poseen minerales como el calcio y el magnesio, enzimas y RNA; en su interior se encuentran los genes. La función de los cromosomas es la de transmitir la herencia de generación en generación, ya que son estos los que contienen la información genética codificada y mantienen su misma estructura de una generación a otra.

La importancia de los cromosomas radica en que se les pueden aplicar técnicas y tecnologías de la ingeniería genética, para ocasionar con ello mutaciones, modificaciones y/o alteraciones en los individuos, aprovechadas para mejorar las especies, que pueden ser benéficas o malignas; con ello contribuir en el avance de la biotecnología al utilizar la clonación y la formación de organismos transgénicos resistentes a plagas, enfermedades, estrés hídrico, salinidad, además, producir nuevos híbridos con alto rendimiento y contenido de proteínas (granos, semillas, hortalizas, frutales), además, ganado con mayor producción de carne. Para con esto aumentar la producción de alimentos que demanda la población mundial.

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Citoplasma

Introducción

El citoplasma también es llamado matriz citoplásmica o plasma fundamental, tiene una consistencia viscosa coloidal compuesto por una mezcla heterogénea de proteínas, lípidos, algunos carbohidratos, minerales, sales, agua y además de las diferentes enzimas celulares solubles y es el lugar donde ocurren reacciones metabólicas como la glucólisis.

Este se encuentra limitado por la membrana fundamental y por la membrana nuclear, sirve como medio de sostén a casi todos los organelos celulares: ribosomas, mitocondrias, aparato de golgi, retículo endoplasmático liso y rugoso, centríolos, vacuolas y plastos con excepción del núcleo. Está formado por dos partes: el ectoplasma, se localiza cerca de la membrana celular, tiende a ser un poco más sólido; y el endoplasma se encuentra hacia el interior y es más fluido. Presenta dos tipos de movimientos: el de ciclosis el cual consiste en movimientos circulatorios del citoplasma en sentidos de las manecillas del reloj el cual acarrea a todas las substancias y organelos que se encuentran en él; y el movimiento browniano, en este el citoplasma se mueve en forma ascendente y descendente para evitar el asentamiento de organelos celulares y de las substancias.

Objetivo

El alumno diferenciará e identificará el citoplasma en células vegetales.

Material Aguja de disección Navaja Porta y cubreobjetos Colorante: Fuscina ácida Microscopio biológico Tejidos vegetales

Metodología

De los tejidos proporcionados, se les desprenderá la epidermis con ayuda de la aguja y de la navaja, posteriormente se coloca en agua destilada para evitar su deshidratación, luego se coloca en un pequeño trozo de epidermis en el portaobjeto y se le añade una gota del colorante (Fuscina ácida), por

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ultimo se le coloca un cubreobjetos, para pasar a observarlo al microscopio biológico con el objetivo de 10 X y en el de 40 X.

ResultadosDeberá de realizar el dibujo correspondiente a lo observado.

Separación de la Clorofila de los Otros Pigmentos Vegetales

IntroducciónLa clorofila es el pigmento que les proporciona el color verde a las plantas. Este pigmento capta

la energía solar y la acumula en la planta en forma de proteínas y azucares, donde la clorofila no es el único pigmento de las plantas verdes, también están presentes la xantofila que produce tonalidades de amarillo, café y similares y el caroteno produce tonalidades del rojo, anaranjado y similares. Pero la clorofila, con su color verde enmascara los otros pigmentos. En otoño la clorofila se destruye rápidamente en algunos árboles y entonces aparece la coloración de los otros pigmentos y las hojas se vuelven rojas, amarillas.

Existen varios tipos de clorofila, al ser las más abundantes y conocidas la clorofila “a” y “b”, donde las formulas empíricas de estas son:

Clorofila “a” C55H72O5N4Mg y su tonalidad es verde azulada Clorofila “b” C55H70O6N4Mg y su tonalidad es amarillo verdosa

Para la síntesis de clorofila debe de haber luz y magnesio, al faltar estos en las plantas se tornan cloróticas, en donde las hojas quedan de color blanco o amarillo ya que el Mg es constituyente del núcleo de la clorofila y su deficiencia ocasiona clorosis en las plantas.

ObjetivoEl alumno extraerá e identificará a los pigmentos fotosintéticos (carotenos, xantofilos, clorofila “a”

y “b”) mediante la técnica de cromatografía en papel

Material Mortero Navaja Alcohol Papel filtro Tela mosquitera Vasos de precipitado Hojas frágiles de vegetales

MetodologíaLas hojas frágiles de vegetales proporcionadas por el laboratorista deberán de

ser lavadas y se les retirarán las nervaduras. En el mortero agregue dos cm de alcohol metílico, coloque la tela mosquitera, posteriormente con la navaja corte en trozos las hojas para ponerlas sobre la tela y presiónelas hasta que el liquido adquiera un color verde obscuro, retire la tela con el resto de las hojas molidas, por último se agrega esta solución en un vaso de precipitado y se sumerge en este un extremo de papel filtro doblado en forma de “V”. Se espera unos minutos para observar que el filtro

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arrastra consigo los tres pigmentos, de los cuales el caroteno y la xantofila de color amarillo, suben más rápidamente que la clorofila “a” y “b”.

La separación de los productos disueltos en un liquido, por medio de un papel filtro, se le denomina cromatografía.

ResultadosDespués del tiempo considerado, deberá de hacer las anotaciones

correspondientes y sacar las conclusiones sobre lo observado, por ejemplo; que colores

se observan en el papel filtro, cual apareció más pronto, etc.

Composición Química del Protoplasma

IntroducciónLa célula está formada por protoplasma, es el material viviente que existe como fase acuosa

heterogénea, está formado por componentes orgánicos: proteínas, ácidos nucleicos, carbohidratos, lípidos y materiales inorgánicos que incluyen la maquinaria química para los procesos metabólicos y el material hereditario. En las bacterias los componentes metabólicos y hereditarios están mezclados (células procarióticas) y en todos los vegetales y animales superiores la masa del material hereditario está aislada en el núcleo, rodeado de una membrana que se encuentra en medio del citoplasma (células eucarióticas).

Las proteínas son moléculas que contienen nitrógeno y producen aminoácidos después de la hidrólisis, forman los principales elementos estructurales de la célula y el material intercelular; la fuente de energía de la mayor parte de las células son los carbohidratos en forma de glucosa; los lípidos, son substancias insolubles en agua, sirven como fuente de energía y son componentes importantes de las membranas celulares. Los materiales inorgánicos se encuentran como radicales libres y combinados con las proteínas y lípidos.

Objetivo

Determinar en forma cualitativa el tipo de componente orgánico (proteínas, carbohidratos y lípidos) que predominan en distintos tejidos vegetales.

Material Reactivos: Sudan III, Yoduro de potasio, Ninhidrina Navaja Cajas petrí Pinzas de disección Vidrio de reloj Agua destilada Acetona Alcohol Lámpara de alcohol Cerillos Semillas de diferentes especies

Metodología De las semillas proporcionadas, previamente humedecidas serán cortadas longitudinalmente y

transversalmente, para colocarlas en la solución roja de Sudan III, al dejar reposar en un tiempo de 1 - 1.5 horas, buscando un color rojo de los tejidos por presencia de lípidos. Otro grupo de mitades deberán

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de ser puestas en la solución negra de yoduro de potasio por un intervalo de 30 segundos, para exponer los tejidos que contienen carbohidratos (almidón) los cuales serán teñidos de un color negro. Por último colocar otro grupo de mitades de semillas para exponer en solución de Ninhidrina, para después de calentar a punto de ebullición y observar la intensidad de color morado como indicador de contenido de proteína.

ResultadosDeberá de realizar el dibujo de las diferentes semillas (corte longitudinal y transversal)

correspondiente a lo observado.

Pared Celular

Introducción

Las células vegetales están rodeadas por una envoltura semirígida o rígida llamada pared celular. Químicamente está formada por agua, carbohidratos, proteínas, lípidos y minerales.

La pared celular está constituida por tres partes fundamentales: 1) lámina media: se forma cuando la célula se divide, al ser una capa delgada, de material de las células resultantes, compuesta principalmente de compuestos pécticos (sales de ácido péctico de Calcio y Magnesio), responsables de la cohesión de las células adyacentes, cuando el tejido es adulto (leñoso) y que las células han dejado de funcionar, la lamina media puede estar impregnada de lignina; 2) la pared primaria: Se forma inmediatamente después de la división celular, antes de que la célula complete su crecimiento y aquellas que no se han especializado, es delgada, óptimamente activa, posee celulosa, compuestos pectidicos , hemicelulosa y polisacáridos no celulósicos; forma parte de tejidos vegetales de relleno (parénquima) y de soporte (colénquima); y 3) la pared secundaria: esta se forma en la superficie interna de la pared primaria después de que la célula deja de crecer, posee tres capas con características físicas y químicas diferentes (S1, capa externa, S2, capa media y S3, capa interna), es característico de los tejidos vegetales de soporte como el esclerénquima y el xilema.

En general su función es la de formar un exoesqueleto que le da protección y soporte mecánico a la célula vegetal, mantiene el equilibrio osmótico, además participa en el mecanismo del crecimiento celular. Su importancia económica radica en la formación de madera, fibras textiles, entre otros productos.

Objetivo

El alumno diferenciará e identificará la pared celular en diferentes células de tejidos vegetales.

Material Aguja de disección Navaja Porta y cubreobjetos Colorante: Fuscina ácida Microscopio biológico Tejidos vegetales

Metodología

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De los tejidos proporcionados, se les desprenderá la epidermis con ayuda de la aguja y de la navaja, posteriormente se coloca en agua destilada para evitar su deshidratación, luego se coloca en un pequeño trozo de epidermis en el portaobjeto y se le añade una gota del colorante (Fuscina ácida), por ultimo se le coloca un cubreobjetos, para pasar a observarlo al microscopio biológico con el objetivo de 10 X y en el de 40 X.

ResultadosDeberá de realizar el dibujo correspondiente a lo observado.

Observación el ADN

Introducción

El ADN es un ácido orgánico presente en los cromosomas de todo ser vivo, es el encargado de portar la información hereditaria, este se encuentra asociado con proteínas y se encuentra fundamentalmente en el núcleo de la célula constituyendo la cromatina. Cuando la célula inicia el proceso de división, la cromatina se condensa y engrosa formando unas estructuras conocidas como cromosomas. El ADN está formado por un gran número de moléculas simples llamadas nucleótidos, donde cada nucleótido está formado por tres partes: una molécula de azúcar (5 carbonos) llamada desoxirribosa, un grupo fosfato (PO4) y una base orgánica (Adenina, Timina, Citosina y Guanina).

Objetivo

El alumno conocerá la forma general que tiene una molécula de ADN a partir de una célula somática, lo cual le permitirá comprender la importancia que este presenta como transmisor de las características genéticas de cada organismo biológico.

MaterialesMicroscopio biológico Vasos de precipitado de 250 ml Agitador Licuadora, pipetas de 5 y 10 ml Portas y cubreobjetos Varilla de vidrio Ligas Goteros Agua corriente (50 ml) Agua destilada (250 ml) Colorante: cristal violeta (10 ml) Detergente liquido (1 ml) NaCl (30 g) Alcohol etílico 96° (50 ml) Hígado de pollo (10 g) Manta de cielo (20 cm)

Metodología

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Se coloca el hígado de pollo y 50 ml de agua corriente en la licuadora y se tritura suavemente. Se

acomoda la tela en la boca de un vaso de precipitado y se sujeta con la liga, se vierte el contenido de la

licuadora sobre la tela para separar los restos de hígado y rápidamente se filtra de nuevo.

Se disuelven los 30 g de NaCl en 250 de agua destilada y se añade a la solución de hígado, se toma un ml de detergente líquido con la pipeta de 5ml y se vierte sobre la solución, se revuelve suavemente la mezcla con agitador.

Con otra pipeta se toman 50 ml de alcohol y se vierten con cuidado por las paredes del vaso de precipitado que contiene la solución y con este procedimiento se deberá observar que en la solución se forman dos capas y además aparecen unos filamentos blanquecinos, los cuales corresponden al ADN.

Se introduce en la solución la varilla de vidrio y se espera a que las fibras blanquecinas se adhieran a ésta, se depositan en un portaobjetos y se les agrega una gota de cristal violeta sobre las fibras, finalmente se le coloca un cubreobjetos, dejándose reposar por cinco minutos. Por ultimo se pasa a observar al microscopio biológico, donde deberá de realizar el dibujo de lo observado en el objetivo de 40 X.

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Observación de Amiloplastos

Introducción

Las células no verdes con frecuencia poseen plastos incoloros denominados amiloplastos los cuales sintetizan almidón a partir de azúcar. El almidón es un producto de reserva, que se acumula en ciertas partes de la planta, sobre todo en las raíces tubérculos, y semillas este es descompuesto con facilidad por la célula y puede disponer de él, para proporcionar glucosa cuando esta lo requiera ya sea para la respiración o para cualquier otra función. Por otra parte podemos extraerla fácilmente de la papa donde se acumula en los plastos en capas.

Objetivo

Reconocer e identificar algunas diferenciaciones del citoplasma vegetal: Amiloplastos.

Materiales

o Microscopio biológicoo Portas y cubreobjetoso Navaja o Lugolo Papao Semillas de Maíz, Frijol y Trigo.

Metodología

1. Se parte una papa y se raspa con una navaja depositándose el producto obtenido en un portaobjeto.

2. Se deja secar completamente y se tiñe con una gota de lugol dejándose reposar por dos minutos.

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3. También realice el procedimiento del raspado en las siguientes semillas: Maíz, Frijol y Trigo, en forma similar al del raspado en papa. Para que observe y diferencie las distintas clases de amiloplastos que existen en las diferentes especies.

4. Posteriormente que se tienen las muestras en los portaobjetos se pasan a observar al microscopio biológico, primeramente con el objetivo de 10 X para buscar la zona de la preparación en la que los granos estén menos aglutinados, y posteriormente se pasa o observar con el objetivo de 40 X para que realice los dibujos correspondientes de lo observado en las diferentes especies.

Los granos de almidón al teñirlos con lugol muestran por lo general, capas concéntricas de crecimiento del grano, estas formas son muy variadas y por lo general especifica de cada planta, fruto o semilla. Los almidones de papa presentan las capas de crecimiento en bandas excéntricas alrededor de un punto central o hilio.

Observación de Células Somáticas

Introducción

Las células somáticas es el conjunto de células no reproductoras de todo ser vivo, y su reproducción se lleva a cabo por Mitosis, la cual, consiste en que la célula madre da origen a dos células hijas, con igual número de cromosomas que ella, es decir, cada célula hija posee el mismo número cromosómico que la célula madre.

Objetivo

El alumno conocerá la importancia que tienen las células somáticas en el crecimiento y desarrollo de las plantas, además, conocerá su forma y localización en el cuerpo de las plantas.

Materiales

Microscopio biológico Portas y cubreobjetos Navaja Agua destilada Aguja de disección Tejidos diversos

Metodología

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Se obtienen las muestras necesarias de los diferentes tejidos que se les proporcionen , a los cuales se les realizan cortes muy finos con la navaja en la epidermis interna y/o externa de los tejidos. Posteriormente se colocan en el agua destilada dejándose reposar a estos durante dos minutos, luego se colocan cada una de las muestras en portaobjetos, colocándose sobre estos un cubreobjetos, finalmente se pasa a observar al microscopio biológico, primeramente con el objetivo de 10 X y 40 X, una vez localizada la muestra se le da el enfoque adecuado y se procede a realizar el esquema o dibujo correspondiente de las muestras observadas.

Observación de Células Reproductoras

Introducción

Las células reproductoras: gametos (masculinos y femeninos) ambos son de gran importancia para que

se continué perpetuando la especie ya sea vegetal o animal, estos se forman mediante el proceso llamado

gametogénesis.

El desarrollo del gametofito masculino (grano de polen) se realiza en dos divisiones: a) Microsporogenesis: es la

división meiotica de una microspora o célula madre en la antera para producir cuatro microsporas (1n); b)

Microgametogenesis: es la división mitótica de una microspora (1n) para producir el grano de polen maduro

(gametofito masculino) con dos núcleos: núcleo generatriz y núcleo vegetativo que formará el tubo polínico; el

núcleo generatriz se divide por mitosis para producir dos núcleos espermáticos para realizar la doble fertilización.

El Desarrollo del Gametofito Femenino (óvulo) se lleva acabo en dos divisiones: a) Megasporogenesis: es la

división meiotica de la célula madre (2n) del óvulo para producir una megaspora funcional (1n); b)

Megasporogenesis: es la división mitótica de una megaspora funcional para producir el saco embrionario con

ocho núcleos (gametofito femenino), la cual está lista para ser fecundada por el grano de polen.

Objetivo

El alumno conocerá e interpretará la importancia que tienen las células

reproductoras de los seres vivos, además conocerá algunas formas de dichas

células y su localización dentro de los órganos florales.

Material

Microscopio de disección

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Microscopio biológico Agujas de disección Portaobjetos Cubreobjetos Navajas Flores diversas

Metodología

Primeramente se seleccionan las flores, para proceder con la separación de la antera del filamento, luego se le realizan cortes transversales y se coloca la muestra en un portaobjeto, después se lleva al microscopio de disección para realizar la observación correspondiente. Posteriormente con la aguja de disección se toman una o más de estas células reproductoras, colocándose estas en un portaobjetos para observarlas en el microscopio biológico.

Para observar células reproductoras femeninas (óvulos) se le eliminan los pétalos a las flores en estudio se le realiza un corte transversal o longitudinal al ovario, luego se pasa a observarlo al microscopio de disección con el corte hacia arriba posteriormente con una aguja de disección se toman muestras de células del óvulo, colocándose estas en un portaobjetos y se pasan a observar al microscopio biológico.

Para localizar las muestras en el microscopio biológico se deberán observar primeramente con el objetivo de 10 X y posteriormente con el de 40 X, para proseguir con la realización de los dibujos y comentarios de lo observado, en las diferentes muestras.

Observación de Cromoplastos

Introducción

Las células poseen plastos que sintetizan y retienen los brillantes pigmentos carotenoides anaranjado, amarillo y rojo llamados cromoplastos que son característicos de muchos frutos y flores y en algunos casos en otros órganos como en la raíz en el caso de la zanahoria.

Los cromoplastos se desarrollan de cloroplastos verdes ya existentes mediante una transformación en la cual desaparecen la clorofila y la estructura de las membranas internas típicas del cloroplasto y ocurre una acumulación de masas de carotenoides.

Objetivo

Identificar y diferenciar orgánulos de células vegetales: cromoplastos

Materiales

Microscopio biológico Portas y cubreobjetos Navaja Tomate Zanahoria

Metodología

Tomate:1. Cortar con la navaja un trozo pequeño de dos milímetros de grosor de la pulpa.2. Se coloca en un portaobjeto y se cubre con un cubreobjeto y se comprime suavemente la

muestra, por ultimo se pasa a observar al microscopio biológico con los objetivos de 10 y 40 X (n realice el dibujo correspondiente de lo observado).

Zanahoria:1. Cortar con la navaja lo más fino que se pueda un trozo de la raíz de zanahoria.2. Se coloca la muestra en agua destilada.3. Se saca la muestra del agua y se coloca en un portaobjetos, luego se cubre con un

cubreobjetos, para pasarlo a observar al microscopio biológico con los objetivos de 10 y 40 X ( realice el dibujo correspondiente de lo observado).

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La pulpa de tomate muestra las células generalmente bastante sueltas unas de otras; en el citoplasma se percibe una serie de gránulos rojizos-anaranjados los cuales son los cromoplastos, se pude ver el núcleo y la presencia de gránulos de almidón de forma arriñonada. En las células de la raíz de zanahoria se observan una multitud de corpúsculos irregulares de color anaranjados que corresponden a los cromoplastos.

Observación De Cromosomas

IntroducciónLos cromosomas son componentes del núcleo de la célula animal y vegetal su estructura es muy compleja

formada por ácidos nucleicos y proteínas, se encuentran divididos en secciones llamados locus que contienen los genes en un orden lineal. Se presentan en forma de filamentos o bastones de cromatina y poseen diversos caracteres morfológicos: tamaño, cromátidas, centrómero, constricciones primarias y secundarias, telomero, organizador nuclear, satélites, presencia de cromosomas acéntricos, eucromatina, heterocromatina, cromomeros y nudos. La composición química de los cromosomas es aproximadamente de un 90 % de ADN, el 10 % lo forman el RNAs, RNAt, histonas, proteínas, enzimas, minerales como el calcio y magnesio. Poseen la función de ser los encargados de transmitir la herencia de generación en generación, porque contienen la información genética codificada. Su número, tamaño, comportamiento y organización dependerá de cada especie.

ObjetivoQue el alumno observe e identifique los cromosomas en las células vegetales.

Materiales Microscopio biológico Portas y cubreobjetos Goteros Agua corriente Vidrio de reloj Vasos de precipitado (250 ml) Pinzas Navaja Lámpara de alcohol Cerillos Palillos de madera Bulbos de cebollines Fijador: metanol + ácido acético Colorante: Orceína acética clorhídrica o cristal violeta

Metodología Se puede realizar en células somáticas (raicillas de cebollines) o en células germinales (óvulos o granos de

polen) en ambos casos deberán de estar en su estado de desarrollo. En el caso de realizarlo en cebolla se amputarán las raicillas secas con la navaja y se colocarán en vasos de precipitado, cuya base del bulbo deberá mantenerse en contacto con el agua durante cinco días antes de realizar la practica, provocando con esto el crecimiento de una gran cantidad de raicillas jóvenes, cuando estas tengan una

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longitud de 3 cm. Para el caso de las células germinales, se seleccionan flores inmaduras de gladiolas que se encuentren en desarrollo, es el momento adecuado para realizar la preparación de las muestras destinadas para observar a los cromosomas, mediante los siguientes pasos:

1. Cortar con la navaja los últimos 5 milímetros de las raicillas, depositándolas en un vaso de precipitado o Cortar con cuidado las anteras con la navaja y depositar los granos de polen en un vaso de precipitado.

2. Cubrir la muestra con el fijador: metanol + ácido acético, aproximadamente 2 cm3.3. Dejar que actué el fijador durante 10 minutos.4. Colocar en un vidrio de reloj y se cubre la muestra con Orceína acética durante 10 minutos.5. Tomar el vidrio de reloj por los bordes con una pinza y se calienta suavemente a la llama de la lámpara de

alcohol, evitando la ebullición y esperar hasta que emitan vapores tenues.6. Tomar con las pinzas una raicilla o grano de polen, colocándose sobre un portaobjetos, se corta el ápice de las

raicillas de 2 milímetros de longitud.7. Colocar el cubreobjetos a la muestra y se hace una almohadilla con papel filtro sobre la cual se ejerce presión

con el dedo pulgar, primero suave, después más intensa, para aplastar la muestra, técnica conocida como squash.

8. Aspirar con el papel filtro el exceso de colorante.9. Observar al microscopio primero con el objetivo de 10 X y posteriormente con el de 40 X, se debe de recorrer

toda la muestra.10. Realice el dibujo correspondiente, con el objetivo de 40 X.

Meiosis en Gladíolas

Introducción

La meiosis es la secuencia de dos divisiones nucleares que conducen a la formación de gametos (masculinos y femeninos). En la meiosis I (etapa reductora) se reduce el número diploide de cromosomas a la mitad (haploide). En la meiosis II tapa ecuacional) se mantiene el número cromosómico haploide conseguido durante la etapa anterior. Cada división meiotica se lleva a cabo en cuatro etapas: en la meiosis I , la cual es la división reductiva que produce dos células n a partir de una célula 2n durante las etapas de profase I, metafase I, anafase I, y telofase I; y durante la meiosis II, ocurre la división del citoplasma que separa a las cromátidas hermanas de las células haploides formando cuatro células hijas haploides, donde solamente de las cuatro funciona como óvulo o huevo, las restantes son pequeños cuerpos polares que no funcionan como gametos durante las etapas de: profase II, metafase II, anafase II y telofase II.

Objetivo

Que el alumno observe e identifique las diferentes figuras de las distintas etapas de la meiosis en células vegetales.

MaterialesMicroscopio biológico Portas y cubreobjetos Goteros Vidrio de reloj Vasos de precipitado (250 ml) Pinzas Navaja Lámpara de alcohol Cerillos Fijador: metanol + ácido acético Colorante: Orceína acética clorhídrica o cristal violeta Flores inmaduras de gladiolas

Metodología

Se seleccionan flores inmaduras de gladiolas que se encuentren en desarrollo para obtener la muestra destinadas para observar las etapas de la meiosis, mediante los siguientes pasos:

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I. Cortar con cuidado las anteras con la navaja y depositar los granos de polen en un vaso de precipitado.II. Cubrir la muestra con el fijador: metanol + ácido acético, aproximadamente 2 cm3.

III. Dejar que actué el fijador durante 10 minutos.IV. Colocar en un vidrio de reloj y se cubre la muestra con Orceína acética durante 10 minutos.V. Tomar el vidrio de reloj por los bordes con una pinza y se calienta suavemente a la llama de la lámpara de

alcohol, evitando la ebullición y esperar hasta que emitan vapores tenues.VI. Tomar con las pinzas un grano de polen, colocándose sobre un portaobjetos (realizar varias muestras).

VII. Colocar el cubreobjetos a la muestra y se hace una almohadilla con papel filtro sobre la cual se ejerce presión con el dedo pulgar, primero suave, después más intensa, para aplastar la muestra, técnica conocida como squash.

VIII. Aspirar con el papel filtro el exceso de colorante.IX. Observar al microscopio primero con el objetivo de 10 X y posteriormente con el de 40 X, se debe de

recorrer toda la muestra para descubrir las distintas etapas de la meiosis.X. Realice el dibujo correspondiente a la etapa que se observe en el objetivo de 40 X.

Microscopio

Introducción

El microscopio es un instrumento óptico de gran precisión destinado a observar de cerca objetos extremadamente pequeños mediante la combinación de sus lentes produce el efecto de que lo que se mira aparezca con dimensiones extraordinariamente aumentadas, que no pueden ser vistos a simple vista. Existen diferentes tipos de microscopios: el de contraste de fase, el de efecto túnel, el de emisión de campo, el de reflexión, el electrónico, el petrográfico, el polarizante, el simple o estereoscopico y el microscopio compuesto.

El microscopio está formado por tres sistemas:El Sistema Óptico comprende:

Ocular Objetivos

2. El Sistema de Iluminación: Diafragma Switch Fusible Fuente de luz

3. El Sistema Mecánico: Pie o base Columna o brazo Tornillos macro y micrométricos Platina Pinzas Tornillos para pinzas Base de los oculares Revolver

Los objetivos son los más importantes del microscopio. Existen dos tipos: objetivos en seco y son los de menor aumento (entre la lente frontal y el cubreobjetos solo existe aire); objetivo de inmersión y es el de mayor aumento (entre la lente frontal y el cubreobjeto se le debe agregar aceite de inmersión).

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Cuidados del Microscopio

Para trasladarlo de un lugar a otro, se debe de tomar por la columna y por la base y se debe de apoyar correctamente sobre la mesa. Al usarlo no se debe de mojar la platina y cuando se deje de utilizar se debe de apagar el foco. La limpieza y secado se debe de realizar con cuidado para no tocar los lentes y objetivos con los dedos, el cordón se dobla correctamente y se guarda en un lugar seco, retirado de sustancias corrosivas.

Mecánica del funcionamiento

Calculo de lo observado en el microscopio

( AmpliacióndelObjetivo ) ( AmpliacióndelOcular )

( AmpliacióndelObjetivo ) ( AmpliacióndelOcular )

Después de escuchar las explicaciones acerca del uso, manejo y cuidado del microscopio, se procede a realizar lo siguiente.

Se toma con las pinzas de disección una muestra de epidermis de cebolla y se colocan en una caja petrí con agua, posteriormente se coloca una pequeña muestra de epidermis en un portaobjetos, se le coloca una gota de agua y se cubre con un cubreobjetos.

Para enfocar el microscopio, se coloca sobre la platina el portaobjetos y se sujeta con las pinza, se procede a enfocar con el objetivo de menor aumento (10 X), se enciende el foco con el switch. Se aproxima la platina con la muestra al objetivo con el movimiento del tornillo macrométrico, cuando aparece la imagen bien formada pero borrosa, se termina el enfoque con el tornillo micrométrico, para observar la muestra con un mayor aumento se procede a cambiar de objetivo para colocar el de 40 X.

Por último se procede a dibujar y anotar los comentarios de lo observado.

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Mitosis en Raíz de Cebolla

Introducción

La formación de células somáticas es denominada Mitosis, la cual consiste en distribuir el material genético de la célula madre original en dos células hijas con igual número de cromosomas, es decir, cada célula hija posee el mismo número cromosómico que la célula madre, Esta división comprende cuatro etapas o estados: profase, metafase, anafase y telofase.

La mitosis se puede estudiar eligiendo material formado por células que se hallen en continua división. Esta condición las reúnen los meristemos terminales o primarios, tales como los que se encuentran en el ápice de las raíces.

Objetivo

Que el alumno observe e interprete las diferentes figuras de las distintas etapas dela mitosis en células vegetales.

Materiales

Microscopio biológico Portas y cubreobjetos Goteros Agua corriente Vidrio de reloj Vasos de precipitado (250 ml) Pinzas Navaja Lámpara de alcohol Cerillos

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Palillos de madera Bulbos de cebollines Fijador: metanol + ácido acético Colorante: Orceína acética clorhídrica o cristal violetaMetodología

Los bulbos de cebollines se les amputarán las raicillas secas con la navaja y se colocarán en vasos de precipitado, cuya base del bulbo deberá mantenerse en contacto con el agua durante cinco días antes de realizar la practica, provocando con esto el crecimiento de una gran cantidad de raicillas jóvenes, cuando estas tengan una longitud de 3 cm es el momento adecuado para realizar la preparación de la muestra destinadas para observar las etapas de la mitosis, mediante los siguientes pasos:

11. Cortar con la navaja los últimos 5 milímetros de las raicillas, depositándolas en un vaso de precipitado.12. Cubrir la muestra con el fijador: metanol + ácido acético, aproximadamente 2 cm3.13. Dejar que actué el fijador durante 10 minutos.14. Colocar en un vidrio de reloj y se cubre la muestra con Orceína acética durante 10 minutos.15. Tomar el vidrio de reloj por los bordes con una pinza y se calienta suavemente a la llama de la lámpara de

alcohol, evitando la ebullición y esperar hasta que emitan vapores tenues.16. Tomar con las pinzas una raicilla, colocándose sobre un portaobjetos se le cortan los últimos 2 milímetros y

se desecha el resto.17. Colocar el cubreobjetos a la muestra y se hace una almohadilla con papel filtro sobre la cual se ejerce

presión con el dedo pulgar, primero suave, después más intensa, para aplastar la muestra, técnica conocida como squash.

18. Aspirar con el papel filtro el exceso de colorante.19. Observar al microscopio primero con el objetivo de 10 X y posteriormente con el de 40 X, se debe de

recorrer toda la muestra para descubrir las distintas etapas de la mitosis.20. Realice el dibujo correspondiente a la etapa que se observe en el objetivo de 40 X.

Observación del Núcleo

Introducción

El núcleo es un corpúsculo contenido en el citoplasma de las células de vegetales y animales en donde se localiza el material genético, controla todas las actividades de la célula y es el centro de información que dirige la síntesis proteica. Está formado por: membrana nuclear, jugo nuclear o núcleoplasma, nucleolo y constituido esencialmente por cromatina la cual está formada por ADN, RNA y proteínas, apareciendo en forma de filamentos delgados y alargados que durante el inicio de la división celular se fragmentan , se acortan y engrosan para dar origen a los cromosomas. El núcleo tiene forma principalmente esférica, también se puede observar de forma alargada y discoidal.

Objetivo

Que el alumno localice e identifique al núcleo en células somáticas

Materiales

Microscopio biológico Portas y cubreobjetos Agua destilada Navaja Aguja de disección Cebolla Tomate

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Metodología

En cebolla:

1) Obtener la epidermis de cebolla con una navaja.2) Colocar el tejido en el portaobjeto.3) Añadir una gota de agua destilada al tejido para que no se deshidrate.4) Colocar el cubreobjeto a la muestra.5) Observar al microscopio biológico con el objetivo de 10 X y 40 X.

En tomate:

1) Obtener la muestra de la pulpa de tomate.2) Colocar el tejido en el portaobjeto.3) Agregar una gota de agua destilada al tejido par evitar su deshidratación.4) Colocar el cubreobjeto al tejido.5) Observar al microscopio biológico con el objetivo de 10X y 40 X.

Para ambos casos dibujar lo observado e indique cual es el núcleo en el interior de las células somáticas.

Observación del Núcleo

Introducción

El núcleo es un corpúsculo contenido en el citoplasma de las células vegetales y animales en donde se localiza el material genético, controla todas las actividades de la célula y es el centro de información que dirige la síntesis proteica. Está formado por: membrana nuclear, jugo nuclear o núcleoplasma, nucleolo y constituido esencialmente por cromatina la cual está formada por ADN, RNA y proteínas, apareciendo en forma de filamentos delgados y alargados que durante el inicio de la división celular se fragmentan , se acortan y engrosan para dar origen a los cromosomas. El núcleo tiene forma principalmente esférica, también se puede observar de forma alargada y discoidal.

Objetivo

Que el alumno localice e identifique al núcleo en células somáticas

Materiales

Microscopio biológico Portas y cubreobjetos Aguja de disección

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Lámpara de alcohol Navaja Colorante: cristal violeta Cebolla con raicillas de dos cm de longitud

Metodología

1. Obtener raicillas de los bulbos de cebollines de una longitud de 0.5 cm.2. Colocar una raicilla en el portaobjeto.3. Trozar con una navaja 0.3 milímetros de la parte del ápice de la raicilla, desechar el resto.4. Añadir una gota de cristal violeta a la muestra.5. Calentar con una lámpara de alcohol a la muestra (no dejar que hierva, solamente que esté

tibia).6. Colocar el cubreobjeto y aplicarle presión a la muestra con el dedo pulgar, primero suave,

posteriormente intenso.7. Observar al microscopio biológico con el objetivo de 10 X y 40 X. 8. Realice el dibujo correspondiente a lo observado e indique cual es el núcleo en el interior de las

células somáticas.

Ayala, F. J. y J. A. Coger. 1984. Genética moderna. Ediciones omega. Primera edición.

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RESPONSABLES: MC. FRANCISCO ARIEL CAMACHO INZUNZA ING. CIPRIANO FUENTES VERDUZCO

JUAN JOSÉ RÍOS, AHOME, SINALOA, A JUNIO DE 2008.

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Med. Esp. Jesús Madueña Molina Secretario General de la Universidad Autónoma de Sinaloa.

MC. Cesar Arturo Palacios Mondaca Director de la Escuela Superior de Agricultura del Valle del Fuerte

MC. Artemio Herrera Inda Secretario Académico de la Escuela Superior de Agricultura del Valle del Fuerte

MC. Francisco Ariel Camacho InzunzaIng. Cipriano Fuentes Verduzco

Responsables del Laboratorio de Anatomía Vegetal

Juan José Ríos, Ahome, Sinaloa. A junio de 2008.

INDICE

Pagina

INTRODUCCIÓN 4

PROGRAMA DE TRABAJO 5

Práctica 1: Tipos y Estructuras de Frutos 5

Práctica 2: Estructura de la Semilla 6

Práctica 3: Tipos de Germinación 7

Práctica 4: Estructuras Esenciales de las Plántulas 8

Práctica 5: Meristemo Apical en Raíces Monocotiledóneas y Dicotiledóneas 10

Práctica 6: Meristemo Apical en Brote de Monocotiledóneas y Dicotiledóneas 11

Práctica 7: Tejidos Vasculares en Diferentes Especies: Corte Transversal 12

Práctica 8: Tejidos Vasculares En Diferentes Especies: Corte Longitudinal 13

Práctica 9: Sistema Fundamental 14

Práctica 10: Parénquima o Aerénquima 15

Práctica 11: Clorénquima 16

Práctica 12: Colénquima 17

Práctica 13: Esclerénquima 18

Práctica 14: Epidermis en Tallos y Raíces 19

Práctica 15: Estructura Interna en Raíz de Plantas Monocotiledóneas

y Dicotiledóneos 20

Práctica 16: Estructura Interna en Tallo de Plantas Monocotiledóneas

y Dicotiledóneas 21

Práctica 17: Elementos Conductores del Xilema: Traqueidas y Vasos 22

Práctica 18: Estructura Interna en Hojas de Plantas Monocotiledóneas

y Dicotiledóneas 23

EVALUACION DE PRÁCTICAS DEL LABORATORIO 24

BIBLIOGRAFIA CONSULTADA 26

ANEXOS 27

REGLAS DEL LABORATORIO 28

NORMAS DE SEGURIDAD ESPECÍFICAS EN LA PRÁCTICA 29


INTRODUCCIÓN

La Anatomía vegetal, es la ciencia que estudia a todas las estructuras internas y externas de las plantas que producen semillas, principalmente las angiospermas. Las estructuras y/o órganos que se encarga de estudiar esta ciencia son: la semilla y su germinación, cuerpo de la planta, meristemos, tejidos vasculares, epidermis, peridermis, parénquima, colénquima, esclerénquima, además, raíz, tallo, hoja y flor.

Con la elaboración de este manual se desea cubrir lo correspondiente al cuerpo de la planta el cual, consta de tejidos formados por una gran variedad de células que difieren en tamaño forma y funciones. Entre los cuales se encuentran: tejidos meristemáticos, formado por masas de células que permanecen en estado embrional capaces de dividirse, localizados en los puntos terminales o laterales de crecimiento; tejido fundamental, forma las partes más suaves de la planta, como la medula y cortex de los tallos, tejidos de hojas, con excepción de la epidermis y yemas; Tejidos protectores, son capas exteriores de células en el cuerpo de la planta, están modificadas afín de evitar la perdida indebida de agua de los tejidos subyacentes; Tejidos conductores o vasculares, la conducción la efectúan células que son mucho más alargadas y mucho más especializadas en su estructura como lo es el xilema y floema, donde, el primero conduce agua, formado por fibras, traqueidas y células vasculares. Y el segundo conduce alimentos elaborados como azucares y proteínas, formado por células cribosas. Lo anterior es con el propósito de que los estudiantes de la ESAVF encuentren en este manual una guía práctica y útil, con aspectos específicos de las estructuras anatómicas de las especies vegetales.

Este manual se encuentra ordenado de la siguiente manera: reglas del laboratorio, normas de seguridad específicas en la práctica, evaluación de prácticas de laboratorio, tipos y estructuras de frutos, estructura de la semilla, tipos de germinación, estructuras esenciales de las plántulas, meristemos apicales en brotes y raíces en monocotiledóneas y dicotiledóneas, epidermis en plantas de monocotiledóneas y dicotiledóneas, sistema fundamental, tejidos del sistema vascular en diferentes especies, diferenciación estructural de las células parenquimáticas, colenquimáticas y esclerenquimáticas, epidermis en tallos y raíces, estructura interna en raíz y tallo de plantas monocotiledóneas y dicotiledóneas, elementos conductores del xilema: traqueidas y vasos, estructura interna en hojas de plantas monocotiledóneas y dicotiledóneas, bibliografía consultada.

La Anatomía Vegetal permite a los individuos interesados en este ramo, la comprensión y entendimiento en el estudio y análisis de las estructuras anatómicas (internas y externas), además, como se integra cada una de estas, ya que poseen diferentes funciones en las distintas especies de plantas que existen en el planeta y que estos conocimientos permitirán desarrollar y optimizar la aplicación de nuevas tecnologías en el manejo agronómico de las plantas cultivadas y con ello el incremento de alimentos para contrarrestar la creciente demanda de alimento por la población.

Un enorme agradecimiento al C. Marco A. Uribe Domínguez, por ser el guía en la elaboración de este manual, además, a las autoridades de la Universidad Autónoma de Sinaloa de la Unidad Regional Norte, que a través de la ESAVF hicieron posible la realización del curso taller denominado: formación pedagógica inicial, el cual, fue de gran utilidad para la realización de esta antología: Manual de Prácticas de Anatomía Vegetal. Además, se aceptan sugerencias y recomendaciones para el enriquecimiento y mejoramiento de las técnicas y tecnologías utilizadas para la realización de las diferentes prácticas que se desarrollan en este manual.

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PROGRAMA DE TRABAJO

Práctica 1: Tipos y Estructuras de Frutos

Introducción

El fruto es el ovario de la flor que madura, aumenta de tamaño y sufre algunas modificaciones histológicas. El ovario es la parte de flor en donde se desarrollan la o las semillas, a partir del óvulo u óvulos. Así, el fruto y las semillas sirven como agentes de dispersión de las plantas, aunque en algunos casos las semillas desarrollan ciertas características que las hacen dependientes del fruto y hace posible su dispersión.

Objetivo

El alumno estudiará la estructura de diferentes tipos de frutos y los diferenciará de las semillas.

Material

Microscopio de disección Cajas petri Navaja Aguja de disección Frutos (cacahuate, cilantro, ejote, girasol, pepino, cártamo, tomate, manzana y maíz

Metodología

En cada uno de los frutos se identificarán las características siguientes con ayuda del material antes mencionado:

Cacahuate: pericarpio y semillaEjote: pericarpio, mesocarpio, endocarpio y semillaPepino: corteza, lóculo, placenta, semilla y funículoTomate: epidermis, semilla, lóculo, y placentaManzana: epidermis, mesocarpio, endocarpio y semillaMaíz: pericarpioCilantro: pericarpio y semillaGirasol: pericarpio y semillaCártamo: pericarpio y semilla

Resultados

Deberá de realizar el dibujo de la característica identificada de cada uno de los frutos antes mencionados

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Práctica 2: Estructura de la Semilla

Introducción

La semilla es el resultado de la fertilización y maduración de un óvulo, consta de un embrión que se desarrolla en plántula durante la germinación y de una cubierta protectora llamada testa.Un embrión bien formado generalmente consiste en un eje que sostiene lateralmente y hacia el extremo superior uno (monocotiledóneas), dos (dicotiledóneas) o más cotiledones (mayoría de las confieras). Termina en la plúmula, yema apical embrional que puede estar envuelta por las primeras hojas. El extremo inferior del eje forma la radícula, raíz embrional, con su meristemo recubierto por una capa de células protectoras.La testa es la cubierta de la semilla que encierra al embrión y los tejidos de reserva, protegiéndolas contra daños y evita lixiviaciones. En esta se encuentra el hilio, micrópilo, rafe y carúncula, según sea la especie.

ObjetivoEl alumno identificará por disección cada una de las partes que componen la estructura de las semillas en diferentes especies.

Material Microscopio de disección Agujas de disección Cajas petri Pinzas Navajas Agua destilada Semillas (calabaza, frijol, higuerilla, tomate, girasol, alubia)

Metodología

A semillas secas de las siguientes especies, se observarán y se dibujarán para identificar las estructuras que se observan externamente:

Calabaza: hilio, micrópilo Frijol: hilio micrópilo, rafeHiguerilla: carúncula y rafeTomate: testa hilio y micrópilo

A semillas de las diferentes especies serán previamente humedecidas con la finalidad de que estén bien imbibidas para facilitar su disectación para identificar con ayuda de las pinzas, aguja y navaja cada una de sus estructuras internas:

Maíz: pericarpio, endospermo, embrión (plúmula, coleóptilo, radícula y coleorriza)Frijol: cotiledones, hipócotilo, radícula y hojas seminalesGirasol: cotiledones, radícula y broteAlubia: cotiledones hipócotilo radícula y hojas seminales.

Resultados

Deberá de realizar el dibujo correspondiente a lo observado en cada una de las semillas.

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Práctica 3: Tipos de Germinación

Introducción

La germinación es el crecimiento y continuación del desarrollo del embrión hasta el momento de romper sus envolturas (pericarpio o testa) para que la radícala y el talluelo o gemula; que por la clase de semilla que se esté analizando son indicadoras de su habilidad para producir una planta normal bajo condiciones favorables. Los requerimientos generales para que se realice la germinación son: un embrión vivo y no dormante; condiciones adecuadas de humedad, oxigeno; temperatura favorable; sustrato adecuado; y presencia o ausencia de luz.

Basado en localización de los cotiledones y órganos de reserva, ocurren dos clases de germinación de las semillas: la epigea, en esta los cotiledones son inmediatamente llevados encima del suelo por la elongación del hipócotilo (parte del eje de la plántula situada inmediatamente encima de la raíz primaria y por debajo de los cotiledones). En este caso los cotiledones se alargan y se vuelven verdes, realizan dos funciones, continúan abasteciendo las sustancias de reserva y produciendo más carbohidratos por fotosíntesis; la germinación hipogea, los cotiledones permanecen debajo del suelo mientras que la plúmula crece hacia arriba y emerge al suelo por elongación del epicótilo (parte del eje plántula situado por encima de los cotiledones y por debajo de la hoja o par de hojas primarias). Los cotiledones debajo del suelo ceden todas sus materias de reserva hacia la plántula en crecimiento se arrugan y mueren.

Objetivo

El alumno diferenciará los dos tipos de germinación de semillas monocotiledóneas y dicotiledóneas.

Material

Agua corriente Sustrato Semillas de diferentes especies: monocotiledóneas y dicotiledóneas Charolas para germinación Cámara de germinación o invernadero Termómetro de máximas y mínimas.

Metodología

El sustrato se humedece con el agua corriente, se llenan las cavidades de las charolas (previamente desinfectada con hipoclorito de sodio), posteriormente se siembran dos lotes de semillas, un lote de monocotiledóneas y otro de dicotiledóneas, deberá de identificar cada lote y anotar fecha de siembra, equipo, por último se colocarán en una cámara de germinación o en el invernadero. Deberá anotar las temperaturas máximas y mínimas que prevalezcan durante la germinación. A diario se observarán para regar los lotes cuando lo requieran y esperar la emergencia de las plántulas durante cinco u ocho días después de la siembra, para realizar la identificación de los dos tipos de germinación.

Resultados

Realice el dibujo correspondiente a lo observado y concluya.

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Práctica 4: Estructuras Esenciales de las Plántulas

Introducción

Durante la germinación ocurre una serie consecutiva de eventos morfogenéticos que resultan en la transformación de un embrión en una plántula con estructuras esenciales para dicotiledóneas y para monocotiledóneas.

En dicotiledóneas la raíz primaria es la primera raíz de la plántula, es por general blanca, delgada y de rápido alargamiento. Dispone por lo general de numerosos pelos radicales, que aumentan sensiblemente la superficie de absorción. En su estado posterior según el género producirán raíces secundarias o bien como raíces laterales; Hipócotilo, es la parte del eje de la plántula que va inmediatamente encima de la raíz primaria y hasta el punto de unión de los cotiledones. Por lo general no ce distingue externamente con claridad el punto de transición entre la raíz primaria y el hipócotilo, pero normalmente se produce un cambio interno; Cotiledones, estos forman parte del embrión, son los que alimentan la plántula joven, pueden ser sésiles o tener pecíolos y son más simples de forma que las hojas foliares que le siguen; Epicótilo, es la porción del eje de la plántula comprendida desde el punto de unión de los cotiledones y la primera hoja foliar. En las especies de germinación hipogea el epicótilo crece considerablemente y lleva hacia fuera el sistema apical junto con las hojas foliares. Los tejidos conductores del epicótilo unen al sistema apical con los cotiledones, hipócotilo y sistema radicular; Sistema apical, es el extremo superior del eje de la plántula, es el principal punto de crecimiento apical y consta del meristemo y las hojas iniciales.

En las monocotiledóneas las estructuras esenciales de sus plántulas no son muy uniformes, en algunas gramíneas como en Triticum la raíz primaria se distingue con dificultad de las dos o más raíces secundarias que se desarrollan simultáneamente para formar la raíz seminal; En muchas monocotiledóneas el hipócotilo es muy corto. Al eje de la plántula se le conoce como mesófilo y en ciertas especies es demasiado largo y bien desarrollado (Sorghum y Zea) y es una estructura compuesta, resultando de la unión de parte del cotiledón al hipócotilo; con frecuencia el único cotiledón está modificado y es difícil de reconocerlo como tal. La totalidad o parte del mismo permanece más o menos encerrado en la semilla y actúa como un órgano de absorción. En su forma más extrema en las gramíneas, el cotiledón se divide en dos partes aisladas con funciones diferentes: una en forma de escudo llamado escutelo para la absorción de de las reservas, y la otra a manera de funda denominado coleóptilo que protege al sistema apical mientras emerge a través del suelo.

Objetivo

El alumno identificará y localizará cada una de las estructuras que forman a una plántula monocotiledónea y/o dicotiledónea.

Material

Charola con semillas germinadas de: frijol, girasol, calabaza, sorgo, maíz y trigo Espátula Aguja de disección Navaja Cajas petri

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Metodología

Se les proporcionará plántulas de diferentes especies, deberá extraer de la charola las plántulas con ayuda de una espátula, se le quitará el sustrato con mucho cuidado. Se colocarán en cajas petri para identificar sus estructuras (hipócotilo, raíz primaria o secundaria, cotiledón, epicótilo, raíces seminales, hojas seminales o primarias, coleóptilo, plúmula o sistema apical, que estén presentes.

Resultados

Deberá de realizar el dibujo correspondiente de lo observado (estructuras de las plántulas), de cada una de las especies.

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Práctica 5: Meristemo Apical en Raíces Monocotiledóneas y Dicotiledóneas

Introducción

Los meristemos apicales situados en los ápices de raíces provienen directamente de las células embrionarias, además crecen como un todo organizado y la división y aumento de cada una de las distintas células se relacionan con la ordenación interna del crecimiento y con la forma externa del ápice.El meristemo apical de la raíz produce células hacia el eje y también hacia fuera de él, formándose su estructura, la cual comprende al cilindro central, cortex, protodermis, pared hinchada, células iniciales del cilindro central y del cortex, caliptrogeno (células iniciales de la caliptra) y caliptra, donde el crecimiento de esta región es muy activa ocasionada por una alta división mitótica de sus células.

Objetivo

El alumno reconocerá y diferenciará la organización primaria de las células en raíces de monocotiledóneas y dicotiledóneas.

Material

Microscopio Biológico Navajas Portaobjetos Gotero Colorante azul de metileno Agua Corriente Semillas en Germinación Maíz y Frijol

Metodología

Primeramente se obtienen radículas de maíz y frijol las cuales se lavan con agua corriente para eliminar restos de substrato, posteriormente se toma una muestra del ápice de la radícula de aproximadamente de medio centímetro, colocándose este en un portaobjetos para realizarle un corte longitudinal con una navaja, a las cuales se les añade una gota de colorante azul de metileno con un gotero que cubra al tejido, tratando de no derramar colorante, finalmente se prosigue con la colocación del portaobjetos con el tejido en el microscopio biológico para su observación con el objetivo de 10 X y posteriormente con el objetivo de 40 X.

Resultados

Deberá de realizar el dibujo de lo observado en las dos especies.

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Práctica 6: Meristemo Apical en Brote de Monocotiledóneas y Dicotiledóneas

Introducción

Los meristemos apicales localizados en los ápices de brotes provienen directamente de las células embrionarias, además crecen como un todo organizado y la división y aumento de cada una de las distintas células se relacionan con la ordenación interna del crecimiento y con la forma externa del ápice.

El meristemo apical del brote produce células solo hacia el eje y forma apéndices laterales tales como hojas ramas y flores; mostrando cambios periódicos de forma y estructura, al constar de una zona iniciadora localizada distalmente (protomeristemo) y de dos zonas derivadas (exterior e interior), en las que empieza la histogénisis y la organogenésis; estas zonas constan de células iniciales apicales, células madre, meristemo periférico, meristemo central o en fila, en donde el crecimiento de estas células es muy activo debido ala a la alta división mitótica que presentan.

Objetivo

El alumno reconocerá y diferenciará la organización primaria de las células en brotes de diferentes especies.

Material

Microscopio Biológico Navajas Portaobjetos Gotero Colorante azul de metileno Brotes Apicales de Diferentes Especies

Metodología

Primeramente se obtienen los brotes de las diferentes especies que se les proporcionen, posteriormente se colocan en un portaobjetos para realizarles un corte longitudinal con una navaja, luego con gotero se les agrega una gota de colorante azul de metileno que cubra al tejido, tratando de no derramar colorante, finalmente se prosigue con la colocación del portaobjetos (con el tejido) en el microscopio biológico para su observación con el objetivo de 10 X y posteriormente con el objetivo de 40 X.

Resultados

Deberá de realizar el dibujo correspondiente a cada una de las muestras observadas.

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Práctica 7: Tejidos Vasculares en Diferentes Especies: Corte Transversal

Introducción

Los tejidos vegetales están integrados por dos tejidos que son el xilema y el floema. Ambos, están especialmente asociados, constituyendo juntos al sistema vascular del cuerpo primario y secundario de las plantas.

El xilema es el principal conductor de agua en las plantas vasculares y está formado por los siguientes elementos: traqueidas, vasos, fibras, y células parenquimáticas.

El floema es el tejido más importante para el transporte de substancias alimenticias de las plantas vasculares y sus componentes básicos son los elementos cribosos, varias clases de células parenquimáticas, fibras y esclereidas.

Objetivo

El alumno reconocerá y diferenciará los tejidos vasculares: xilema y floema en diferentes especies

Materiales

Microscopio biológico Navajas Portas y cubreobjetos Gotero Colorante azul de metileno Tallos de diferentes especies Micrótomo

Metodología

Primeramente se selecciona el material vegetativo a utilizar (tallos de diferentes especies), posteriormente se realiza un corte transversal lo más fino posible, con ayuda del micrótomo, luego se coloca este en un portaobjeto y con un gotero se le agrega una gota de colorante azul de metileno y sobre este se le pone un cubreobjeto, dejándose reposar por dos minutos, por último se pasa a observar al microscopio biológico con el objetivo de 4 X y 10 X.

Resultados


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Práctica 8: Tejidos Vasculares En Diferentes Especies: Corte Longitudinal

Introducción

Los tejidos vegetales están integrados por dos tejidos que son el xilema y el floema. Ambos, están especialmente asociados, constituyendo juntos al sistema vascular del cuerpo primario y secundario de las plantas.

El xilema es el principal conductor de agua en las plantas vasculares y está formado por los siguientes elementos: traqueidas, vasos, fibras, y células parenquimáticas. El floema es el tejido más importante para el transporte de substancias alimenticias de las plantas vasculares y sus componentes básicos son los elementos cribosos, varias clases de células parenquimáticas, fibras y esclereidas.

Objetivo

El alumno reconocerá y diferenciará los tejidos vasculares: xilema y floema en diferentes especies

Materiales

Microscopio biológico Navajas Portas y cubreobjetos Gotero Colorante azul de metileno Tallos de diferentes especies microtomo

Metodología

Primeramente se selecciona el material vegetativo a utilizar (tallos de diferentes especies), posteriormente se realiza un corte longitudinal lo más fino posible, por medio del micrótomo, posteriormente se coloca este en un portaobjeto y con un gotero se le agrega una gota de colorante azul de metileno y sobre este se le pone un cubreobjeto, dejándose reposar por dos minutos, por último se pasa a observar al microscopio biológico con el objetivo de 4 X y 10 X.

Resultados


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Práctica 9: Sistema Fundamental

Introducción

El sistema fundamental es un tipo de tejido formado de células especializadas y diferenciadas, que en conjunto realizan una función determinada en las diferentes especies vegetales.

Este sistema está formado por 4 tipos de tejidos: 1) Parénquima o tejido de almacén, estos sintetizan y acumulan materiales de reserva (almidón, grasas, azucares); 2) Clorénquima o tejido de elaboración, estos realizan la fotosíntesis por medio de los cloroplastos; 3) Colénquima o tejidos de sostén-conjuntivo, formado por células vivas jóvenes y se presentan en tallos, pecíolos, hojas y no en raíces; 4) Esclerénquima o tejido de sostén-resistencia, proporciona resistencia a las plantas, formado por células muertas no elásticas llamadas esclereidas, formadas por lignina o minerales.

Objetivo

El alumno reconocerá y diferenciará los tipos de tejidos que forman al sistema fundamental: Parénquima, Clorénquima, Colénquima y Esclerénquima en diferentes tejidos vegetales.

Materiales

Microscopio biológico Navajas Portas y cubreobjetos Gotero Colorante azul de metileno Agua destilada Tejidos vegetales Micrótomo

Metodología

Primeramente se selecciona el material vegetativo a utilizar, posteriormente se realiza con el micrótomo un corte transversal lo más fino posible, después se coloca este en un portaobjeto y con un gotero se le agrega una gota de colorante de azul de metileno y sobre este se le pone un cubreobjeto, dejándose reposar por dos minutos, por último se pasa a observar al microscopio biológico con el objetivo de 10 X y 40 X.

Resultados


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Práctica 10: Parénquima O Aerénquima

Introducción

El parénquima es un tejido del sistema fundamental, formado por un conjunto celular destinado a la síntesis y a la acumulación de materiales como gránulos de aleurona, almidón, grasa, azucares en solución, entre otros. Forma la mayor parte del cuerpo de la planta y responsable de una gran parte de los procesos metabólicos que se realizan en las plantas. Este tejido está conformado por una pared primaria delgada, de tamaño relativamente grande, debido a que su sistema vacuolar se encuentra muy desarrollado, por lo que el núcleo es muy pequeño, no tienen ninguna rigidez y se doblan y arrugan con facilidad, sin embargo, son muy resistente a al estiramiento. Poseen en grado variable la capacidad de reanudar la actividad meristemática, el crecimiento y la diferenciación.

Depende de la especialización del tejido recibe el nombre de Aerénquima si posee grandes espacios intercelulares y parénquima cuando se encuentra formando parte de la corteza y porciones de poca especialización; parénquima de reserva en medula y grandes volúmenes de masas celulares de órganos encargados del almacenamiento de de nutrientes, en endospermo y cotiledones de la semilla, o pede ser parte de tejidos compuestos como son el xilema y el floema.

Objetivo

El alumno reconocerá y diferenciará el Parénquima o Aerénquima del resto de los tejidos del Sistema Fundamental en diferentes tejidos vegetales.

Materiales


Metodología

Primeramente se selecciona el material vegetativo de las diferentes tejidos vegetales, luego se realiza un corte transversal con ayuda del micrótomo en tallo que incluya la medula y en tubérculo de papa lo más fino posible, luego se coloca este en un portaobjeto y con un gotero se le agrega una gota de colorante de azul de metileno y sobre este se le pone un cubreobjeto, dejándose reposar por dos minutos, por último se pasa a observar al microscopio biológico con el objetivo de 10 X y 40 X.

Resultados

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Práctica 11: Clorénquima

Introducción

El Clorénquima o tejido de elaboración es un tejido del sistema fundamental, formado por conjuntos celulares donde su función principal es la de realizar la fotosíntesis. Se encuentran abundantemente en hojas y en otras estructuras verdes de la planta. Lo conforman células vivas con abundantes cloroplastos, debido a su especialización se dice que es parénquima d empalizada cuando sus células poseen forma alargada, están en apretado arreglo uno junto a otro y tienen una intensa actividad fotosintética; y parénquima esponjoso cuando la forma de sus células sean globular y su arreglo sea laxo, por la presencia de grandes espacios intercelulares que contienen reservas de aire necesario para el funcionamiento de este tejido.

Objetivo

El alumno reconocerá y diferenciará el Clorénquima del resto de los tejidos del Sistema Fundamental en diferentes tejidos vegetales.

Materiales

Microscopio biológico Navajas Portas y cubreobjetos Gotero Agua destilada Tejidos vegetales Micrótomo

Metodología

Primeramente se selecciona el material vegetativo de las diferentes tejidos vegetales, posteriormente se hace un corte transversal de hoja lo más fino posible con ayuda del micrótomo luego se coloca este en un portaobjeto y con un gotero se le añade una gota de agua destilada y sobre este se le pone un cubreobjeto, y se deja reposar por dos minutos, por último se pasa a observar al microscopio biológico con el objetivo de 10 X y 40 X.

Resultados


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Práctica 12: Colénquima

Introducción

El colénquima o tejido de sostén-conjuntivo, esta constituido por células vivas jóvenes con un característico engrosamiento celulósico (pared primaria) en los puntos de contacto de tres o mas células. Este se considera como un tejido conjuntivo derivado de células parenquimáticas que pueden sufrir cambios reversibles a parénquima y aun reanudar la actividad meristemática. Se presenta en tallos, pecíolos y hojas, en los cuales hay flexibilidad del órgano de acuerdo a la abundancia de este tejido, por lo tanto nunca se localiza en raíces y por la forma como se deposita la celulosa sobre la pared de las células, este tejido se le llama laminar, angulas o lacunar (pequeños espacios intercelulares).

Objetivo

El alumno reconocerá y diferenciará el Colénquima del resto de los tejidos del Sistema Fundamental en diferentes tejidos vegetales.

Materiales


Metodología

Seleccionar el material vegetativo de los diferentes tejidos vegetales, posteriormente se realiza un corte transversal de tallo, pecíolo o nervadura lo más fino posible, con el micrótomo luego se coloca este en un portaobjeto y con un gotero se le agrega una gota de colorante de azul de metileno y sobre este se le pone un cubreobjeto, dejándose reposar por dos minutos, por último se pasa a observar al microscopio biológico con el objetivo de 10 X y 40 X.

Resultados


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Práctica 13: Esclerénquima

Introducción

El esclerénquima o tejido de sostén-resistencia es un tejido que proporciona resistencia a las plantas por medio de células muertas no elásticas de lumen muy reducido con gruesas paredes secundarias formadas por depositación de lignina o minerales. Las células que integran este tejido son llamadas esclereidas y poseen formas diversas tales como, estrellada, isodiamétricas (piedras), alargadas (hueso), semejan finos pelos epidérmicos y en forma de fibras (son las más largas) y columnares.Cuando el esclerénquima se dispone en capas sólidas constituye cubiertas duras por ejemplo en semillas; en el xilema, forma parte de la madera; en monocotiledóneas se presentan las fibras mas duras ya que este tipo de plantas no poseen crecimiento secundario y este es su único tejido que le da porte y resistencia.

Objetivo

El alumno reconocerá y diferenciará el esclerénquima del resto de los tejidos del Sistema Fundamental en diferentes tejidos vegetales.

Materiales

Microscopio biológico Navajas Portas y cubreobjetos Gotero Colorante fluoroglicina Ácido clorhídrico Agua destilada Tejidos vegetales Micrótomo

Metodología

Primeramente se selecciona el material vegetativo de las diferentes tejidos vegetales, posteriormente se hace un corte transversal con el micrótomo de tallo lo más fino posible, luego se coloca este en un vidrio de reloj y con un gotero se le agrega una gota de colorante fluoroglicina y lavarlo con ácido clorhídrico (repetir varias veces) posteriormente se coloca la muestra en un portaobjeto sobre este se le pone un cubreobjeto, por último se pasa a observar al microscopio biológico con el objetivo de 10 X y 40 X.

Resultados


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Práctica 14: Epidermis en Tallos y Raíces

Introducción

La epidermis se diferencia a partir de las células mas superficiales (protodermis) que se forman en los ápices meristemáticos como una o varias capas que cubren el cuerpo primario de la planta. Las células más abundantes del tejido epidérmico se denominan normales y son de superficie amplia y poco grosor, en monocotiledóneas es alargada y en dicotiledóneas se presentan en forma sinuosa. Por ser las que cubren la mayor parte de la superficie expuesta al medio ambiente, y su principal función es la de protección, por está característica su pared celular es gruesa y continua en su parte externa, además, le ayuda a limitar la perdida de agua por transpiración. La pared celular de la epidermis puede tener otros depósitos especiales como ceras, sales, mucílagos, caucho entre otros, con forma de gránulos, varillas, ganchos, costras etc. En hojas y tallos la epidermis realiza la función de fotosíntesis, se localizan estructuras especializadas llamadas estomas formadas por dos células oclusivas y varias auxiliares que en conjunto regulan el intercambio de gases por abertura y cierre del ostiolo que comunica el interior de la planta con el medio ambiente. Objetivo

El alumno diferenciará la epidermis en plantas monocotiledóneas y dicotiledóneas en cuanto a la forma de células y disposición de los estomas.

Materiales

Microscopios biológico y de disección. Navajas Portas y cubreobjetos Gotero Agua destilada Tejidos vegetales de mono y dicotiledóneas. Cinta transparente Esmalte transparente para uñas.

Metodología

Se selecciona el material vegetativo de las diferentes tejidos vegetales de mono y dicotiledóneas, posteriormente se pasan a observar al microscopio de disección para ver epidermis (forma de células). Finalmente se les realiza el método del cintazo (se realizan dos brochazos de esmalte y se espera que seque por cinco minutos y luego se le coloca la cinta y se retira) para extraer los estomas de las muestras, por último se pasa a observar al microscopio biológico con el objetivo de 10 X y 40 X.

Resultados

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Deberá de realizar el dibujo correspondiente a cada una de las muestras observadas en cuanto a la forma de sus células y la disposición de los estomas.

Práctica 15: Estructura Interna en Raíz de Plantas Monocotiledóneas y Dicotiledóneos

Introducción

La raíz es el órgano de fijación de las plantas en el suelo ya que realiza la absorción de agua y sales que luego pasan a través del tallo a las hojas. El punto vegetativo de la raíz se diferencia del brote por la falta de primordios foliares, así como la formación de una caliptra que protege las células meristemáticas de paredes delgadas, de los daños mecánicos causados por el suelo. Sus células mas externas mueren y se hacen mucilaginosas que son sustituidas continuamente, la zona de división celular se encuentra adyacente al centro quiescente pero las regiones de mayor actividad están localizadas en los distintos tejidos como es el caso del cilindro central, corteza y rizodermis, a distancia diferente de la punta. La caliptra se completa por división de sus células, de a dentro hacia afuera a veces la capa interna de la caliptra tiene el carácter de un meristemo y se le denomina caliptrógeno. Los dos aspectos principales del crecimiento son el primario, este es el crecimiento en longitud de las raíces y el crecimiento secundario es en grosor de la raíz logrado por la división celular.

Objetivo

El alumno identificará y diferenciará cada uno de los tejidos que componen a la raíz en especies de monocotiledóneas y dicotiledóneas.

Material

Microscopio biológico Micrótomo Portaobjetos Cubreobjetos Gotero Colorante azul de metileno Agua destilada Raíces frescas de plántulas: monocotiledóneas y dicotiledóneas

Metodología

Primeramente se seleccionan las raíces de las diferentes tejidos de monocotiledóneas y dicotiledóneas, posteriormente se toma una muestra de raíces de 10 mm aproximadamente a partir del ápice de estas, posteriormente se coloca en el micrótomo para realizar un corte muy fino en forma longitudinal, luego se coloca el corte en un portaobjetos, con ayuda de un gotero se le añade una gota del colorante azul de metileno, cubriendo la muestra con un cubreobjeto, y dejándose reposar por dos minutos, por último se pasa a observar al microscopio biológico con el objetivo de 10 X para localizar y 40 X para dibujar.

Resultados


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Práctica 16: Estructura Interna en Tallo de Plantas Monocotiledóneas y Dicotiledóneas

Introducción

El tallo en plantas vasculares constituye el eje que sirve de soporte a los diferentes órganos: hojas, flores y frutos. La diferenciación y crecimiento del hipócotilo, epicótilo y plúmula da como resultado al eje primario con toda la estructura y funciones correspondientes aun tallo, el cual posteriormente puede ramificarse y formar ejes secundarios. Los sistemas de tejidos característicos de la estructura primaria del tallo son el dermico (epidermis), el fundamental (parénquima, colénquima y esclerénquima) y el vascular (xilema y floema). Las principales variaciones en la estructura de los tallos dependen de la cantidad relativa y de la distribución espacial del tejido vascular y fundamental. La parte superior del tallo consiste en una zona embrional de divisiones permanentes, la cual, pasa a la zona de determinación, donde, según que la célula pertenezca a la túnica o al corpus, se realiza la diferenciación en una capa periférica del futuro tejido cortical y protector, o en un cordón central del futuro tejido medular. Entre estos tejidos un sistema delgado de células que retienen su capacidad de dividirse; de ellas se desarrolla el cambium. Las células de la medula y de una parte de la corteza toman el carácter de células parenquimáticas adultas, mientras que la epidermis se forma de la capa más externa de la túnica. En tallos con sistema vascular en forma de cilindro sólido, el tejido fundamental localizado entre la epidermis y el sistema vascular constituye el cortex. Si el sistema vascular tiene la forma de cilindro hueco, encierra una parte del tejido fundamental, la medula. Se este cilindro está dividido en cordones, llamados haces o fascículos vasculares, los espacios situados entre los cordones y ocupados por tejido fundamental parénquimatico, constituyen la áreas intercelulares. La delimitación del tejido fundamental en medula y cortex no se presenta si el tejido vascular se encuentra disperso en forma de haces.

Objetivo

El alumno localizará e identificará los diferentes tejidos que componen la estructura interna del tallo, en especies de monocotiledóneas y dicotiledóneas.

Material

Microscopio biológico Micrótomo Portaobjetos Cubreobjetos Gotero Colorante azul de metileno Agua destilada Tallos frescos de plántulas:

monocotiledóneas y dicotiledóneas

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Metodología

Se seleccionan tallos de las diferentes tejidos de monocotiledóneas y dicotiledóneas, posteriormente se obtiene la muestra de los tallos de aproximadamente 10 mm de longitud tomado a partir del ápice de estas, posteriormente se coloca en el micrótomo para realizar un corte muy fino en forma longitudinal, luego se coloca el corte en un portaobjetos, con ayuda de un gotero se le pone una gota del colorante azul de metileno, posteriormente cubra la muestra con un cubreobjeto, dejándose reposar por dos minutos, por último se pasa a observar al microscopio biológico con el objetivo de 10 X para localizar y 40 X para dibujar.

ResultadosDeberá de realizar el dibujo correspondiente a cada una de las muestras observadas.Práctica 17: Elementos Conductores del Xilema: Traqueidas y Vasos

Introducción

Las traqueidas son células estrechas, alargadas, huecas y muertas con una gran cavidad y de extremos agudos, con paredes celulares ricas en punteaduras, que sirven para la conducción del agua, distribuidas en series verticales con paredes terminales las cuales están impregnadas de lignina y funcionan como elementos de sostén. Donde la pared terminal ahusada queda superpuesta a la traqueida que le antecede en forma transversal.Los vasos son células muertas alargadas unidas una a continuaron de otra que poseen gruesas paredes secundarias lignificadas, y permanecen como un tubo hueco y continuo debido a que las paredes transversales desaparecen totalmente y poseen perforaciones escalariformes. Su función es la conducción del agua que por lo general contiene también sales disueltas. Según el engrosamiento de la pared secundaria traqueidas y vasos jóvenes se distinguen ornamentaciones en su pared por lo que se les llama como anular, helicoidal (espiral), reticulado, escaleriforme y areolado.

Objetivo

El alumno identificará a cada uno de los diferentes tipos de vasos y traqueidas que se presentan en las diferentes especies.

Material

Microscopio biológico Micrótomo Portaobjetos Cubreobjetos Gotero Colorante fluoroglicina Ácido clorhídrico Agua destilada Tejidos vasculares frescos de diferentes plántulas

Metodología

A partir de muestras de tallos de los diferentes tejidos, seleccione las muestras de estos de 5 mm de longitud aproximadamente, luego coloque en el micrótomo para realizar un corte muy fino en forma longitudinal, luego se coloca el corte en un

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portaobjetos, con ayuda de un gotero se le agrega una gota del colorante fluoroglicina se deja reposar por 30 segundos, posteriormente se le adiciona unas gotas de ácido clorhídrico, dejándose reposar por 5 segundos finalmente se lava con agua destilada, sobre la muestra se le coloca un cubreobjeto, por último se pasa a observar al microscopio biológico con el objetivo de 10 X para localizar y 40 X para dibujar.

Resultados


Práctica 18: Estructura Interna en Hojas de Plantas Monocotiledóneas y Dicotiledóneas

Introducción

Las hojas se forman por protuberancias del cono vegetativo de manera exógena. Este órgano de las plantas se origina a partir del meristemo o yema apical, su principal función es la de elaboración por su forma y organización de sus tejidos. La hoja está cubierta en ambos lados, por una capa de células denominado epidermis, cuyas células se encuentran estrechamente ajustadas entre sí, sin espacios intercelulares y libre de cloroplastos. Sin embargo, está perforada por numerosos poros pequeños llamados estomas, los cuales, son más abundantes en la cara inferior de la hoja.La estructura interna de lo hoja es llamada mesófilo, formado por la mayor parte del tejido, la constituyen dos capas: 1) parénquima en empalizada, compuesto por células con forma de prismas alargados que pueden ser desde casi isodiamétricas a varias veces más alargadas que anchas, y están dispuestas perpendicularmente a la superficie foliar, están bastante ajustadas unas con otras, contienen numerosos cloroplastos y representan por lo tanto el tejido propio de asimilación para una eficiente fotosíntesis; 2) el parénquima esponjoso, posee cloroplastos más pequeños y en menor número, tiene forma irregular que pueden ser isodiamétricas o alargadas, y están separadas por grandes espacios intercelulares, estos espacios están conectados con el aire exterior por los estomas, que se extienden hasta las células en empalizadas y sus vecinas, facilitando el intercambio de gases y la salida de vapor de agua.

Objetivo

El alumno localizará e identificará los diferentes tejidos que componen la estructura interna de las hojas, en especies de monocotiledóneas y dicotiledóneas.

Material

Microscopio biológico Micrótomo Portaobjetos Cubreobjetos Gotero Colorante azul de metileno Agua destilada Hojas frescas de plántulas: monocotiledóneas y dicotiledóneas

Metodología

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Seleccione hojas de las diferentes especies de monocotiledóneas y dicotiledóneas, luego se toma una muestra de las hojas de 5 mm aproximadamente sobre la base de estas, posteriormente se coloca en el micrótomo para realizar un corte muy fino en forma transversal, luego se coloca el corte en un portaobjetos, y con un gotero se le pone una gota del colorante azul de metileno, finalmente se cubre la muestra con un cubreobjeto, se deja reposar por dos minutos, por último se pasa a observar al microscopio biológico con el objetivo de 10 X para localizar y 40 X para dibujar.

Resultados


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ANEXOS


Estas reglas son necesarias y recomendadas para laboratoristas y alumnos que participan en las prácticas:

15.El laboratorista se encarga de elaborar y publicar el horario de prácticas.

16.El laboratorista deberá portar bata blanca de algodón durante la práctica, además de usar y conservar limpio todo el material.

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17.El laboratorista tendrá que estar puntualmente a la hora de la práctica y al no poder realizarla, notificar a los alumnos un día antes de la suspensión de la práctica.

18.El laboratorista deberá preparar un día antes el equipo y material para la realización de cada práctica.

19.El laboratorista tendrá la suficiente autoridad para sancionar a los alumnos que ocasionen y perjuicios en el laboratorio.

20.El alumno deberá asistir a la práctica con bata blanca de algodón.

21.Asistencia de los alumnos a práctica: se pasará lista de asistencia al inicio y término de cada sesión.

22.Disciplina: no introducir alimentos al laboratorio, atención durante la explicación de la practica, tener cuidado con el material y equipo que se utilice.

NORMAS DE SEGURIDAD ESPECÍFICAS EN LA PRÁCTICA



Maneja las sustancias flamables del área del mechero.

No flamees con el mechero los matraces

Avisa de inmediato al instructor. Utiliza el botiquín de primeros auxilios.

La pomada de picrato se

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que contengan tales sustancias aún cuando están muy diluidas.


puede utilizar en caso de quemadas.

Inhalación del contaminante orgánico.












BIBLIOGRAFIA CONSULTADA

Bonner, F. P. 1985. Glosario de términos sobre germinación de semillas para

especialistas en árboles semilleros. Reporte técnico general so-55.

Departamento de agricultura de los estados unidos de Norteamérica.

New Orleáns lousiana.

Camacho, I. F. A. 1999. Apuntes del curso de morfología y fisiología de

semillas. Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro. Coahuila México.

Devlin, R. M. 1987. Fisiología vegetal. Ediciones omega. Cuarta edición. 517 p.

México.

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