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Centro Interdisciplinario de Ciencias Marinas
Informe del Proyecto:
Evaluación de la fagoterapia como alternativa para el control de Vibrio en acuacultura
Clave SIP 20070482
Director del Proyecto Dr. Sergio F. Martínez Díaz
Febrero 2008
Resumen Debido a la alerta mundial por el surgimiento de bacterias patógenas resistentes a
los antibióticos en medicina humana, agricultura y acuicultura (Cabello 2006), diversos países han limitado severamente el uso de los antibióticos y el flujo comercial de productos con residuos detectables (Cofman, 2000). Una estrategia que puede contribuir a reducir el uso de antibióticos en acuicultura es el uso de bacteriófagos y productos derivados de ellos para detectar y eliminar bacterias patógenas. Los bacteriófagos o fagos existen en la naturaleza e infectan y matan bacterias. Poseen características que los hacen atractivos para uso terapéutico. Usualmente son específicos para una sola especie o para una sola cepa bacteriana. Esta selectividad es una gran ventaja sobre el uso tradicional de antibióticos, los cuales son de mayor amplitud de acción y algunas veces estimulan el desarrollo de cepas resistentes. Adicionalmente están presentes de manera natural y son muy abundantes en el ecosistema, por lo que existen menos inconvenientes para su uso. El presente proyecto tiene como objetivo aislar y evaluar fagos marinos para prevenir y tratar enfermedades bacterianas en acuicultura. El proyecto incluye el aislamiento, caracterización y selección de los fagos adecuados para tratar enfermedades de organismos acuáticos, minimizando el potencial de las bacterias para mutar y volverse resistentes y desarrollar un método efectivo para suministrarlos. Para el aislamiento se cuenta con una red de muestreo en costas del Pacifico mexicano (Baja California Sur, Sinaloa, Nayarit, Jalisco y Guerrero). Las instituciones que colaboran en la obtención de muestras son: CICIMAR, CIIDIR-Sin, UAS, ITMAR (Bahía Banderas) y UAG (Facultad de Ecología). Para el aislamiento, en cada sitio se obtuvieron muestras de agua de mar y de invertebrados marinos. El método de aislamiento consistió del enriquecimiento de las muestras y su posterior filtración (Carlson, 2004) y como cepas blanco se utilizaron las cepas de referencia de la ATCC (American Type Cell Culture): Vibrio natriegens 14048, Vibrio harveyi 14126, Vibrio proteolyticus 15338, Vibrio parahaemolyticus 17802, Listonella pelagia 25916, Vibrio campbellii 25920 y Vibrio carchariae 35084. Como controles positivos en el aislamiento y evaluación de la actividad, se utilizaron los fagos: KVP40 y T4, del cepario de referencia Felix d'Hérelle (Universtié Laval, Québec); los fagos F8 y F12 aislados en Bahía de la Paz B. C. S. (Quiroz-Guzmán, 2004) y el fago VPMS1 (lítico contra V. parahaemolyticus) de almejas en Bahia de La Paz. Los fagos aislados, fueron purificados y preservados a -80ºC en DMSO al 7%. Se caracterizaron con base a su especificidad, temperaturas de actividad y estructura microscópica (TEM en el Laboratorio Central del CINVESTAV México). Para la evaluación de la terapia de fagos se implementaron dos modelos de análisis: 1) infección de Artemia en condiciones gnotobióticas y 2) de microcosmos en larvas de camarón. En el primer caso se evaluó el efecto en la supervivencia de Artemia y de células blanco y en el segundo caso se analizó el efecto sobre las comunidades bacterianas: bacterias cultivables. Durante el desarrollo del presente proyecto se presentaron dos ponencias internacionales, fue enviado y aceptado para publicación internacional un articulo científico, actualmente se están elaborando dos artículos mas que serán enviados durante el primer semestre de 2008, fueron graduados dos estudiantes de nivel superior y se concluyó la fase experimental de otra tesis de nivel superior, adicionalmente con el presente proyecto, hemos establecido las bases para el desarrollo de una tecnología que ayudará a sustituir el uso de antibióticos en acuicultura, actualmente se esta en colaboración con la Asociación Nacional de Productores de Larvas de Camarón, con quien se harán pruebas a nivel piloto de esta tecnología. Adicionalmente fue obtenido un financiamiento por parte de CONACyT para la continuación del proyecto.
Introducción
A nivel mundial, la acuacultura provee cerca de una tercera parte de los alimentos
de origen marino y representa el sector agrícola de mayor crecimiento en países
desarrollados. México se encuentra entre los primeros países en producción acuícola de
América. En 2002 se obtuvieron más de $3,309 millones de pesos por acuicultura, ya que
se produjeron 45,853 t de camarón blanco, 91,434 t de peces de agua dulce (mojarra, bagre,
carpa, trucha, lobina y charal) y 48,878 t de ostión (CONAPESCA, 2004). Tomando en
cuenta a la industrialización y comercialización de los productos acuícolas, esta actividad
económica representa cerca de 1% del PIB y emplea a 200,000 personas en el sector.
México se identifica como un país con gran potencial de desarrollo acuícola debido al
clima, recursos naturales y especies nativas con potencial de cultivo, además de que sólo se
utiliza una pequeña porción (menos de 10%) de las áreas susceptibles para el desarrollo
acuícola, con lo cual, se espera alcanzar un nivel de producción de alrededor de 500,000
toneladas a mediano plazo. Sin embargo, el crecimiento – y eventualmente la supervivencia
– de nuestra industria acuícola es amenazada por enfermedades bacterianas no controladas
que causan grandes perdidas y que afectan directamente la capacidad de los productores
mexicanos para competir con productores de otros países. Los patógenos bacterianos son
responsables de la mayoría de las enfermedades que afectan a la industria acuícola. Las
perdidas económicas a nivel global representan más de 3 mil millones de dólares
anualmente. Los productores de muchos países, disponen de docenas de medicamentos de
bajo costo (los cuales no son regulados); para el manejo de las enfermedades, sin embargo,
su efecto en el ecosistema es grave y algunos países desarrollados como Estados Unidos
han implementado medidas restrictivas severas, y solo han aprobado el uso de dos
antibióticos en acuacultura.
Debido a la alerta mundial por el surgimiento de bacterias patógenas resistentes a
los antibióticos en medicina humana, agricultura y acuacultura, las entidades reguladoras
de diversos países han limitado severamente el uso de los antibióticos e incluso limitando el
flujo comercial de productos con residuos detectables. Una estrategia que puede contribuir
a reducir el uso de antibióticos en acuacultura es el uso de bacteriófagos y productos
derivados de bacteriófagos para detectar y eliminar a las bacterias patógenas. Los
bacteriófagos o fagos son virus que existen en la naturaleza, los cuales infectan y matan
bacterias. Poseen varias características que los hacen atractivos para uso terapéutico. Por
ejemplo, usualmente son altamente específicos para una sola especie de bacteria o para una
sola cepa. Esta selectividad representa una gran ventaja sobre el uso tradicional de
antibióticos, los cuales son de mayor amplitud de acción y algunas veces estimulan el
desarrollo de cepas resistentes. Adicionalmente están presentes de manera natural y son
muy abundantes en el ecosistema, por lo que su uso, sustancialmente implicará menos
problemas para obtener su aprobación de uso.
En CICIMAR se ha trabajado con el desarrollo de medidas de control biológico para
mitigar los daños ocasionados por el uso indiscriminado de antibióticos en la industria
acuícola. Durante los últimos 7 años se ha colaborado con productores de postlarvas de
camarón en el desarrollo de probióticos para uso en larvicultivo y se desarrolló un
procedimiento a base de terapia con fagos para erradicar bacterias luminosas (Vibrio
harveyi) de los cultivos de Artemia (Quiroz-Guzmán, 2004). El presente proyecto tiene
como objetivo el desarrollo nuevos métodos para prevenir y tratar enfermedades
bacterianas en acuacultura usando los fagos y las enzimas antibacterianas que ellos
producen. El proyecto deberá vencer algunas barreras, incluyendo el aislamiento e
identificación de los fagos adecuados para tratar específicamente enfermedades acuáticas,
minimizando el potencial de las bacterias para mutar y volverse resistentes a los fagos,
desarrollar un método efectivo para suministrar el tratamiento, y una carencia general de
información detallada sobre fagos en la naturaleza y sus mecanismos biológicos de acción.
Los fagos y las lisinas de los fagos (las proteínas que los fagos usan para matar a las
bacterias mediante la destrucción de las paredes celulares) serán exploradas para tratar
infecciones bacterianas en camarón.
Con el éxito del proyecto, se establecerá una tecnología totalmente nueva, de bajo
costo y altamente especifica para la terapia antibacteriana con amplia aplicación en
acuacultura y agricultura y ganadería.
Antecedentes
La fagoterapia es una alternativa para combatir bacterias infecciosas en agricultura,
ganadería y en medicina humana. Ha sido usada durante décadas, y continua siendo
empleada principalmente en la antigua Unión Soviética (Sulakvelidze et al., 2001).
Varios investigadores polacos han proporcionado datos convincentes sobre el tratamiento
de infecciones bacterianas en humanos, principalmente casos crónicos en los que estaban
implicadas bacterias altamente resistentes a antibióticos; entre éstos se encuentran:
Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa, Klebsiella pneumoniae y Escherichia coli
(Sulakvelidze et al., 2001)
Muchos resultados exitosos en la aplicación de la fagoterapia han sido reportados
para distintos organismos, algunos ejemplos son: a) el control de Escherichia coli (Barrow
et al., 1998); y de b) Salmonella typhimurium en pollos (Biswas et al.,2002); c) en la
prevención de infecciones de Pseudomonas aeruginosa en injertos de piel y d) en el
biocontrol de E. coli 0157, asociada a la colitis hemorrágica, por eliminación de la flora
bacteriana de los vegetales frescos (Smith et al., 1987).
Los bacteriófagos son los entes más abundantes de la biosfera y se ha estimado que
existen 1010 fagos por cada litro de agua de mar, lo que representa un excelente mecanismo
natural de control de las bacterias marinas, ya que se produce un equilibrio entre las
bacterias que se multiplican y los fagos que destruyen una parte de esa población
bacteriana. De aquí que no resulte extraño que los fagos produzcan efectos aparentemente
inmunológicos en los animales (Chaina, 1965). Esto se debió, tal vez, a que por fuera de la
célula bacteriana los fagos son inertes, pero se fijan o adsorben a componentes específicos
de la superficie celular bacteriana mediante una estructura complementaria al receptor
celular, por lo que un determinado virus sólo puede infectar a las bacterias que contengan
su receptor.
La naturaleza de la zona de adsorción varía con el tipo de fago. Ya que ésta consiste
en la glicolización y/o metilación de bases especificas. Ya realizada la adsorción, se
produce un cambio configuracional en las proteínas de la placa basal, algunas de las cuales
tienen actividad enzimática y producen un poro en la membrana citoplasmática de la célula.
La vaina del fago se contrae y el material genético viral ingresa en la célula, mientras que la
envoltura proteica queda en el exterior. Estas proteínas reparan el poro de la membrana
citoplasmática por donde ingresó el genoma viral y degradan el DNA bacteriano, lo que
proporciona una fuente de precursores, evita la síntesis de RNA y proteínas bacterianas y
proporciona ribosomas para la síntesis de proteínas del fago (Davis et al., 1979).
Algunas de estas proteínas participan además en la síntesis de las bases. La forma de
replicación del genoma viral es dependiente del tipo de material genético (Davis et al.,
1979).
Debido a su especificidad, el uso de fagos puede permitir un control específico
sobre las bacterias patógenas oportunistas en acuacultura (Ronda et al., 2003). Se ha
demostrado la efectividad de la terapia con fagos en el combate de Aeromonas hidrophyla
(Wu et al., 1981; Hsu et al., 2000); Pseudomonas plecoglossicida (Park et al., 2000)
Edwarsiella tarda (Hsu et al., 2000) y Vibrio anguillarum (Wu et al., 1987) en peces.
Recientemente, investigadores japoneses han desarrollado métodos como la
administración de fagos por vía peritoneal, mediante inyecciones de fagos purificados, o
bien por vía oral, en peces jóvenes infectados experimentalmente con bacterias patógenas.
Lo anterior ha permitido evaluar la capacidad de los fagos como agentes terapéuticos en
acuicultura (Nakai, 1999; Park et al., 2000). Además de que han sido aislados y
caracterizados vibriófagos de amplio espectro que actúan contra Vibrio parahaemolyticus,
V. alginolyticus, V. fluvialis y V. furnissii (Wu et al., 1987) y, recientemente, una
compañía en la India produce una suspensión de fagos denominado LUMI-NIL-MBL®,
específico para combatir a Vibrio harveyi en el cultivo de camarón.
Material and Methods
1. Phage Isolation and culture
The phages used in this report were isolated during an extensive screening program
which begins during 2003 and continues until now in the North west coast of Mexico. The
phage vpms1 was isolated from the clam Megapitaria squalida in La Paz Bay and the
phages named F8 and F12 were isolated from a intensive culture of shrimp larvae Penaeus
vanameii.
The isolation was done following the standard procedures of enrichment and
filtration described by Carlson 2005. The target bacteria during the isolation was the strain
Vibrio parahaemolyticus ATCC 17802.
Samples of shrimp larvae (Mysis 3) (ca. 1 gr) and the digestive gland of five clams
was homogenized separately in 200 ml of sterile artificial sea water (ASW) (Instant Ocean).
A bacterial inoculum consisting of 1 ml V. parahaemolyticus, optic density adjusted at 1 at
560 nm (OD560=1) in sterile ASW was incorporated in the homogenates. The mixtures were
incubated by 24 h at 30º C and 10 mL aliquots were filtered using 0.2 µm (PALL
Acrodisc). The presence of phages in the filtrates was evaluated by inoculating a 13 µl
samples on a lawn of V. parahaemolyticus prepared on Marine Agar 2216 (Difco). The
presence of phages was evidenced by the lytic process on the bacterial lawn.
Lysis-positive supernatant samples were serially diluted and inoculated in
combination with V.parahaemolyticus in order to promote the formation of single plaques.
Individual plaques were transferred to 10 mL of Marine Agar previously inoculated with
17802, incubated at 30º C during 24 h and 0.2 µm filtered.
The filtrates with phages were cryopreserved at -70º C with 50% glycerol.
The phages were inoculated in 500 ml of marine broth previously inoculated with
the target bacterium. After 24 h at 30º C the cultures were 0.2 µm filtered and maintained at
4º C until their use. The titers in the phage stocks were determinated according to Carlson
2005.
2. Phage characterization
The adsorption rate, latent period, and burst size were determined according to the
procedures described in Carlson 2005. The analyses were carried out in Marine Broth at
30o C. For examination of the adsorption rate, the phages vpms1 and xxx (1.5x103 pfu)
were mixed with V. parahaemolyticus (17802) cells (109/mL), and the number of free
infectious phage virions was measured in the phage-cell mixture after treatment with
chloroform. To determine the latent period and burst size, V. parahaemolyticus (17802)
cells (5.8x108 /mL) were exposed to (2.4x103 pfu) for 5 min, washed thoroughly with cold
medium to remove unbound phages, and then resuspended in fresh medium. An aliquot of
the cell suspension was harvested regularly during incubation at 30o C to be titrated for
newly produced phages, including both released and cell associated phages, on a lawn of V
parahaemolyticus (17802).
Electron microscopy
Phages were purified from the lysis-positive supernatants. Polyethylene glycol
(6000) and NaCl were added to the supernatant to final concentrations of 10% and 0.5 M,
respectively, and kept at 4o C for 3 days. The resultant precipitate containing the phage
particles was collected by centrifugation at 8000 g for 20 min at 4o C, resuspended in 10
mM Tris-HCl and 5 mM MgCl2 (pH 7.2) buffer, and treated with 20 mg/mL DNase I (Type
II; Sigma Chemical) and 10 mg/mL RNase A (Type IA; Sigma) for 30 min at 37_C. The
phage suspension then was placed on top of a discontinuous CsCl gradient (1.5, and 1.7)
and centrifuged at 100,000 g for 1 h at 4_C. The phage band was collected and dialyzed
against saline that contained 20 mM MgCl2 and 20 mM CaCl2 (SMC) for 2 h at 4_C.
CsCl-gradient separation and dialysis (1 h) were repeated, and further dialysis against
HIBMC medium was carried out for 1 h at 4_C. The purified phage suspension was filtered
(0.45-mm pore size), divided into aliquots, and stored at 4_C until used. The samples were
appropriately diluted with HIBMC just before use for infections. The titers (pfu/mL) of the
purified samples were determined by inoculating them into bacterial strain SA37. In
Purified phage samples in SMC were fixed in 5% formalin and negatively stained
with 2% uranyl acetate (pH 4.0). Electron micrographs were taken with a transmisión
electron microscope (Hitachi H-7100; Hitachi) at 75 kV.
Obtención de nauplios libres de bacterias.
En condiciones estériles, 0.5 gramos de quistes de artemia INVE fueron
decapsulados en una solución de hipoclorito de sodio (1:1) durante 30 segundos y fueron
enjuagados con abundante agua de mar esteril y fueron transferidos a una solucion de
cloruro de benzalconio 1% durante 15 segundos y enjuagados con agua de mar artificial
esteril.
Los quistes fueron transferidos para su eclosión a un matraz erlenmeyer con 700 mL
de agua de mar artificial e incubado a 28º C con iluminación y aireación (0.2 µm filtrado)
continuas.
A 19 horas de incubación, los nauplios fueron transferidos en condiciones asépticas
a cajas de cultivo con 100 mL de agua de mar estéril a una densidad de 100 nauplios por
recipiente. La condición de libre de bacterias fue corroborada mediante siembra en agar
marino. The bacteria- free condition was corroborated by inoculation in 2216 medium
(Difco) and confirmed microscopically in Gram and Acridine-Orange stained samples
under a light-epifluorescence microscope (Olympus® BX60). Cada recipiente con 100
nauplios fue usado como unidad experimental en los sucesivos analisis.
Experimental infection of Artemia with Vibrio parahaemolyticus ATCC 17802
Para infectar a Artemia se preparó una suspensión a DO585=1 (aprox 109 UFC mL)
en agua de mar artificial estéril con un cultivo de 24 horas de V. parahaemolyticus 17802.
Los recipientes se inocularon con dosis de 0 a 800 µL en incrementos de 100 µL de la
suspensión de bacterias.
Para cada dosis de bacterias y sus respectivos controles (sin bacterias) se procesaron por
quintuplicado.
Los recipientes fueron mantenidos en una incubadora a 28º C y la supervivencia fue
registrada durante 72 h.
Infección de Artemia con Vibrio parahaemolyticus ATCC 17802 (I cinetica de
mortalidad)
Se inocularon 28 recipientes con artemias axénicas con una dosis de 600 µL por
recipiente con una suspensión de de bacterias igual a la descrita anteriormente (DO585=1).
Los recipientes fueron incubados a 28º C y a las 0, 8, 16, 24, 32, 40 y 48 horas, se fueron
retirando aleatoriamente en grupos de 4 recipientes para determinar la supervivencia.
Evaluación del uso de la terapia de fagos durante la infección de Artemia con V.
parahaemolyticus ATCC 17802
Una sola dosis de vpms1 al inicio de la infección con V. parahaemolyticus
Con el propósito de evaluar la fagoterapia, se usó el fago litico vpms1 el cual fue aislado de
la almeja Megapitaria squalida, es un fago caracterizado como podoviridae y es específico
contra cepas de V. parahaemolyticus. El fago fue manejado en una suspensión de 107 PFU.
Diez recipientes con artemias axénicas fueron infectados con V parahaemolyticus
ATCC17802. A 5 recipientes se le agregó 1 mL de la suspensión de vpms1 y los otros
cinco sirvieron como controles de la infección. Adic ionalmente se incluyeron 5 recipientes
de artemias axénicas que no fueron infectados con bacterias ni fagos. Los recipientes fueron
incubados a 28º C por 48 y la supervivencia fue registrada.
Efecto de la dosis usada
Se evaluaron dosis de 10, 50, 100 y 100 µL de la suspensión de vpms1 descrita
anteriormente. La evaluación se realizó con por n-plicado con artemias infectadas con V.
parahaemolyticus a dosis de 600 µL por recipiente como se describió previamente. Los
recipientes fueron incubados a 28º C. En el experimento se incluyeron controles sin fagos,
así como de artemias libres de bacterias. La supervivencia fue registrada a las 48 h.
Efecto del tiempo de aplicación de la fagoterápia.
Con el propósito de evaluar el efecto del tiempo de aplicación de fagos para el control de la
infección de V. parahaemolyticus en artemia, se infectaron artemias axénicas como se
describe previamente con la cepa ATCC 17802. A las 0, 3,10, ,20 y 30 horas se inocularon
con una dosis de X µL para cada tiempo se inocularon X recipientes.
Como control de este experimento, en cada uno de los tiempos X recipientes con artemias
infectadas fueron tratadas con Oxitetraciclina (Terramicina Pfizer) a una dosis de x mg por
recipiente.
Durante todo el experimento la temperatura fue mantenida en 28º C. La supervivencia en
cada recipiente fue registrada a las 48 h.
Resultados
During our experiments significative differences were found in survival and growth
(P<0.05), consistently the best results in survival and growth of Artemia were obtained in
the treatments with 8L and 8N (Fig 1).
During the first experiment the major percentage of survival (99%) was obtained
with the mixture of both strains, however, when compared with the 8N treatment (with
survival of 93%), no statistical diference was found (P>0.05). The lower survival
percentage (44%) was recorded in the treatment with only yeast (P>0.05)(Fig. 1A).
Similar results were found in the Artemia development (DI), where the higher
values were found with the mixture of both bacteria (Fig. 1B) and the significative lower
value was found in the treatment with only yeast (P<0.05). Statistical diferences were not
found when compared the development between the individual treatments of 8L and 8N
(P>0.2) (Fig. 1B).
In the second experiment the lower survival was recorded with only corn fluor, but
it was clearly improved with the adition of bacteria (P<0.05) (Fig. 1C). No diferences were
found with treatments that include yeast (P>0.05). The development (DI) was the same in
the treatments that contain bacteria (P>0.8) (Fig 1D), and was higher than recorded in the
only corn fluor treatment (P<0.001).
Similar results were found during the third experiment, the use of 8L and 8N
improves significantly the survival and the development of Artemia compared whith the
treatment with only Spirulina (Fig. 1E) where the survival reach only 32 %. No significant
diferences were found between the development index (P>0.05) (Fig. 1F).
Sc Sc+8L Sc+8N Sc+8L+8N
Treatment (Diet)
0
20
40
60
80
100
Sur
viva
l (%
) a
cc
bA
Sc Sc+8L Sc+8N Sc+8L+8N
Treatment (Diet)
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
Dev
elop
men
t Ind
ex (
D.I.
)
ab
bc c
B
CF CF+8L+8N CF+Sc+8L+8N Sc+8L+8N
Treatment (Diet)
0
20
40
60
80
100S
urvi
val (
%)
bbb
a
C
CF CF+8L+8N CF+Sc+8L+8N Sc+8L+8N
Treatment (Diet)
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
Dev
elop
men
t Ind
ex (
D.I.
)
a
b bb
D
Spr Spr+Sc+ 8L+8N Sc+ 8L+8N
Treatment (Diet)
0
20
40
60
80
100
Sur
viva
l (%
)
a
b cE
Spr Spr+Sc+8L+8N Sc+8L+8N
Treatment (Diet)
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
Dev
elop
men
t Ind
ex (D
.I.) a
aaF
Figure 1. Effect of Microbacterium sp.(8L) and Exiguobacterium mexicanum (8N) on survival (A,C and E) and development (B,C and F) of Artemia fed with yeast (Sc), corn flour (CF) or Spirulina (Spr) under xenic conditions (see text for details). Data are the average and standard deviations, different letter indicates significant differences at P<0.05. Impacto Nuestras investigaciones se han centrado en el desarrollo de tecnologías de control microbiano de bajo impacto al ecosistema. Como parte de esta línea de investigación, hemos iniciado con el aislamiento de fagos con alto potencial terapéutico. Sin embargo, es necesario disponer de un mayor número de fagos bien caracterizados para ser propuestos como una estrategia segura de control bacteriano. Adicionalmente es necesario evaluar las ventajas de su uso, así como el impacto sobre las poblaciones microbianas en los tanques de cultivo. El interés por el uso de fagos en acuicultura es muy reciente, por lo que es necesario conocimiento de los principios y limitaciones de su uso, ya que ello proporcionará una mejor perspectiva de su potencial terapéutico a gran escala. Los resultados del presente proyecto son de alta importancia para el desarrollo de la industria acuícola y son la base para entender los alcances y limitaciones de la terapia en condiciones de cultivo intensivo.
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Productividad Asociada al proyecto
1. Alumnos graduados: 2 2. Tesis en desarrollo: 2 3. Presentaciones en congreso: 2 4. Publicaciones Científicas: 1 5. Publicaciones en desarrollo: 2 6. Financiamiento externo: 1 7. Desarrollo de prototipos: 1
UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE
BAJA CALIFORNIA SUR
TESIS PROFESIONAL
AISLAMIENTO Y CARACTERIZACIÓN DE BACTERIAS ANTAGÓNICAS A Vibrio spp. DEL CULTIVO LARVARIO
DE CAMARÓN BLANCO Litopenaeus vannamei
QUE PARA OBTENER EL TITULO DE:
LICENCIADO EN BIOLOGÍA MARINA
PRESENTA
Diana R. Barajas Sandoval
LA PAZ BAJA CALIFORNIA SUR MÉXICO 2007
UNIVERSIDAD AUTÓNOMADE BAJA CALIFORNIA SURÁrea Interdisciplinaria de Ciencias del Mar
Departamento de Biología Marina
Aislamiento y Caracterización de Bacteriascon Potencial Probiótico para la Produccióa
deArtemia franciscana
TESIS
Que para obtener el grado de
BIÓLOGO MARINO
Presenta:
RUBÉN CARMONA PÉREZ
DIRECTOR DE TESIS:Me. Sergio Francisco Martínez Díaz
La Paz, Baja California Sur, México, diciembre de 2006
PERSPECTIVES OF PHAGE THERAPY TO COMBAT AND PREVENT INFECTIONS IN AQUACULTURE. Sergio F. Martínez-Díaz*, Araceli Hipólito-Morales and Román Viatcheslavovitch Makarov Centro Interdisciplinario de Ciencias marinas. Playa el Conchalito sn La Paz Baja California Sur, México. Phage therapy is the use of specific viruses that kill bacteria in the treatment of bacterial diseases, it has been demonstrated as a good alternative to control bacterial infection under conditions in which the antibiotics do not work (v. gr. with antibiotic resistant bacteria). Some characteristics make of the phages good candidates for therapeutic use; usually they are specific for only one specie or a strain, this selectivity is advantageous on the use of antibiotics which usually are of broad spectrum and some times promote the development of resistant strains. The phages are abundant and occur naturally in the ecosystem for which one can expect fewer administrative restrictions for their use. In aquaculture the phage therapy will help to reduce the impact of the indiscriminate use of antibiotics. It has been proved as an effective method to combat bacterial infection in fish. Phage suspension was injected or orally provided to fish, in both cases one can expect a pharmaco (phage) kinetic behavior similar to described in mammal models. However, under the most common condition in aquaculture in which a treatment it is justified (i. e. during the intensive seed production or growth out), the injection or the oral routes can´t be used and the most common route will be the direct delivery in the culture water. In this condition the success or failure of the phage therapy will depend of the adequate level of knowledge of all factors involved in the infective process. In this study we develop a model to evaluate phage therapy and analyze the dynamic of success or failure during the prevention and treatment of a disease. Our model was established using gnotobiotic conditions and was based on the infection of Artemia nauplii with their pathogen Vibrio parahaemolyticus. The specific phage VPMS1 was used in the model. Our results show that the phage therapy is highly effective to prevent mortalities during an experimental infection, producing similar or better results that found with broad spectrum antibiotics. We describe the pharmacokinetic principles during the phage therapy under these novel conditions and analyze the cases in which phage treatment can t work to prevent the mortalities.
Sergio Martínez Díaz
De: "Aquaculture International" <[email protected]>Para: <[email protected]>Enviado: Viernes, 01 de Febrero de 2008 08:53 a.m.Asunto: Your Submission AQUI248R1
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08/02/2008
Dear Dr Martinez-Diaz, We are pleased to inform you that your manuscript, "Use of Microbacterium sp. and Exiguobacterium mexicanum to improve the survival and development of Artemia under xenic conditions", has been accepted for publication in Aquaculture International. You will be contacted about proofs and offprints in due course by our Manufacturing Department. Any queries concerning your manuscript should now be addressed to the Editorial Department at: [email protected] Please remember to quote the manuscript number, AQUI248R1, whenever inquiring about your manuscript. Please let Springer know as soon as possible, by filling out the order form, if you wish to opt for Springer's Open Choice programme, which would make your article's online version available with open access. Detailed information about the Springer Open Choice option and an order form can be found at: www.springer.com/openchoice. If you choose to participate in Open Choice your paper will be freely available with open access, ensuring the widest possible access to your research. Open Choice articles are also clearly indicated so users know about their enhanced access. If you do not wish your article to be published with open access, no further action is necessary. With best regards, Journals Editorial Office Springer Reviewer #1: The results of this manuscript are important for not only aquaculture but also aquatic environment. Consequently, I conclude this manuscript is enough to publish in this journal.
