Embed Size (px)
Citation preview
“MEDIOS NO MECÁNICOS EN
REDUCCIÓN BACTERIANA”
INVESTIGACIÓN BIBLIOGRÁFICA DEL PROCESO DE SUFICIENCIA PROFESIONAL PARA OBTENER EL TÍTULO DE CIRUJANO DENTISTA
CARMEN BEATRIZ MONTOYA CÁRDENAS
Lima- Perú
2008
JURADO EXAMINADOR
PRESIDENTE : Dr. Oswaldo Huapaya Macavilca
SECRETARIO : Dr. Antonio Denegri Hacking
ASESOR : Dr. Felipe Hernández Añaños
FECHA DE SUSTENTACION : 03 de Marzo del 2008
CALIFICATIVO : APROBADO
A mi madre.
A mi abuelita.
AGRADECIMIENTO
Al Dr. Felipe Hernández Añaños por su amistad y comprensión
RESUMEN
El éxito o el fracaso del tratamiento del sistema de conductos dependerán de la
remoción de la mayor cantidad de desechos y bacterias del conducto radicular durante
la instrumentación. Esto se logra mediante diferentes medios tanto mecánicos como
no mecánicos. Los medios mecánicos incluyen los variados sistemas de
instrumentación manual o rotatoria. Los medios no mecánicos son aquellos que
incluyen soluciones irrigantes antibacterianas, medicación intraconducto, láser,
terapia fotoactivada, etc.
Son los medios no mecánicos los que complementarán a los medios mecánicos en la
reducción y/o remoción de bacterias y detritus del interior del sistema de conductos,
pues la anatomía interna de los conductos radiculares no permite un fácil ingreso de
los medios mecánicos.
Palabras claves: biofilm, hidróxido de calcio, clorhexdina, hipoclorito de sodio,
terapia fotoactivada, láser, citotóxico, desinfección, Enterococcus faecalis.
LISTA DE ABREVIATURAS
EDTA Ácido etilen diamino tetracetico
CHX Clorhexidina
Er,Cr:YSGG Erbium, chormiun: yttrium-scandium-gallium-garnet
Ca(OH)2 Hidróxido de calcio
H2O2 Peróxido de hidrógeno
LPS Lipopolisacarido
MTAD Mezcla de un isomero de Tetracycline Ácido Citrico y detergent
NaOCl Hipoclorito de sódio
PCA Paracloroanilina
PMCF Paramonoclorofenol
PMCFA Paramonocloro fenol alcanforado
PS Fotosensibilizador
PDT Terapia foto dinámica
ÍNDICE DE FIGURAS
Pag.
Figura N. 1: Dibujo del Libro Endodoncia Técnicas y Fundamento. 3
Figura N.2: Periodontitis apical. 3
Figura N.3: Fotografía de biofilm de infección endodóntica 4
Figura N.4 Fotografía del sistema de conductos 5
Figura N.5 Irrigación y aspiración 6
Figura N.6 Suero fisiológico para irrigación. 9
Figura N.7 Microfotografía de dentina tratada con ácido. 13
Figura N.8 EDTA al 17% 14
Figura N.9 Gel de EDTA 15
Figura N.10 Gel de EDTA al 18% 16
Figura N.11 Gel y solución de CHX al 2% 17
Figura N.12 Fotografía registra los cambios de color en los microtubos 19
Figura N.13 Fotografia registra la formación del precipitado. 28
Figura N.14 Hidróxido de calcio 35
Figura N.15 Fibra óptica con un diámetro de 500 µm demostrando su
difusión cilíndrica en 360 44
Figura N.16 Irradiación del conducto con luz roja de 665 nm 44
Figura N.17 Microscopia electrónica mostrando túbulos dentinarios y su
apertura hacia la pulpa.(b) después de la remoción del smear
layer. (c) biofilm de E. faecalis sobre las paredes del conducto
y (d) en los túbulos dentinarios. Dr. Soukos y cols. 2006. 45
Figura N.18 Contaminación de los túbulos dentinarios después de
48-h de infección (x10000). Drs. Eldeniz y cols. 2006. 48
INDICE DE TABLAS
Pág.
Tabla N. 1 Propiedades físicas y químicas de las distintas soluciones de
NaOCl 23
Tabla N.2 Especies bacterianas, virales y protozoicas sensibles a la acción
del NaCl 24
1
ÍNDICE DE CONTENIDOS
Pag.
I. Introducción……………………………………………………………….3
II. Medios no mecánicos de reducción bacteriana……………………………4
II.1 Irrigantes………………………………………………………………9
II.1.a Soluciones químicamente inactivas…………………..12
II.1.a.1 Suero fisiológico…………………………….12
II.1.a.2 Anestesia y Agua……………………………13
II.1.b Soluciones químicamente activas……………………..13
II.1.b.1 Peróxido de hidrógeno ……………………..13
II.1.b.2 Enzimas ……………………………………..14
II.1.b.3 Ácidos……………………………………….15
II.1.b.4 EDTA………………………………………..17
II.1.b.5 Clorhexidina…………………………………19
II.1.b.6 Hipoclorito de sodio…………………………23
II.1.b.7 MTAD……………………………………….31
II.2 Medicación intraconducto……………….…………………………..34
II.2.a Alcoholes………………………………………………35
II.2.b Compuestos fenólicos…………………………………36
II.2.b.1 Eugenol……………………………………...36
II. 2.c Aldehidos……………………………………………..37
II.2.c.1 Formocresol.....................................................37
II.2.c.2 Paramonoclorofenol alcanforado…...……….37
II.2.d Antibioticos………………………………………........39
II.2.e Hidróxido de calcio………………………………........40
2
II.3 Terapia fotoactivada…………………..……………………………49
II.4 Láser……………………………………………...………...............54
III Conclusiones………………..……………………………………..………..58
IV Referencias bibliográficas………………………………………………….61
1
I. INTRODUCCIÓN
El debridamiento completo del conducto radicular es esencial para el éxito del
tratamiento endodóntico. La preparación biomecánica del conducto radicular consiste
no solamente en remover tejido pulpar, restos necróticos, microorganismos y dentina
infectada, sino también en la conformación que facilita la obturación que sellará el
foramen apical. El objetivo final de la preparación químico-mecánica es proveer
limpieza en el conducto radicular, y paredes dentinales lisas a las cuales el material
obturador pueda adherirse.
La morfología del sistema de conductos genera dificultades al profesional para lograr
el total debridamiento del contenido del conducto, ya que con la sola instrumentación
manual no se tiene acceso a todas las estribaciones de éste. Por tal razón, se ve
obligado a utilizar sustancias irrigantes que le permitan llegar a estas zonas con el fin
de obtener una mejor desinfección del conducto radicular, y así incrementar la acción
que ejercen los instrumentos durante la terapia endodóntica. Se han utilizado diversas
soluciones de irrigación, tales como, agua oxigenada, enzimas, antimicrobianos,
solución salina, suero, anestesia, entre otros. Existen también medicamentos que se
ubican dentro de los conductos radiculares, terapia con el láser, terapia fotoactivada,
etc
El propósito de la presente monografía es de realizar una revisión bibliográfica acerca
de los diferentes medios no mecánicos para lograr una reducción bacteriana durante el
tratamiento endodóntico, analizar sus características, propiedades y mecanismos de
acción, con el fin de establecer cuál es el más apropiado y el que proporciona mejor
desinfección durante la instrumentación del conducto radicular.
2
II. MEDIOS NO MECÁNICOS DE REDUCCIÓN BACTERIANA
El tratamiento endodóntico comprende diferentes procedimientos y su éxito dependerá
de la calidad de la limpieza, conformación y obturación del sistema de conductos
radiculares.
Es de vital importancia la elaboración de un diagnóstico correcto, ya que este
permitirá orientar adecuadamente la secuencia del tratamiento, así como la elección de
los materiales a seguir.
A pesar de que es fundamental el trabajo mecánico en la preparación del conducto
radicular, resulta innegable el uso de determinadas técnicas que permitan la
desinfección del sistema de conductos. El éxito o el fracaso del tratamiento del
sistema de conductos dependerán de la remoción de la mayor cantidad de desechos de
los conductos radiculares antes de su obturación (1).
Davis et al. (1972) demostraron que en conductos bien conformados hay restos de
pulpa y detritus orgánicos, especialmente en áreas que los instrumentos no contactan
(2). Posteriormente, Goldman et al. (1985) comprobó que la instrumentación
mecánica sola no es capaz de reducir la población bacteriana y dejar las superficies
dentinarias libres del barro dentinario (2). Luego Peters et al. (2001) demostraron que
la instrumentación nunca toca un 35% o más de la superficie radicular (2).
Adicionalmente, las complejidades del sistema de conductos con los istmos,
ramificaciones y los túbulos dentinarios, hacen que el completo debridamiento de las
bacterias con la instrumentación e irrigación sola sea imposible (3).
3
Figura N. 1 Dibujo del Libro Endodoncia Técnicas y Fundamento
Drs. Goldberg y Soares
Dado que las bacterias y sus productos inducen o perpetúan patologías pulpares y
periapicales, es de vital importancia para el odontólogo conseguir la mayor asepsia
posible del conducto radicular, ya que es de conocimiento que en dicha locación se
pueden encontrar más de 150 especies bacterianas, en combinaciones de 4 a 7
especies, con gran prevalencia de los anaerobios estrictos (4). Estas bacterias se
encuentran en suspensión en los fluidos presentes en la luz del conducto principal.
Formando agregados microbianos los cuales usualmente colonizan las paredes del
conducto, organizándose en multicamadas celulares o biofilms. Siendo estos los
causantes de la periodontitis apical crónica (4).
4
Figura N.2 Periodontitis apical crónica Dr. Hair Salas Beltrán
Estos biofilms son condensaciones de microbios en películas delgadas que se pueden
formar en cualquier superficie en la naturaleza y que sobreviven en soluciones acuosas
(5).
Fig. N.3 Fotografía de biofilm de infección endodóntica.
Nair et al. (2005) detectaron histológicamente biofilms bacterianos en los istmos entre
conductos y en conductos accesorios a 3 mm del ápice en 14 de 16 dientes, los cuales
fueron removidos quirúrgicamente para terminar el tratamiento radicular en una sola
cita (6). Investigaciones con el microscopio electrónico de barrido (MEB) han
demostrado penetración bacteriana de hasta 1000 µm dentro de los túbulos dentinarios
en un laboratorio modelo (7). Siendo la esclerosis dentinaria o hipercalcificación
tubular, fenómeno fisiológico que se inicia a partir de la tercera década de vida en la
zona apical y que progresa hacia coronal, el factor más influyente en la penetración de
bacterias en los túbulos dentinarios (8).
Sus etapas de formación son las siguientes: (6)
• Fase temprana del biofilm.
• Fase de adhesión y co-adhesión de los microorganismos.
• Fase de multiplicación y metabolismo de las uniones de los microorganismos.
5
Consiguen una mejor degradación de complejos largos de moléculas de nutrientes
(glicoproteínas, y suplementos de proteínas), sobreviven a estados de inanición y
permanecer en estado de latencia. Haciendo posible que la infección se pueda
propagar hacia los túbulos dentinarios y en las variaciones anatómicas internas del
sistema de conductos (6).
Figura N. 4 Fotografía Sistema de conductos cortesía. Dr. Hair Salas Beltrán
Poseen una organización llamada Quorum Sistem, la cual les permite mantener
comunicación entre las bacterias y se encuentra mediada por señales moleculares. La
cual coadyuva a la formación del biofilm, aumenta su virulencia (incorporan ADN),
les permite una mejor degradación de nutrientes y ayudan a la forma de las bacterias
en el biofilm (6).
Las especies bacterianas encontradas con mayor prevalencia en los túbulos dentinarios
pertenecen a los géneros: Actinomyces, Peptostreptococcus, Veillonella, Eubacterium,
Fusobacterium, Propionibacterium, Prevotella, Bacteroides, Porphyromonas y
Streptococcus (9).
Durante el tratamiento de conductos la acción de los instrumentos depende del
contacto físico contra las paredes radiculares, al existir irregularidades y zonas
inaccesibles que dificultan la reducción de bacterias existentes en el sistema de
6
conductos, surge la necesidad de recurrir a medios no mecánicos que coadyuven en
dicha labor.
Tipos de medios no mecánicos:
II.a IRRIGACIÓN
II.b MEDICAMENTOS INTRACONDUCTOS.
II.c LÁSER
II.d DESINFECCIÓN FOTOACTIVADA.
II.1 IRRIGACIÓN
La irrigación del sistema de conductos, se define como el lavado y aspiración de todos
los restos y sustancias que puedan estar contenidos en la cámara pulpar o conductos
radiculares (10).
Figura N.5 Irrigación y Aspiración
El debridamiento de los conductos radiculares es esencial para el éxito del tratamiento
endodóntico. Sin embargo, las técnicas comúnmente usadas no logran una completa
limpieza de los conductos radiculares. El tejido pulpar residual, los detritos dentinales
7
y las bacterias pueden persistir en las irregularidades de las paredes de los conductos.
Esta es la razón por la cual es necesario utilizar el mejor irrigante posible en conjunto
con la instrumentación.
Los conductos radiculares infectados se llenan de materiales potencialmente
inflamatorios. La acción del limado genera detritos, que también pueden provocar una
respuesta inflamatoria. La irrigación por sí misma es capaz de expulsar estos
materiales y minimizar o eliminar su efecto (11). Sin embargo no existe un irrigante
que pueda eliminar completamente toda la material orgánica e inorganico y al mismo
tiempo impartir una propiedad residual substantiva en las paredes dentinarias de los
conductos radiculares (12,13).
La irrigación de los conductos radiculares tiene por objetivos: (10)
• Limpieza o arrastre físico de trozos de pulpa, sangre líquida o coagulada, virutas
de dentina, plasma, exudados, restos alimenticios etc. Con el fin de evitar el
taponamiento del conducto.
• Acción detergente y de lavado por la formación de espuma y burbujas de oxígeno
de los medicamentos usados.
• Acción antiséptica o desinfectante y lubricante propio de los fármacos empleados.
• Acción blanqueante, debido a la presencia de oxígeno liberado.
• Retirar materia orgánica e inorgánica.
• Liberar y/o solubilizar el material orgánico.
• Permitir la acción más directa e intensa del agente antimicrobiano con la
microbiota endodóntica.
• Presentar compatibilidad biológica con los tejidos periapicales.
• Facilitar la acción del instrumento endodóntico.
• Alterar el pH del contenido.
• Controlar una posible infección.
• Neutralizar el contenido del conducto.
Las características de un irrigante ideal son: (14)
• Bactericida y/o bacteriostático.
• Baja citotoxicidad
8
• Solvente de tejidos o de residuos orgánicos e inorgánicos
• Baja tensión superficial
• Lubricante
• Fácil aplicación
• Acción rápida y sostenida, entre otras.
Goldman et al. (1985) dieron evidencia que en conductos tratados sin irrigación, la
cantidad de tejido residual fue mucho mayor que en conductos que fueron irrigados
(2). Además, la presencia del barrillo dentinario después de la instrumentación reduce
la efectividad de los irrigantes y apósitos temporales para desinfectar túbulos
dentinarios (15).
Las diversas soluciones que han sido utilizadas durante la terapia endodóntica se
pueden clasificar de la siguiente manera:
II.1.a SOLUCIONES QUÍMICAMENTE INACTIVAS
II.1.a.1 Suero fisiológico
II.1.a.2 Agua y anestesia
II.1.b SOLUCIONES QUÍMICAMENTE ACTIVAS
II.1.b.1 Peróxido de hidrogeno
II.1.b.2 Enzimas
II.1.b.3 Ácidos
II.1.b.4 EDTA
II.1.b.5 Clorhexidina
II.1.b.6 Hipoclorito de sodio
II.1.b.7 MTDA
9
II.1.a Soluciones quimicamente pasivas
II.1.a.1 Suero fisiológico
Líquido irrigador que minimiza la irritación y la inflamación de los tejidos. En
concentración isotónica, la solución salina no produce daños conocidos en el tejido y
se ha demostrado que expele los detritos de los conductos con tanta eficacia como el
hipoclorito de sodio (10). Produce gran debridamiento y lubricación. Esta solución es
susceptible de contaminarse con materiales biológicos extraños por una manipulación
incorrecta antes, durante y después de utilizarla. La irrigación con solución salina no
permite una correcta destrucción química de la materia microbiológica, no logrando la
disolución de los tejidos mecánicamente inaccesibles (11). Algunos autores concluyen
que el volumen de irrigante es más importante que el tipo de irrigante y recomiendan
el uso de una solución compatible biológicamente tal como la solución salina, pero
ésta tiene poco o ningún efecto químico y depende solamente de su acción mecánica,
para remover materiales del conducto radicular (16). El efecto antibacteriano y su
disolución de tejido son mínimas si se compara con el peróxido de hidrógeno o el
hipoclorito de sodio (17).
Figura N. 6 SUERO FISIOLÓGICO para irrigación
II.1.a.2 Solución anestésica y agua
10
Estas sustancias químicamente inactivas no han mostrado ser eficaces en la remoción
eficiente de detritos y bacterias. Por el contrario contribuyen a la formación de barrillo
dentinario posiblemente contaminado. Ofrecen una acción de lavado y gracias a su
acción hipotónica pueden lisar bacterias sin paredes celulares, sin embargo, las
bacterias encontradas en los conductos radiculares típicamente poseen paredes
celulares (18). Así también la solución anestésica puede ser utilizada para controlar el
sangrado profuso (17).
II.1.b Soluciones químicamente activas
II.1.b.1 Peróxido de hidrógeno (H2O2)
Es un ácido débil con propiedades desinfectantes el cual es usado generalmente al 3%.
Su mecanismo de acción se debe a la efervescencia que produce, ya que la liberación
de oxígeno destruye los microorganismos anaerobios estrictos y el burbujeo de la
solución cuando entra en contacto con los tejidos y ciertas sustancias químicas expulsa
restos tisulares fuera del conducto.
Su mejor efecto antibacterial lo demuestra en concentraciones 1/10, mostrando
habilidad en el desalojo de tejido pulpar necrótico y detritos dentinales cuando este se
encuentra en contacto íntimo con las paredes del conducto radicular. Siendo la acción
oxidativa su mayor efecto antibacterial (19), ya que la reacción de iones
superoxidantes que producen radicales hidroxilos atacan la membrana lipídica, ADN y
otros componentes celulares. Su acción antimicrobiana consiste en el resultado de la
oxidación de los grupos sulfidrilos y dobles cadenas en proteínas, lípidos, y
superficies de membrana (20).
La utilización de este irrigante junto con el Hipoclorito de sodio ha sido fuertemente
incentivada debido a las siguientes cualidades (21):
• La reacción efervescente, en la cual las burbujas expulsan
mecánicamente los detritos del conducto radicular.
• La acción solvente del hipoclorito de sodio sobre el tejido orgánico.
• La acción blanqueadora y desinfectante de ambas soluciones.
11
Sin embargo la utilización de ambas soluciones requiere de mucho cuidado ya que
algunas veces resulta en un enfisema tisular (22).
Además, la presencia de dichas moléculas de O2 dentro del conducto radicular puede
causar presión en el tejido periapical. Por otro lado, se ha encontrado que el uso del
hipoclorito de sodio solo es más efectivo como agente antimicrobiano, que cuando se
usa de forma alternada con otras soluciones como el peróxido de hidrógeno (16).
II.1.b.2 Enzimas
Desde 1930 hasta 1940 se utilizaron enzimas proteolíticas ya que se creía en su
capacidad para disolver los tejidos. Estos fármacos proteolíticos o fibrinolíticos, son
enzimas de diversos orígenes, que tienen la acción farmacológica común de favorecer
la eliminación de los exudados purulentos, disminuir la viscosidad de los edemas,
facilitar la llegada de los antibióticos y mejorar la evolución del trastorno
inflamatorio. Las más conocidas son: la tripsina y quimiotripsina, las cuales aceleran
la cicatrización por lisis de los tejidos necrosados, al mismo tiempo que respetan los
tejidos vivos. La tripsina actúa separando los aminoácidos alifáticos: lisina, arginina e
histidina, mientras que la quimiotripsina separa los de la serie aromática: tirosina,
triptófano, fenilalanina, etc (10).
Otras enzimas son la estreptoquinasa y estreptodornasa, las cuales son obtenidas de
los cultivos de ciertas cepas de estreptococos. Aunque ambas enzimas son
proteolíticas, la estreptoquinasa actúa especialmente como fibrinolítico de manera
indirecta, activando el plasminógeno normal en la sangre y transformándolo en
plasmina, que a su vez provocaría la fibrinólisis. La estreptodornasa actúa sobre el
ácido desoxirribonucleico y la desoxirribonúcleo-proteína (componentes principales
de los exudados purulentos) y logra una licuefacción de los exudados espesos y
viscosos que se transformarían en líquidos más fluídos. Ambas enzimas pueden ser
utilizadas para remover coágulos, exudados fibrinosos, y purulentos de procesos
inflamatorios, y así facilitar la acción de agentes antimicrobianos, y mejorar la
reparación de los tejidos. Más no actúan sobre tejidos vivos (10).
II.1.b.3 Ácidos
12
Muchos ácidos han sido empleados durante la irrigación de los conductos radiculares
como son: el Ac. Sulfúrico al 40%, el Ac. Fosfórico, Ac. Láctico al 50% y Ac.
Clorhídrico al 30%, etc. El más utilizado y estudiado ha sido el ácido cítrico, siendo
utilizado en concentraciones que van de 6%-50% (10).
Este ácido es un agente quelante que reacciona con los iones metales para formar un
quelato soluble no iónico (23). Sirve para remover el barro dentinario, el cual esta
conformado por residuos de dentina, restos orgánicos de pulpa viva o necrótica,
bacterias y restos inorgánicos, que impiden una adecuada sanificación del sistema de
conductos radiculares y representa una barrera física a la acción desinfectante de las
sustancias químicas auxiliares, así como de la medicación intraconducto (24).
Es utilizado en concentraciones de 10, 25 y 50%. Destacando que la solución de ácido
cítrico al 10% con un pH 4,5 es aceptable y al 50% con un pH 2 es ideal para
conductos tortuosos y atrésicos. Así también se observó que las soluciones de ácido
cítrico al 25% y 50% se portan de la misma manera en lo que se refiere acción
desmineralizadora. Siendo una posible explicación la formación de cristales de citrato
de calcio que al no ser removidos pueden quedarse a la entrada de los túbulos
dentinarios, obstruyendo su paso (25).
Posteriormente Sterret y cols. Observaron que las concentraciones más efectivas de
ácido cítrico fueron del 30% (pH 1,55) 25% (pH 1,62) y 25%( pH 1,62) (26). Siendo
la principal desventaja su bajo pH, por lo que lo hace biológicamente menos aceptable
que su análogo el EDTA (23).
A pesar de su efectividad antibacterial, por sí sólo no logra una eficaz preparación
químico-mecánica; éste puede ser utilizado en combinación con el hipoclorito de
sodio y así lograr la eliminación de microorganismos y al mismo tiempo la disolución
de remanente orgánico y del barro dentinario, pero el EDTA lo supera en estos casos,
al ser una sustancia más biocompatible y de comparable acción (27).
Es sabido que la permeabilidad de la dentina no es afectada por el hipoclorito de
sodio, sin embargo cuando se hace un tratamiento con ácido cítrico al 50%, el grado
de permeabilidad es ampliado en muchas veces (28). Algunos autores sustentan que la
capacidad de aumentar la permeabilidad dentinaria se incrementa con el aumento de
13
su concentración (29). Sin embargo otros sustentan que la capacidad quelante del
ácido no aumenta en relación a su concentración, sino a su disociación iónica, siendo
el pH de la solución el responsable de este efecto (30,31).
La mayor efectividad de esta solución tiene lugar en el tercio cervical y medio de la
raíz. Ya que las variaciones en la localización dentinaria y en el pH pueden influir y
determinar diferentes reacciones químicas frente a la acción de solventes inorgánicos
(32). Como lo demostraron Verdelis y cols (1999), que la dentina apical es la más
calcificada en relación a la de los tercios cervicales y medio, además de presentar una
solubilidad dentinaria limitada en ambiente, con pH neutro (33).
Los buenos resultados observados con el hipoclorito de sodio / ácido cítrico provienen
de una acción sinérgica de esas sustancias, dado que el empleo aislado el hipoclorito
no es suficiente para aumentar la permeabilidad dentinaria (24). El contacto constante
del solvente orgánico/inorgánico facilita la actuación del instrumento manual,
principalmente en conductos atrésicos y tortuosos, además de acentuar la efectividad
química de los compuestos halogenados (24).
Figura N.7 Microfotografía de dentina tratada con ácido.
Dr. Hülsman M. Irrigación del conducto radicular:
objetivos, soluciones y técnicas. 1998.
II.1.b. 4 EDTA (ácido etilen diamino tetracetico)
Las sales de sodio del EDTA son agentes coloidales capaces de formar quelantes
solubles no iónicos con un gran número de iones metálicos. Siendo la sal tetrasódica
de EDTA la forma usual taponada del 10% al 17% (34).
14
Figura N.8 EDTA al 17%
Este Edetato sódico de solución acuosa o ácido tetra acético de ethileno diamina fue
propuesto por Nygaard Ostby (1957) y se utiliza al 17% para la instrumentación de
conductos radiculares y remoción del barro dentinario y posee un pH neutro (35).
Durante la instrumentación de los conductos radiculares, la solución EDTA, reacciona
con los iones calcio en los cristales de hidroxiapatita y forma quelatos metálicos. La
remoción de iones calcio de la dentina peritubular básicamente, incrementa el
diámetro de los túbulos dentinales expuestos de 2.5mm a 4mm (36). Ayudando a
descalcificar la capa superficial de dentina en las paredes del conducto, facilitando el
ensanchamiento y modelamiento del conducto (35). Además aumenta la
permeabilidad dentinaria, favoreciendo la acción de los medicamentos intraconductos
(35), como lo observó Foster y col en 1994, demostrando que la eliminación del smear
layer facilita la difusión del hidróxido de calcio (2), así como también se observó una
acción en conjunto eficaz por parte del NaOCl al 5,25%, EDTA y Ca(OH)2 para
lograr reducir significativamente las bacterias (37).
Siendo su principal empleo para conductos estrechos, indicándose el lavado al
terminar la PBM, para favorecer una mejor adaptación de los selladores (35), lo cual
también fue evidenciado por Cergneux y col en 1997, quienes comprobaron que al
eliminar el smear layer, el sellador permanece en contacto íntimo con las paredes
dentinarias, mejorando la impermeabilidad de la obturación (2).
15
Figura N. 9 Irrigación con gel de EDTA
La reacción de EDTA con NaOCl que produce la asociación de estas soluciones,
permite una degradación progresiva y lenta de este componente. Demostrándose que
una irrigación final con NaOCl no parece limitar la acción quelante del EDTA. Siendo
respaldada por muchos estudios la combinación de NaOCl (2.5%-5.25%) con EDTA
(10-17%) por su efectividad en la remoción de tejido orgánico e inorgánico, sin
embargo se ha encontrado erosión en las paredes del conducto luego de utilizar EDTA
(2).
Por otro lado, se ha evaluado con MEB la capacidad de limpieza del gel de CHX (2%)
y gel de EDTA (24%) y suero fisiológico a nivel del tercio apical, medio y coronal.
Observándose que los conductos tratados con gel de EDTA se encontraron más
limpios que los tratados con gel de CHX y suero fisiológico, existiendo diferencia
estadística significativa en todos los tercios (cervical, medio y apical). En todos los
grupos, el tercio apical presentó una mayor cantidad de residuos dentinarios, seguido
del tercio cervical y medio independientemente de la solución utilizada. Mas no hubo
diferencia entre el gel de CHX al 2% y el suero fisiológico en los tres tercios (38).
16
Figura N. 10 Gel de EDTA al 18%
II.1.b.5 Clorhexidina
Esta solución pertenece al grupo de los compuestos halogenados (35,39,40,41). Es un
antiséptico bisbiguanídico de molécula simétrica compuesta de dos anillos
clorofenólicos y dos grupos de biguanida conectados por un puente central de
hexametileno. Este compuesto es una base fuerte y dicatiónica con niveles de pH que
están por encima de los 3,5. Posee dos cargas positivas en cada extremo del puente de
hexametileno y esa cualidad la hace extremadamente interactiva con los aniones, lo
cual es relevante para su eficacia, seguridad, y efectos secundarios locales (41).
Utilizada en diferentes concentraciones como antiséptico bucal, en forma de
enjuagatorio, gel, dentífrico, etc. Este agente bacteriostáttico, cuando es utilizado en
pequeñas concentraciones y lo logra mediante la inhibición de síntesis de ATP
bacteriano y bactericida de amplio espectro, cuando se le emplea en concentraciones,
logrando atravesar la membrana y precipitando los elementos del citoplasma
bacteriano. Es un irrigante común en el tratamiento periodontal y fue sugerido su uso
en Endodoncia por Delany en 1982 (41), también ha sido propuesto como un efectivo
medicamento intraconducto (19,42). Es así que al ser utilizado tanto como irrigante o
como medicamento intraconducto, posee eficacia antibacteriana comparable a la del
NaOCl (43,44,20), siendo efectivo aún contra ciertas cepas bacterianas resistentes al
NaOCl (43,45). Inclusive se ha demostrado su efectividad para descontaminar los
conos de gutapercha después de ser expuestos por 10 minutos cuando es utilizado al
2% (46).
17
Figura N. 11 gel y solución de CHX al 2%
Como solución irrigante en Endodoncia se recomienda su uso a una concentración de
2%, demostrando tener buenos resultados en piezas dentarias vitales, con necrosis
pulpar y con reabsorciones por su baja toxicidad (47). Su exposición prolongada a la
dentina apical provee una actividad antimicrobiana residual de la superficie de la
dentina de hasta 48-72 horas de su utilización (43). Posee la cualidad de sustantividad,
uniéndose a la superficie del esmalte y dentina como también a las glicoproteínas. Si
la concentración baja, se mueve para el medio a fin de mantener una concentración
mínima por un largo período de tiempo, prolongando su acción (20,43,45,48,49). Su
baja tensión superficial le permite penetrar los conductos accesorios y túbulos
dentinarios hasta una profundidad de 100mm (23). Es de fácil almacenamiento y
manipulación (50). Sin embargo su incapacidad de disolver la materia orgánica es un
inconveniente que ya ha sido percibido (51).
Esta absorción que posee a la superficie bacteriana se debe a la electróstatica y es que
al entrar en contacto con bacterias Gram (+) o Gram (-), se fija a su superficie,
dañando las barreras de permeabilidad de la pared celular bacteriana, conduciendo a
una alteración de la movilidad electroforética y del intercambio iónico, originando
trastornos metabólicos de las bacterias (23). Precipitación proteica en el citoplasma
bacteriano. La sustancia después de actuar sobre los componentes de la membrana
bacteriana puede ocasionar y facilitar una disociación de los componentes
intracelulares, logrando una precipitaciónlos elementos del citoplasma bacteriano e
inactivando sus procesos reproductivos y vitales (19,23,43,52).
18
La clorhexidina es inestable e ineficiente cuando se mezcla con sustancias de pH
menor que 5 y mayor que 8. Por lo tanto no se viabiliza la asociación de la
clorhexidina con sustancias con pH extremo tanto de carácter ácido ó básico como el
hipoclorito de sodio cuyo pH es generalmente mayor que 12 excepto para la solución
de Dakin cuyo pH puede variar de 7 a 9 (53).
Sus principales indicaciones complementarias son los casos de hipersensibilidad al
hipoclorito de sodio, rizogénesis imperfecta debido a la biocompatibilidad y en el
tratamiento de las necrosis pulpares por la acción antimicrobiana contra bacterias
anaerobias (53).
Debido a que la clorhexidina carece de efecto disolvente de tejido, es posible
combinarla con quelantes u otras soluciones irrigadoras, como el hipoclorito de sodio,
ya que se puede favorecer: la acción antimicrobiana, la disolución de tejido, y una
solución menos tóxica. Estudios han reportado que el uso alterno de NaOCl y
gluconato de clorhexidina resulta en un mejor porcentaje de reducción de la flora
microbiana (84.6%), comparado con el uso individual del NaOCl (59.4%), o
gluconato de clorhexidina (70%), mejorando así las propiedades antimicrobianas (54).
Por otro lado, se ha demostrado que la irrigación con NaOCl durante la
instrumentación, seguida por EDTA y CHX podría ser utilizada como un irrigante
final y así conseguir una buena desinfección, sin embargo si en el sistema de
conductos se encuentra todavía presente el NaOCl se formará un precipitado (55,56).
Es así que Basrani y cols. (2007) determinarón la minima concentración en la que
NaOCl causa el cambio de color y foma un precipitado cuando es mezclado con la
CHX al 2% y de caracterizar el precipitado resultante. Utilizando diferentes
concentraciones de NaOCl (6.0%, 3.0%, 1.5%, 0.75%, 0.38%, 0.19%, 0.094%,
0.047% y 0.023%), además de las soluciones controles (6.0% NaOCl y 2.0% CHX) y
así determinar la minima concentración del NaOCl en la que cambia de color y ocurre
la formación del precipitado. Para ello se agregó a los 9 tubos inicialmente
mencionados 0.5 mL de 2.0% de CHX (57).
19
El cambio de color se ocurrió en los 9 microtubos en los cuales se agregó CHX, no
observándose en ninguno de los controles. Asi como la concentración incrementó, el
color fue variando desde un color durazno a un color marrón. El cambio de color se
notó inmediatamente y no cambió con el tiempo (57).
Figura N. 12 Fotografía Ilustra los cambios de color en los microtubos.
Dra. Basrani y cols. 2007
Los resultados de este estudio demostraron que al combinar CHX al 2% con NaOCl al
0.023% ocurre una reacción inmediata y al incrementar el NaOCl a 0.19% resulta en
la formación de un precipitado, PCA y que la cantidad de dicho precipitado
incrementa proporcionalmente con la cantidad de NaOCl (57).
Siendo sustentado este resultado con la siguiente base teórica, al colocar en un medio
acuoso la CHX lentamente se hidroliza y forma la PCA (58). Esto ocurre debido a la
sustitución del grupo guanidina de la molécula de CHX. Al mezclar NaOCl, la
molécula de CHX se convierte en fragmentos hidrolizados, los cuales formarán un
subproducto (59). Es propenso que los enlaces de carbono y nitrógeno al tener pobre
energía de disasociación que presentan los enlaces de sus átomos sean los primeros en
romperse (60). Resultando en la formación de PCA, entre otros fragmentos.
La formación del precipitado se puede explicar debido a la reacción ácido– base que
ocurre cuando se mezclan NaOCl y CHX. Al ser la CHX un ácido dicatiónico con un
pH oscilante enrte 5.5– 6.0 tiene la habilidad de donar protones y el NaOCl al ser
alcalino puede aceptar esos protones. Este intercambio produce una sustancia neutral
insoluble, llamada PCA (61).
Este hallazgo es relevante ya que se ha observado que la PCA es tóxica (62,63).
Siendo el primer efecto tóxico de esta amina aromatica, la formación de
metahemogloblina (61). La exposición a corto plazo de la PCA a los humanos ha
20
resultado en cianosis, la cual es una manifestación de dicha formación (62). Estudios
toxicológicos en ratas y ratones han demostrado que la PCA tiene como principal
órgano blanco el sistema hematopoyético (62).
En 1990, Chhabra y cols. (62) condujeron un estudio de 90 días y encontraron que la
formación de metahemoglobina acompañaba una anemia hemolítica, hematopoyesis
extramedular y una esplenomegalia que indicaba una anemia regenerativa y una
toxicidad eritrocitaria. En 1991, ellos reportaron que la PCA en las ratas era
cancerígena, debido al incremento de los sarcomas en el bazo. En los ratones machos,
hubo un incremento de los carcinomas hepatocelulares y hemangiosarcomas en los
bazos (62). Por otro lado en los peces cebra, los investigadores encontraron que la
incubación se retrasó y los peces desarrollaron aumentos de las tasas de desarrollo y
pigmentación anormal (63). También se tiene reportes de severas metahemoglobinas
en neonatos humanos los cuales fueron expuestos a la PCA producida como ruptura
de las moléculas de CHX resultante del calor de la incubadora (64).
II.1.b.6 Hipoclorito de Sodio
El hipoclorito de sodio pertenece al grupo de los compuestos halogenados, siendo
inicialmente usado en la odontología en 1792, cuando fue producido por primera vez y
recibió el nombre de Agua de Javele, el cual consistía de una mezcla de hipoclorito de
sodio y potasio. En 1820, Labarreque, químico fránces, obtuvo el hipoclorito de sodio
con el 2,5% de cloro activo, que fue uilizado como desinfectante de heridas.
En 1915, durante la primera guerra mundial Dakin (65) químico americano, propuso
una nueva solución de hipoclorito de sodio al 0,5% de cloro activo, neutralizado con
ácido bórico. Esta nueva solución quedó conocida con el nombre de solución de Dakin
(66). Quien en 1915 observa que la desinfección de heridas con NaOCl 2.5%
(solución de Labarraque), retardaba la cicatrización por la gran cantidad de hidróxido
de sodio empleada. Es así que propone que el NaOCl al 0.5% sea neutralizado con
ácido bórico 4%, para obtener mejores resultados por pH casi neutro del NaOCl,
consiguiendo la desinfección de las heridas sin el efecto de la acción de los hidróxilos
sobre los tejidos vivos los cuales son irritantes de los tejidos (65).
21
En 1920, Crane describió el uso de la solución de Dakin, 0.5% NaOCl, en la terapia
endodóntica. Siendo hasta el día de hoy el irrigante más utilizado por sus propiedades
antibacterianas, lubricativas y disolvente de tejido (67).
Las propiedades del NaOCl :
• Buena capacidad de limpieza
• Antibacteriano
• Neutralizante de productos tóxicos
• Disolvente de tejido orgánico y tejido necrótico
• Desodorizante y blanqueante.
• Acción lubricante
• Tensión superficial baja
• Vida media prolongada
• Bajo costo
Este eficaz solvente de tejido, que actúa bajo ciertas condiciones (68-70), cuando entra
en contacto con materia orgánica causando alteraciones en la biosíntesis celular
produciendo licuefacción del tejido (67,71) y además agente antimicrobiano de
naturaleza oxidativa y alcalina (neutralizando la acidez del medio, tornándolo
impropio para el desarrollo bacteriano) (19,41,54), está relacionada con la formación
del ácido hipocloroso que al entrar en contacto con las proteínas tisulares las
disuelven, induciendo a la formación de hidrógeno, formaldehído y acetaldehído, este
hidrógeno sustituye al cloro originando la formación de cloramina, la cual interviene
directamente como antimicrobiano, ya que interfiere en la acción oxidativa celular con
inactivación enzimática irreversible en la degradación de lípidos y ácidos grasos, de
este modo se disuelve el tejido necrótico y el NaOCl penetra y limpia mejor las áreas
infectadas (72). Por otra parte tiene efectos tóxicos si se inyecta debajo del ápice
dentario (73), pudiendo causar hemólisis, úlceras y necrósis (74).
Siendo utilizado como solución de Dakin no irrita los tejidos vivos (65), sin embargo
es inefectivo contra los microorganismos específicos (41). En tanto que en altas
concentraciones el NaOCl es tóxico y puede causar inflamación de los tejidos
periapicales (19,41,75,76). Por lo tanto las concentraciones de 2.5-6% están indicadas
22
en dientes con pulpas necróticas con y sin lesiones periapicales y contraindicadas en
casos de pulpa vital, reabsorciones dentinarias internas y ápices abiertos (81).
NaOCl no posee sustantividad antimicrobiana (43), tiende a decolorar (75) y corroer
los instrumentos quirúrgicos, además de un olor desagradable (43). En contacto con
los ojos, genera un dolor agudo y eritema, requiere de protección por parte del
operador y del paciente, pudiendo dañar la ropa del paciente.
La capacidad de disolución y propiedades antimicronianas depende entonces de:
• Cantidad de materia orgánica y de NaOCl.
• Frecuencia e intensidad de flujo irrigante.
• Superficie de contacto entre el tejido y el NaOCl.
Por ello la irrigación con NaOCl en diferentes concentraciones debe ser abundante
para obtener el mejor resultado
Las concentraciones más conocidas son las siguientes:
• NaOCl 5% (soda clorada).
• NaOCl 2,5% (solución de Labarraque).
• NaOCl al 1% con Cloruro de sodio al 16% (Solución de Milton).
• NaOCl 0,5% con ácido bórico 4% para reducir pH (Solución de Dakin).
• NaOCl 0,5% con bicarbonato de sodio (Solución de Dausfrene)
Jonson y Remeikis (1993), evaluaron la capacidad de disolución de tejido con NaOCl
al 5.25%, 2.62% y al 1% en un intervalo de 1 día a 1 semana, utilizando el cordón
umbilical humano. Obtuvieron que el NaOCl al 5.25% mantiene su capacidad
disolutiva en el periodo de 1 semana y el NaOCl al 2.62% y al 1% mantuvieron su
estabilidad en el mismo período, luego expresaron una disminución gradual hasta la 2ª
semana, para finalmente estabilizarse hasta la 10ª semana (78).
La descripción de sus propiedades físico-químicas del NaOCl (79), determinó que a
mayor concentración habrá mayor dentina desmineralizada y el mantenerlo a un pH
elevado, alrededor de 11-12, lo hará más estable y permitirá que la liberación de cloro
sea más lenta. En tanto que a medida que se reduce el pH de la solución sea con ácido
23
bórico o con bicarbonato de sodio está quedará muy inestable y la perdida de cloro
será más rápida, presentando así un tiempo de vida corto.
Tabla N. 1 Propiedades fisicas y químicas de las distintas soluciones de NaOCl
establecidas por Guerisoli et al 1998.
SUSTANCIAS
PROPIEDADES NaCl 0.5% NaCl 1% NaCl 2.5% NaCl 5%
Densidad 1.00 1.04 1.06 1.09
Tensión superficial 74.3 75.0 75.7 75.7
pH 11.98 12.6 12.65 12.65
Viscosidad 0.956 0.986 1.073 1.073
Conductividad 26.0 65.5 88.0 88.0
Capacidad humectante 2h 20min 1h 27min 1h 23min 1h 23min
Su acción disolvente a concentraciones de 1% y 2.5% también ha sido comparada con
soluciones tales como aguada de cal y lechada de cal, demostrando tener mayor
efectividad al disolver el tejido pulpar bovino (80).
Su capacidad de penetración en los túbulos dentinarios depende directamente de la
concentración utilizada, este íntimo contacto con las paredes dentinarias del conducto
depende de la humectabilidad de la solución sobre la dentina sólida. Esta
humectabilidad depende a su vez de su tensión superficial, fuerza que tiende a inhibir
la difusión de un líquido sobre una superficie o a limitar su habilidad de penetrar a un
tubo capilar. Por lo tanto la baja tensión superficial del hipoclorito permite su
penetración a zonas de difícil acceso, como conductos laterales y túbulos dentinales
(81). Sin embargo es incapaz de remover por sí solo el barro dentinario, ya que sólo
actúa sobre la materia orgánica de la pulpa y la predentina (82).
Su uso en la desinfección de conos de gutapercha a una concentración de 5.25%
durante 1 minuto ha sido demostrada y promovida, por su efectividad y por ser de bajo
costo (21). Siendo confirmado nuevamente por Siqueira y col (22), quienes
determinaron que el NaOCl al 5.25% fue más efectivo al destruir esporas del Bacillus
subtilis presentes en los conos de gutapercha después de estar sumergidos por un
24
minuto en dicha solución, mientras que el glutaraldehido al 2%, la clorhexidina al 2%
y el alcohol etílico al 70% tardaron 10 minutos en lograr el mismo efecto.
Posteriormente (82) mediante estudios con MEB, se demostró la formación de
cristales de cloruro de sodio podian ocurrir luego de la desinfección de gutapercha con
NaOCl al 5.25%. Además este estudio demostró que dichos cristales podían ser
removiados al enjuagar dicha gutapercha con alcohol etílico al 96%, alcohol
isopropílico al 70% o agua destilada, sin embargo se desconoce si la formación de
dichos cristales afectaría el sellado.
Se ha demostrado la efectividad del NaOCl contra gran variedad de bacterias Gram
(+) y Gram (-) y contra la formación de esporas (83,84).
Tabla N.2 Especies bacterianas, virales y protozoicas sensibles a la acción del NaCl
Tifus abdominal Salmonella Leptospirosis Leptospiros
Paratifus Salmonella para tipos A y B Toxinfecciones alimentarias Estafilococos
Disentería bacteriana Shigella disenteriae
Hepatitis virica A Virus hepatitis A
Disentería amébica Entamoeba histolítica
Hepatitis virica B Virus Hepatitis B
Colera Vibrio colerae Vibrio El Tor Gastroenteritis virales Virus Poliomelitis Poliovirus Viruela Virus
Tuberculosis Microbacterium
tuberculosis
Lepra Microbacterium leprae
Tétanos Clostridium tetani Peste Pasteurella pestis
Difteria Corynebacterium HIV Virus HIV
Sífilis Treponema palidum Carbunclo Bacillus anthracis
Blenorragia Neisseria ganorroeae Afta epizoica
Brucelosis Coccobacteris
25
Las soluciones de NaOCl son inherentemente inestables, ya que los aniones de hipoclorito
se descomponen en iones de cloratos (ClO3-) y cloro (Cl-). Su grado de disolución de
materia depende de su pH y de la concentración empleada (79). Es por ello que necesita
distintas consideraciones para conseguir las propiedades anteriormente citadas.
En cuanto a la temperatura, Raphael y col (1981), determinó que el aumento de
temperatura del NaOCl al 5.25% no da mayor eficacia bactericida de sobre E. faecalis, S.
aureus y P. aeruginosa (84). Luego, Machtou y Yana en 1990 demostrarón que el
precalentamiento del NaOCl no sería necesario, pues una vez dentro del conducto este
llegaría rápidamente a la temperatura del cuerpo humano (85)
Por otro lado es de conocimiento que la temperatura, la exposición a los rayos UV, son
importantes para la cinética de las moléculas, las cuales al contactar más rápido producirán
la desintegración de las superficies en un tiempo menor. Por lo tanto el aumento de
temperatura si tendría un efecto positivo sobre la acción disolvente del NaOCl (86). Hecho
que fue demostrado por Santos (1999) el cual evaluó la capacidad solvente en pulpas
bovinas de las soluciones de hipoclorito de sodio según la variación de temperatura.
Encontrando que dicha capacidad evaluada es directamente proporcional a la temperatura,
afirmando que cuanto más elevada sea la temperatura de la solución de hipoclorito de sodio
tanto mayor será su capacidad solvente (87). Concluyéndose asi que el aumento de la
temperatura si ejerce un efecto positivo, estando relacionada de forma proporcional a su
capacidad solvente de materia.
Además de la temepratura, la concentración del NaOCl es otro factor coadyuvante a su
cualidad solvente. En tanto que los estudios que evaluaron la concentración del NaOCl al
5.25% demostraron mayor eficacia a temperaturas de 140ºF (60ºC) y 73.2ºF (25.1ºC) en
comparación a la concentración de 2.5% en ambas temperaturas (88).
El efecto de la luz fue evaluado por Pécora et al (1987), observando tras 4 meses de
almacenamiento bajo luz solar el NaOCl pierde el 80% de cloro, a temperatura ambiente
pierde el 60% de cloro y a una tempeatura de 9°C y sin luz solo pierde el 20%. El 30% de
las marcas comerciales presentaba el tenor de cloro dentro de las especificaciones (89).
26
Posteriormente (90), evaluaron cada treinta días, el efecto que ejerce el tiempo de
almacenaje y de la temperatura sobre la estabilidad del NaOCl al 5% por 18 meses, el cual
fue sometido a las siguientes condiciones:
• Temperatura ambiente lejos de luz solar.
• Temperatura ambiente con exposición luz solar por la mañana.
• Refrigerado (9ºC).
Encontrando lo siguiente:
• La solución se mostró estable a los 30 días.
• Pasados 150 días, la concentración de cloro fue de 4%.
• A los 300 días, la concentración decayó al 2.5%
• Finalmente a los 510 días, la concentración fue de 1%.
Concluyéndose:
• El NaOCl debe almacenarse en vidrio de color ámbar y bien sellado.
• La pérdida de cloro es directamente proporcional al tiempo, independiente de las
condiciones de temperatura.
Por otra parte el contenido de cloro de las soluciones tiende a disminuir después que los
envases sean abiertos, por lo que se recomienda el uso de soluciones frescas, igualmente
refieren que los envases más recomendados son los de ámbar, seguidos de los de plástico
opaco, verde y por último blanco (91).
II.1.b.7 MTAD
Es un una mezcla de un isomero de tetraciclina (doxicilina), un ácido y un detergente
(Tween 80), el cual ha sido recientemente introducido como un irrigante para la
desinfección del sistema de conductos. El cual resulta tener mayor capacidad
antimicrobiana y ser menos citotóxico que el NaOCl al 5,25% (92,98).
De acuerdo con sus fabricantes, esta solución debe ser empleada como un irrigante final
después de haber usado el NaOCl al 1.3% durante la preparación biomecánica, debido a su
27
propiedad antimicrobiana de amplio espectro y a su habilidad para remover el barro
dentinario (92-97).
Es bien conocido la capacidad de las tetraciclinas y sus derivados para quelar iones de
calcio e incorporar sus moléculas a los dientes, huesos y cartílagos, provocando una
pigmentación de los mismos. Sin embargo la irrigación con MTAD, la cual contiene
doxicilina, es difícil que pueda teñir la dentina por si misma. Aunque podría generarse una
reacción química entre el hipoclorito de sodio y la doxicilina del MTAD, dando lugar a un
precipitado marrón. Posteriormente se demostró que la adición del ácido ascórbico con el
hipoclorito sódico, evitaba este fenómeno de oxidación ya que el mencionado ácido actua
como agente reductor que contrarresta la acción oxidativa del hipoclorito (98).
La capacidad desmineralizadora de la dentina radicular por la acción del MTAD y del ácido
Cítrio al 5% es significativamente más rápida que con EDTA al 17% (99), ya que el MTAD
posee una acción desmineralizadora mayor, fluctuante entre 5 a 6µm de profundidad, que la
que origina el EDTA que va de 1 a 2µm, permitiendo la penetración de los selladores en los
túbulos dentinarios (100).
Se comparó la acción antimicrobiana del Dermacyn, BioPure MTAD, Clorhexidina al 2%
(Ultradent, West Jordan, UT) y NaOCl al 5, 25% contra el E faecalis (101). Encontrándose
que el MTAD mostró mayor inhibición microbiana para bacterias anaerobias y aerobias en
comparación a la CHX al 2% y NaOCl al 5.25%, las cuales no mostraron diferencias entre
ellas, sin embargo ambas tuvieron zonas más grandes de inhibición en comparación con el
Dermacyn y el grupo control y con respecto a estas últimas no presentaron resultados
distintos uno de otro. Concluyéndose que:
• El BioPure MTAD es un medicamento viable contra el E faecalis in vitro y soportan los
resultados de Shabahang y Torabinejad (2003).
• Tanto la CHX al 2% como el NaOCl al 5.25% tuvieron un bajo efecto contra el E
faecalis.
• Se requieren muchas mas investigaciones para soportar mejor los resultados.
28
Al realizar una comparación (102) de la efectividad del NaOCl al 5.25%, MTAD y CHX al
2% en descontaminar conos de gutapercha contaminados con E faecails, se encontró todas
las soluciones fueron efectivas contra el crecimiento de dicha bacteria. Estos resultados
están en concordancia con otros estudios (21,22,46,80,94,95), que demuestran que tanto el
NaOCl al 5.25%, CHX al 2% son efectivos en la desinfección de gutapercha.
Sin embargo se observó un precipitado de color rosado en todas las muestras con Resilon o
en el grupo de CHX, como se observa en la siguiente figura.
Figura N. 13 Fotografia del studio de Royal y cols 2007. Registra la formación del
precipitado.
Este cambio de color se advierte en los tres desinfectantes, pero la formación del
precipitado solo se da en el grupo de CHX, este hecho debe esta relacionado al tinte usado
en los conos de Resilon o a la posibilidad de adsorción del Resilon las proteínas presentes
en la solución de BHI.
Recientes estudios de Tay y col. (103,104) han demostrado que el Resilon es susceptible a
la hidrólisis y por lo tanto a la biodegradación bacteriana y de las enzimas salivarías. Si el
Resilon cierto que es susceptible a la biodegradación, esto podría ser un potencial para teñir
o decolorar los dientes, así como comprometer su sellado, por otro lado el uso de una
medicación intraconducto no afecta el sellado apical conseguido con el material
Resilon/Epiphany (105). Sin embargo se necesitan de más estudios que garanticen el uso
del Resilon.
29
II.2 MEDICACIÓN INTRACONDUCTO
Los medicamentos intraconductos son usados como agentes antibacterianos para eliminar los residuos de los conductos radiculares que ya han sido previamente irrigados e instrumentados y actuar como barrera contra las filtraciones o caída de selladores temporales y controlar filtraciones persistentes de los fluidos apicales dentro del sistema de conductos radiculares (106). Sirven para suplementar los efectos antibacterianos del proceso químico-mecánico y eliminar las bacterias persistentes en el sistema de conductos, siendo recomendado su uso entre sesiones (107,108). A pesar de que en muchos ensayos clínicos no se han encontrado ninguna diferencia entre efectuar el tratamiento de conductos radiculares de dientes con periodontitis apical en una sesión o en dos, tras el uso de una medicación en el conducto (109), se mantiene el interés sobre las ventajas y materiales más indicados para la citada medicación.
Ofreciendo las posibles ventajas en el tratamiento de dientes con conductos infectados (106):
• Reducción de las bacterias que puedan persistir en los conductos tras su preparación.
• Neutralización de los residuos tóxicos y antigénicos remanentes.
• Reducción de la inflamación de los tejidos periapicales.
• Disminución de los exudados persistentes en la zona apical.
• Constitución de una barrera mecánica ante la posible filtración de la obturación temporal.
La medicación intraconducto está indicada en el tratamiento de dientes infectados debido principalmente a la anatomía de compleja del sistema de conductos radiculares y en casos de periodontitis apical, ya que existen bacterias que podrían permanecer inaccesibles al tratamiento (4, 110).
Además de sus propiedades antimicrobianas químicas y terapéuticas, también se piensa que poseen cualidades que beneficiarán el bienestar del paciente y a neutralizar el contenido tóxico del conducto.
30
Entre ellas tenemos (111):
• Esterilización de los conductos
• Momificación del contenido de los conductos radiculares
• Prevenir o controlar el dolor postoperatorio
• Control del absceso periapical persistente, si lo hubiese.
Varios medicamentos han sido utilizados para desinfectar los conductos radicluares, como
los compuestos fenólicos, así también como ciertos componentes extraídos del té verde
japonés o té negro por su acción antibacteriana (112).
Sustancias antibacterianas utilizadas en el interior del conducto radicular
II.2.a Alcoholes
Los alcoholes, etílico e isopropílico desnaturalizan proteínas y al aplicarse en grandes
concentraciones, siendo los alcoholes secundarios más eficaces que los primarios. En
ausencia de agua hay menor posibilidad de que ocurra la desnaturalización de proteínas
celulares, lo cual explica por qué el alcohol al 70% es más eficaz que los alcoholes de 96 ó
99% (113).
A pesar de que el alcohol aplicado en la dentina logra deshidratar la dentina radicular
mejorando la capacidad de obturación de algunos selladores endodónticos, clínicamente no
se logran tales efectos secundarios, por lo que no se recomienda el uso de alcoholes como
medicamentos intraconducto.
II.2.b Compuestos Fenólicos
Son el grupo de sustancias más utilizadas en la medicación intraconducto. Poseen una
acción antibacteriana variable en función de su composición química ya que además del
fenol, muchos fabricantes incorporan otras sustancias. Entre los compuestos fenólicos se
encuentran el eugenol, el paramonoclorofenol, el paramonoclorofenol alcanforado, el
acetato de metacresilo, el cresol, el timol, etc.
31
II.2.b.1 Eugenol
El eugenol presenta una baja actividad antiséptica y sedativa. Seltzer (114), estudió las
propiedades biológicas del eugenol y del óxido de zinc-eugenol y demostró obtuvo que a
bajas concentraciones de eugenol produjo efectos antiinflamatorios y anestésicos locales
sobre la pulpa dental, pero a altas concentraciones es citotóxico. La aplicación directa del
eugenol sobre el tejido pulpar podría producir un daño tisular extenso, igualmente la
colocación de óxido de zinc-eugenol en contacto directo sobre el tejido pulpar produce
inflamación crónica y necrosis.
La razón principal de su amplio uso en odontología es que produce alivio del dolor, y esto
se debe sus efectos antiinflamatorios, ya que existe relación entre la actividad nerviosa y los
componentes vasculares. Los beneficios del óxido de zinc-eugenol se obtienen evitando el
contacto directo con el tejido vital, lo cual permite un efecto analgésico y antiinflamatorio
que predomina sobre el tóxico.
Gerosa y cols (115), realizaron un estudio para determinar la concentración máxima a la
cual el eugenol no es citotóxico, diluyéndolo en varias concentraciones de alcohol.
Concluyeron que a concentraciones menores de 1,9 mM, el eugenol no es citotóxico y que
sus efectos tóxicos van a depender de la intensidad y el tiempo en que las células son
expuestas a él, ya que pueden ocasionar necrosis hística. Posteriormente (116) se observó
que producía retardo en la reparación apical debido a la inhibición de la adhesión de
macrófagos.
II.2.c Aldehidos
El formaldehído, paraformaldehído o trioximetileno, el formocresol y el glutaraldehído son
potentes antibacterianos, pero pueden causar necrosis de los tejidos periapicales sin
ocasionar ningún alivio del dolor. Su principal indicación es el tratamiento de la pulpa
expuesta en los dientes temporales.
II.2.c.1 Formocresol
El formocresol es la combinación del un compuesto fenólico (cresol) y de un aldehído
(formaldehido). Se ha utilizado como un fijador hístico, especialmente en las pulpotomías
32
de los dientes temporales y con la intención de aliviar el dolor, aunque este efecto no ha
sido muy bien demostrado.
Por otro lado, esta fijación de los tejidos no los hace inertes, pudiendo actuar como
irritantes y dificultando la reparación apical (116).
En una publicación realizada por Hauman y Love (117) se establece que el formocresol es
un irritante tisular y es altamente tóxico; coagula indiscriminadamente los contenidos
celulares y causa necrosis tisular en contacto. Por lo tanto, no se recomienda como
medicamento intraconducto por su alta toxicidad y limitada efectividad clínica; sin
embargo, es usado frecuentemente a muy bajas concentraciones (diluciones de 1:5 ,
fórmula de Buckley, 35% de cresol y 19% de formaldehído) durante los procedimientos de
pulpotomías en niños.
II.2.c.2 Paramonoclorofenol alcanforado
El paramonoclorofenol alcanforado (PMCFA) es uno de los antisépticos intraconducto más
utilizados. Su acción antibacteriana deriva de los dos radicales que lo componen, el fenol y
el cloro. Se pensó que la asociación del paramonoclorofenol con el alcanfor disminuye su
efecto irritante hístico.
Presenta un notable efecto antibacteriano, con una toxicidad sobre los tejidos vitales,
aunque este efecto, según parece, es algo menor que el de otros antisépticos, su aplicación
puede retardar la reparación apical.
Su efecto desaparece en un 90% en las primeras 24 horas cuando se coloca como apósito
intraconducto y cuando se deposita en el interior de los conductos radiculares, su efecto no
se limita a ellos, llegando también al ápice.
Se ha demostrado su distribución sistémica, detectándose en sangre y orina, aunque no se
conoce bien la posible repercusión de estos hallazgos. Su baja tensión superficial puede
facilitar su difusión a través de los túbulos dentinarios y de los conductos secundarios.
Kantz y cols (118) evaluaron el efecto tóxico sobre las células de cultivo tisular del
PMCFA, acetato de metacresilo (cresatina) y del cloruro de benzalconio (acrifen) en
33
distintas diluciones. Se demostró que las 3 drogas fueron tóxicas aún en concentraciones de
1:1.000, siendo el acrifen el menos tóxico. Sólo en la dilución de 1:100.000 a las 12 y 48
horas la toxicidad no fue significativa. En base a esto, concluyen que es preferible poner
más énfasis en la limpieza y preparación del sistema de conductos radiculares más que en el
uso químicos tóxicos para la eliminación de la contaminación bacteriana.
En un estudio in vivo e in vitro realizado por Spangberg y cols (119) se evaluó el efecto
sobre la irritación tisular (permeabilidad capilar) y la citotoxicidad de varios medicamentos:
PCMFA, fenol alcanforado, cresatina, formocresol y yoduro de potasio yodado. Con el cual
demostraron que el PMCFA fue el antiséptico más tóxico e irritante, seguido de la cresatina
y el menos tóxico fue el yoduro de potasio yodado.
Soekanto y cols (120) evaluaron la toxicidad del fenol, el PMCF, el fenol alcanforado, el
PMCFA y del alcanfor; sobre células pulpares de ratas a distintas concentraciones y
concluyeron que todos los medicamentos mostraron citotoxicidad incluyendo al alcanfor
solo, el cual se pensaba que era el medio que reducía la toxicidad del fenol y PMCF, por el
contrario esta adición incrementó la toxicidad de éstos.
Llamas y cols (121) evaluaron en ratas el efecto in vitro del PMCF y el PMCFA sobre los
macrófagos y demostraron que estos compuestos disminuyeron significativamente la
capacidad de adhesión de los macrófagos al sustrato. Tanto el PMCF como el PMCFA
pueden inhibir las funciones de los macrófagos y modular las respuestas inflamatorias e
inmunes en los tejidos periapicales. Por lo tanto, cuando son usados como medicamento
intraconducto, pueden retardar los procesos reparativos. Por ello sugieren que su indicación
sería en casos de pulpas necróticas.
También, se ha demostrado en células humanas in vitro que el PMCFA inhibe la viabilidad
y proliferación de las células del ligamento periodontal, por lo tanto, se sugiere no utilizarlo
como medicación intraconducto cuando se esté considerando un procedimiento quirúrgico
periodontal, especialmente si se está intentado algún procedimiento de regeneración o
nueva inserción de los tejidos adyacentes al diente involucrado endodónticamente (122).
34
II.2.d Antibióticos
Desde los años cincuenta se han propuesto numerosas combinaciones de antibióticos para
ser usadas como medicación temporal en los conductos radiculares, entre ellas están la
penicilina, la bacitracina, la estreptomicina, la nistatina. Así también se han propuesto
combinaciones de ciprofloxacino, metronidazol y amoxicilina, los cuales han demostrado
ser eficaces en estudios in vitro, pero sustituyendo la amoxicilina por la minociclina en el
interior de los conductos radiculares y manteniéndolos en ellos por un período de 24 horas
(113).
Las combinaciones de antibióticos en el interior de los conductos radiculares, a pesar de su
eficacia, pueden tener efectos adversos generando la posibilidad de provocar reacciones
alérgicas en pacientes sensibilizados, sensibilizar a los pacientes facilitando la aparición de
cepas bacterianas resistentes y permitir el crecimiento de hongos.
II.2.e Hidróxido de calcio
El hidróxido de calcio se presenta como un polvo de color blanco, con un pH alrededor de
12,5, insoluble en alcohol y escasamente soluble en agua. Esta propiedad representa una
ventaja clínica ya que, cuando se pone en contacto con los tejidos del organismo, se
solubiliza en ellos de forma lenta.
El Ca(OH)2 es usado en endodoncia por su actividad antimicrobiana y por su capacidad
estimulante de mineralización (123,124). Siendo probablemente el medicamento
intraconducto más utilizado. Sin embargo su efectividad tiene limitaciones las cuales
aumentan significativamente el número de cultivos negativos en los conductos radiculares
después de los procedimientos químico-mecánicos (107,108,125).
El hidróxido de calcio se utiliza mezclado con tres tipos de vehículos:
Acuosos, entre ellos está la solución salina, los anestésicos, entre otros. Esta forma de
preparación permite una liberación rápida de iones, solubilizándose con relativa rapidez en
los tejidos y siendo reabsorbido por los macrófagos.
Viscosos, como la glicerina, el polietilenglicol y el propilenglicol con el objetivo de
35
disminuir la solubilidad de la pasta y prolongar la liberación iónica.
Aceites, aceite de oliva, aceite de silicona y diversos ácidos grasos, como el oleico y el
linoleico. Estos logran retardar aún más la liberación iónica y permiten esta acción en el
interior de los conductos radiculares durante períodos prolongados de tiempo sin necesidad
de renovar la medicación.
Preferentemente su preparación deberá hacerse con vehículos no acuosos, ya que la
dificultad para su eliminación es muy superior (126), con lo que la calidad del sellado de la
obturación puede disminuir (127). Sin embargo el uso de instrumental rotatorio y lima
ultrasónica es más efectivo que la irrigación con diferentes soluciones, aunque ninguna
técnica consigue la eliminación completa (128), el uso de la lima de permeabilización
facilitará su remoción en la zona apical del conducto (129).
Figura N.14 Hidróxido de Calcio
Es así que toma el nombre de pasta alcalina y presenta las siguientes características (130):
• Mejora de sus propiedades físico-químicas.
• Disociación lenta y gradual de los iones calcio e hidroxilo.
• Permitir una liberación lenta en los tejidos.
• Mantener sus propiedades biológicas.
• Permanecer acuosos y solubles.
• Incrementar su radiopacidad.
• Reabsorberse en los tejidos vitales a mayor o menor velocidad según el
vehículo con el que se encuentren preparados.
• No tener un efecto adverso en su acción de favorecer la aposición de tejidos
calcificados.
36
• Fácil preparación
• Fácil aplicación
Lamentablemente el mecanismo de acción (131) de las pastas de hidróxido de calcio no es
totalmente conocido. Se basa principalmente en su disociación en iones de calcio e iones
hidroxilo que aumentan el pH ambiental en los tejidos vitales, estos se difunden a través de
la dentina ejerciendo un efecto de inhibición del crecimiento bacteriano a distancia,
disminuyendo la actividad osteoclastica en la superficie radicular, además de una acción
que favorece los procesos de reparación hística, llevando a la aposición de tejidos
calcificados que obliteren el orificio apical, especialmente cuando el ápice está
incompletamente formado, para favorecer la reparación periapical en los casos de
periodontitis con oteólisis notables, o posibles lesiones quísticas y para prevenir la
reabsorción radicular. Sin embargo la presencia de una capa residual reduce la difusión de
los iones alrededor de un 30% (132).
También altera las propiedades de los lipopolisacáridos (133,134) (LPS) presentes en la
pared celular de muchas bacterias anaerobias, que actúan como mediadores de la
inflamación, es así que inducen a la perdida de ácidos grasos rompiendo sus enlaces con el
éster, inhibiendo las propiedades biológicas de los LPS.
Los efectos letales del Ca(OH)2 sobre las bacterias cuando están en contacto directo (135)
son conocidos. En tales condiciones, la concentración de los iones hidroxilos es muy alta,
alcanzando niveles incompatibles para la supervivencia bacteriana. Sin embargo
clínicamente, el contacto directo no siempre es posible asimismo su baja solubilidad y
difusibilidad hace que se dificulte alcanzar un rápido y significativo incremento en el pH y
así eliminar biofilms presentes en los túbulos dentinarios, tejidos remanentes y variaciones
anatómicas. Al mismo tiempo, su propiedad tampón, controla los cambios del pH y reduce
su efectividad antimicrobiana (136), produciendo resistencia de algunas especies
microbianas al Ca(OH)2 (137-142).
El período de tiempo necesario para que sea eficaz una medicación intraconducto de
hidróxido de calcio es de una semana y así lograr una eliminación eficiente de las bacterias
que han sobrevivido a la instrumentación biomecánica del conducto (142,143).
37
Al ser usado el propilenglicol (144) como vehículo favorece una rápida penetración en la
dentina que si se usara como vehículo el agua destilada, además cabe recalcar que el
propilenglicol, es por sí mismo incoloro, de baja toxicidad, con actividad antimicrobiana
altamente beneficiosa y presenta propiedad higroscópica que permite la absorción de agua,
favoreciendo una liberación sostenida del medicamento por períodos prolongados. Sin
embargo (145) su uso o el de glicerina pueden impedir la efectividad del hidróxido de
calcio como medicamento intraconducto, ya que sus altas concentraciones reducen la
conductividad de la solución de Ca(OH)2 al disminuir la concentración de las sustancias
ionizadas en dicha solución.
La acción solvente de la pasta de Ca(OH)2 ha sido comprobada en tejido muscular
necrótico de cerdo (146) y además comparada con hipoclorito de sodio al 1% y al 2,5%,
gluconato de clorhexidina al 0,2%, gel de gluconato de clorhexidina al 2% y té al 1%.
Concluyendo que el hipoclorito de sodio al 1 y 2,5% es más efectivo que las demás y
dentro de ellas la primera fue mejor solvente que la segunda. Las soluciones de agua y
lechada de cal sólo mostraron acción solvente de tejido pulpar vital y necrótico en tiempos
prolongados hasta de 20 horas. Las soluciones de gluconato de CHX (líquido y gel) no
mostraron poseer efecto solvente y la solución de té tampoco lo tuvo por el contrario
produjo aumento de peso de tejido (80). Con lo que se concluye que la acción de de
Ca(OH)2 actuaría reforzando el efecto solvente del NaOCl.
La asociación de Ca(OH)2 con el hipoclorito de sodio o con la clorhexidina generan una
acción antibacterial de amplio espectro con efectos a largo plazo, siendo más efectivas
contra la C. albicans que el Ca(OH)2 solo. Además, el pH del Ca(OH)2 no es afectado
cuando se combina con la clorhexidina o con el yodo-potasio, pudiendo ser útiles en el
tratamiento de casos con periodontitis apical persistente (147).
Sin embargo, Chu y cols (148) evaluaron la eficacia en la desinfección de los conductos
radiculares en dientes con lesiones periapicales, irrigando con hipoclorito sódico al 0,5% y
efectuando una medicación intraconducto durante una semana con Ledermix (Lederle,
Wolfratshausen, Alemania), Septomixine forte (Septodont, Saint Maur, Francia) o
hidróxido de calcio en solución acuosa (Calasept, Nordiska, Agelholm, Suecia). En la
segunda cita se tomaron muestras y se pudieron cultivar gérmenes respectivamnete en el
38
48%, 31% y 31% de los conductos siendo los más prevalentes los cocos Gram positivos
anaerobios facultativos.
En un intento de evadir las limitaciones de la pasta alcalina es que surgen asociaciones y
dentro de ellas la eficacia del PMCFA, ha sido ampliamente comprobada.
Dicha pasta, Ca(OH)2-PMCFA-glicerina, presenta en un menor tiempo gran efectividad
contra Porphyromonas endodontalis, Prevotella intermedia, Streptococcus sanguis,
Enterococcus faecalis (149). También es eficaz contra las bacterias Actinomyces israelí y
Fusobacterium nucleatum presentes en los túbulos dentinarios después de 1 hora de
exposición, excepto con el Enterococcus faecalis donde requirió 1 día de exposición. La
pasta de Ca(OH)2/ solución salina es inefectiva contra E. faecalis y F. nucleatum hasta
después de 1 semana de exposición (150). Esto se puede deber a que el hidróxido de calcio
precisa como mínimo una semana para ser efectivo y el paraclorofenol pierde casi toda su
acción en 24 horas (151).
Múltiples estudios In vitro se ha demostrado que la pasta de Ca(OH)2 en combinación con
PMCFA incrementan el espectro antimicrobiano, eliminando microorganismos que son
resistentes al Ca(OH)2, ejerciendo así un radio de acción antimicrobiana mayor y por ende
eliminar microorganismos localizados en regiones más distantes de las que se encuentra la
pasta aplicada y así eliminar los microorganismos más rápido que las combinaciones de
Ca(OH)2 con vehículos inertes tales como agua, solución salina y glicerina (138, 149,152-
154). Además, esta pasta es biocompatible, ya que probablemente el hidróxido de calcio
podría prevenir o reducir la penetración del PMCFA tejido perirradicular y reducir así su
citotoxicidad.
Fueron evaluados (155) el efecto del gel de CHX al 0,12%, del gel de metronidazol al 10%
y del Ca(OH)2 mezclado con agua destilada, PMCFA y con glicerina contra bacterias
anaerobias estrictas y facultativas comunes en infecciones endodónticas. Encontrándose
que la pasta de Ca(OH)2/ PMCFA fue efectiva contra todos los tipos de bacterias probadas.
La CHX también inhibió todos los tipos y fue casi tan efectiva como la pasta de
Ca(OH)2/PMCFA contra la mayoría de las bacterias. El gel de metronidazol inhibió el
crecimiento de todas las bacterias anaerobias estrictas probadas y fue más efectivo que el
Ca(OH)2/PMCFA contra dos tipos de ellas. La pasta de Ca(OH)2/ agua destilada y
39
Ca(OH)2/glicerina no mostró zonas de inhibición bacteriana.
Asi también Siqueira y cols (156) evaluaron la efectividad de 4 medicamentos intraconducto Ca(OH)2-glicerina, Ca(OH)2-digluconato de CHX al 0.12%, Ca(OH)2-PMCFA-glicerina y óxido de zinc-digluconato de CHX al 0,12% para desinfectar dentina radicular infectada con Candida albicans. La pasta de Ca(OH)2-PMCFA-glicerina y el digluconato de CHX mezclado con óxido de zinc fueron los más efectivos en eliminar C. albicans de estos especímenes dentinarios, después de 1 hora de exposición. La pasta de Ca(OH)2-glicerina sólo eliminó la infección después de 7 días de exposición y la pasta de Ca(OH)2 con CHX fue inefectiva en desinfectar la dentina hasta 1 semana después de exposición.
En el siguiente estudio (157) se evaluó la reducción bacteriana en conductos radiculares con periodontitis apical luego de la instrumentación e irrigación usando NaOCl al 2.5% y medicación entre sesiones con una pasta de hidróxido de calcio con PMCFA. La identificación bacteriana se realizaró por medio del análisis de conteo genético (16S rRNA).
Los dientes evaluados eran uniradiculares, los cuales presentaban respuesta negativa a test de vitalidad pulpar y evidenciaban radiográficamente lesión periapical de origen pulpar, el protocolo de tratamiento de conductos se siguió con la técnica, Step back, antes de efectuar la medicación se irrigó con EDTA al 17% durante minutos y finalmente se colocó la medicación (pasta de Ca(OH)2 + PMCFA la cual fue previamente mezclada con glicerina a volúmenes iguales, hasta conseguir una pasta cremosa.
Se tomaron muestras de 11 dientes con infección endodóntica primaria y lesión periapical, se establecieron y se encontró lo siguiente
Grupo 1: Muestra de bacterias tomadas antes del tratamiento, encontrándose en promedio de 1a 6 especies bacterianas por conducto. Muestras Iniciales de bacteriac (S1)*
Micromonas micros (2) Streptococcus constellatus/intermedius (2) Porphyromonas gingivalis (1) Fusobacterium nucleatum (1)
40
Propionibacterium propionicum (1)
Pseudoramibacter alactolyticus (1)
Fusobacterium oral clone BS019/Fusobacterium periodonticum (1)
Capnocytophaga sputigena (1)
Actinomyces naeslundii (1)
Dietzia sp. E9_2 E1 oral isolate (1)
Bifidobacterium dentium (1)
Eubacterium yurii (1)
Streptococcus sanguinis (1)
Streptococcus oralis/mitis/sanguinis (1)
Brachybacterium nesterenkovii (1)
Uncultured Staphylococcus sp. clone EarCan063 (1)
Bacillus circulans (1)
Rhodococcus rhodochrous (1)
Unidentified (1)
Grupo 2: Muestra de bacterias tomadas luego de la instrumentación e irigación usando
NaOCl 2.5%, encontrándose que 6 de los 11 dientes dieron cultivos positivos (54.5%) y un
promedio 1 a 3 especies bacterianas por conducto fueron advertidas.
Bacterias persistentes post intrumentación(S2)†
Streptococcus oralis (2)
Pseudoramibacter alactolyticus (1)
Micromonas micros (1)
Streptococcus anginosus (1)
Streptococcus constellatus/intermedius (1)
Streptococcus parasanguinis (1)
Propionibacterium acnes (1)
Staphylococcus aureus (1)
Delftia sp (1)
Cellulomonas parahominis (1)§
41
Grupo 3: Muestra de bacterias tomadas luego de una medicación de 7 días con (CaOH)2 +
PMCFA, hallándose en promedio sólo 1 especie bacteriana (9.1%).
Postmedication (S3)‡
Propionibacterium acnes (1)
Del siguiente estudio se puede concluir:
• La PBM con NaOCl 2.5% reduce significativamente el número de bacterias en el
conducto, mas no lo deja libre de bacterias cultivables en mas de la mitad de los
casos.
• Dejar Ca(OH)2 + PMCFA por 7 días podría incrementar significativamente el
número de cultivos negativos.
• Una significativa reducción bacteriana se observó entre los grupos 1 y 2 y entre los
grupos 1 y 3 .
• Hubo diferencia significativa entre G2 y G3 en reducción bacteriana cuantitativa (p
=0.029) y número de casos de cultivos negativos (p =0.03).
Este estudio apoya la afirmación que sostiene que los cultivos negativos son
consistentemente y predictivamente obtenidos después de una adecuada instrumentación e
irrigación con NaOCl, la remoción del barro dentinario y la aplicación de una medicación
intracanal. Los excelentes resultados encontrados de la efectividad de la medicación
intracanal entre sesiones fueron similares a los que se reportaron en studios previos
(108,135). Lo encontrado confirma los excelentes resultados de los estudios in vitro
(138,152-155) en relación con el efecto antibacteriano de la pasta de Ca(OH)2/CPMC y
reforzar la necesidad de medicación intraconducto entre sesiones después de los
procedimientos químico-mecánico para predictivamente se elimine o reduzca las bacterias
de los canales a niveles por debajo de la sensibilidad del cultivo.
42
II.3 TERAPIA FOTODINÁMICA
A pesar de que una gran cantidad de microorganismos infecciosos son removidos durante la
terapia endodóntica, bacterias residuales son rápidamente detectables en el momento de
obturación en la mitad de los dientes, a pesar de una intensa irrigación con NaOCl (158).
Los microorganismos asociados con fracasos endodónticos son reproducidos con métodos
de cultivo y pueden ser identificados en todos los casos virtualmente usando PCR
amplification of the microbial 16S rRNA genes (159,160). Los datos indican que las
bacterias presentes en los fracasos endodónticos son distintas de las que se encuentran
presentes en los conductos infectados antes de la instrumentación. Los fracasos están
asociados en altas proporciones con aeróbicos gram-positivos y organismos facultativos
contra la predominancia de anaerobios estrictos al inicio del tratamiento, esto se debe a que
los facultativos son más resistentes al tratamiento que los estrictos, siendo observado en
modelos con burros (161).
Los Enterococcus faecalis, los cuales son raramente encontrados en grandes proporciones
en conductos no tratados, esta altamente relacionado a los fracasos (162). Sin embargo,
algunos estudios no han logrado detectar E. faecalis y han implicado otras taxas,
incluyendo Pseudomonas, Staphylococcus y Streptococcus como causantes de los fracasos
(159,163). Los análisis con 16S rRNA han demostrado mayor diversidad de bacterias
asociadas a los fracasos, incluyendo Pseudoramibacter, Proprionibacterium, Dialister y
Filifactor, además de los Enterococcus (160). Grandes números aislamientos bacterianos
incluyendo Actinomyces, Streptococci, Peptostreptococcus y Prevotella en adición de los
Enterococcos tambien ha sido reportados (164).
La terapia fotodinámica (PDT) ha sido usada en el tratamiento de cáncer y en otras
enfermedades no malignas (165). Esta se basa en el concepto de que un cierto agente de
fotosensibilización, no tóxico, conocido como fotosensibilizador (PS) puede ser
preferentemente localizado en ciertos tejidos, adheriendose a la membrana bacteriana y
subsecuentemente activado por la luz a una apropiada longitud de onda, la cual generará
oxígeno y radicales libres, los cuales son citotóxicos para las células y los blancos tisulares,
generando la ruptura de las paredes celulares bacterianas (166). A pesar de que la luz
43
visible puede también matar bacterias después de un tratamiento con un apropiado PS
(167), el PDT no ha sido utilizado en el tratamiento de ninguna infección bacteriana
específica de humanos.
Las bacterias Gram negativas son menos susceptible a la fotoactivación comparada con las
especies gram-positivas (168); sin embargo el PS posee una caga catiónica la cual puede
incrementar su acción aniquiladora (169,171). Un amplio rango de bacterias pueden ser
asesinadas por medio de la luz roja después de una sensibilización con los PS toluidina
catiónica y el azul de metileno (171-173). La inactivación parcial de los biofilms de S.
intermedius en los conductos radiculares de dientes extraídos usando azul de toluidiina O y
luz fue aplicado en el orificio que accede a la cavidad ha sido recientemente reportada
(174).
El siguiente estudio (175) tuvo como objetivo determinar el efecto microbiológico de la
desinfección fotoactivada como coadyuvante de la desinfección del conducto radicular in
vivo. Para ello se seleccionaron pacientes que requerían tratamiento de conductos y tenían
pulpitis irreversible o necrosis con lesión periapical. Las muestras bacteriológicas fueron
tomadas en la entrada del conducto una vez hecha la apertura, después del tratamiento de
conductos y después de la aplicación del componente fotoactivado.
Se incluyeron en el estudio 30 de 32 conductos, los otros 2 no se incluyeron por fallas el
laboratorio y se observó que de los 30 conductos, 10 tuvieron cultivo negativo; 16 de lo
remanentes tuvieron cultivo negativo luego de concluido el tratamiento endodóntico y 3 de
4 conductos infectados tuvieron cultivo negativo luego de aplicada la desinfección
fotoactivada. En uno de los conductos permanecían bacterias, lo cual hizo revisar el aparato
de luz y se vio que tenía una fractura en la fibra, reduciendo su efectividad al 90%.
Concluyéndose que la desinfección fotoactivada ofrece potencialmente la posibilidad de
eliminar bacterias de los conductos radiculares, cuando otras técnicas han fallado para ello.
En el presente estudio (176), se investigó el efecto de la terapia fotodinámica utilizando el
azul de metileno como PS sobre dos gram positivos y cuatro gram negativos, patógenos
endodónticos comunes usando un corto tiempo y una luz con una longitud de onda de 665
nm. Asimismo evaluar los efectos de la terapia fotodinámica con el azul de metileno,
44
aniquiladores de los biofilms de E. faecalis en los túbulos dentinarios piezas uniradiculares
extraídas a humanos usando fibra óptica con múltiples difusores de luz cilíndricos a 360°
los cuales fueron uniformemente distribuidos y utilizaron los siguientes patógenos
endodónticos:
Porphyromonas gingivalis
Prevotella intermédia
Fusobacterium nucleatum nucleatum
Peptostreptocococcus micros
Porphyromonas endodontalis
Enterococcus faecalis.
Las bacterias fueron sensibilizadas con azul de metileno por 5 minutos y luego fueron
expuestas a luz roja de 665 nm con una energía de 30 J/cm2.
Figura N. 15 Fibra óptica con un diámetro de 500 µm demostrando su difusión cilíndrica en 360.
Figura N.16 Irradiación del conducto con luz roja de 665 nm. Drs Soukos y cols. 2006
45
Consiguiéndose la eliminación de todas las bacterias menos en el caso del E. faecalis, el
cual solo fue eliminado en un 53%. Por ello se volvió a utilizar la misma concentración de
azul de metileno pero en combinación con luz roja con una energía de 222 J/cm2 y en esa
ocasión si fue capaz de eliminar el E. faecalis en un 97%.Concluyéndose que la terapia
fotodinámica podría ser desarrollada como un procedimiento adjunto para eliminar
bacterias residuales en el sistema de conductos después del tratamiento estándar.
Figura N.17 Microscopia electrónica mostrando tubulos dentinarios y su apertura hacia la pulpa.(b) después de la remoción del smear layer. (c) biofilm de E. faecalis sobre las
paredes del conducto y (d) en los tubulos dentinarios. Drs. Soukos y cols 2006
Los artículos anteriores refuerzan la afirmación de que la generación y difusión de radicales
reactivos libres, por parte de PDT, son capaces de penetrar los túbulos dentinarios, siendo
el PDT responsable de la eliminación de especies bacterianas y microorganismos
residuales.
46
II.4 LASER
La radiación del laser tiene el potencial de ayudar en el tratamiento de conductos
(177). Los láser dentales pueden proveer mayor accesibilidad llegando a áreas
impensables en la pieza endodónticamente tratada, debido a su capacidad de
penetración (178,179), teniendo además efectos auxiliares en la reducción bacteriana
(180-182).
En cuanto a su capacidad de desinfección, se han estudiado diferentes tipos de láser:
• Er:YAG
• Ho:YAG
• CO2
• Eximer
• Nd:YAG
• Diodo
• Alexandrite
• Er,Cr:YSGG
Las reacciones de los diferentes tipos láser con los tejidos dentales son distintas y
dependen de su coeficiente de absorción, siendo apropiados para tejidos duros los que
son bien absorbidos en agua e hidroxiapatita. El primer láser en ser considerado
adecuado para aplicaciones en tejidos duros fue el láser Er:YAG el cual posee un
coeficiente de absorción de 2.94 µm.
Posteriormente surgió el Er,Cr:YSGG, este láser posee un coeficiente de absorción de
2.78 µm, el cual usa una fibra endodóntica delgada, flexible y especializada con
puntas de distintos diámetros y longitudes que permiten un fácil acceso al tejido
pulpar y estructura dentaria, con el fin de poder preparar idóneamente los conductos
para su obturación. La temperatura que alcanza durante la irradiación del láser
Er,Cr:YSGG es mínima y no causa daño al hueso periradicular ni a los tejidos (183) y
por si fuera poco su efectividad para remover el barro dentinario y desechos ha sido
demostrada (183,184).
47
El sistema de este láser utiliza energía hidrocinética, esta energía calienta el agua y
aire, cuando el haz del laser incide sobre ellos entrega energía sobre la superficie con
la consiguiente aceleración de los átomos de las moléculas de agua, resultando en
energía hidrocinética, la mayor parte de esta energía es emitida en dirección axial y no
cerca a las paredes del conducto.
Considerando que las bacterias invaden los túbulos dentinarios (185), el factor
anatómico y morfológico también favorecen su prevalencia en el sistema de
conductos, ya que eso les permite no ser de fácil acceso a la radicación por parte del
láser, como es el caso del E. faecalis.
Se ha demostrado que el laser Nd:YAG es incapaz de desinfectar el sistema de
conductos completamente (180,181,187-188). La eliminación de las CFUs con el láser
Nd:YAG, fue en un 98% y 99%, respectivamente, siendo más bajo que en los grupos
control (180,181), sin embargo estos resultados fueron superiores a los de Le Goff y
cols. (1999), el cual obtuvo sólo un 85% de desinfección empleando el láser de CO2
(189). La superioridad del láser Nd:YAG sobre el laser CO2 se puede atribuir a que
este posee una fibra óptica de 200µm el cual dirige un haz sobre las paredes de los
conductos radiculares es considerada una ventaja para la desinfección. Mas su
aplicación en pulpotomías en dientes temporales no presenta relevancia, ya que los
controles clínicos y radiográficos mostraron mejores resultados con la técnica clásica
que con el láser Nd:YAG (190). Al comparar el láser el láser Er,Cr:YSGG con el láser
Nd:YAG, este último tiene la desventaja de necesitar que los dientes sean teñidos de
color negro y así obtener un máximo resultado debido a su longitud de onda, in vivo
(188).
Un estudio comparó la eficacia de la irrigación estándar con NaOCl con el láser
Er,Cr:YSGG (191). encontrándose que el láser Er,Cr:YSGG puede reducir la
población microbiana en conductos pequeños y con PBM, pero no erradica todas las
bacterias. El NaOCl 3% inhibe el crecimiento bacteriano de E. faecalis y logra
esterilizar el conducto. El 96% de reducción bacteriana que se logra utilizando el láser
Er,Cr:YSGG, debe estar atribuido a la punta de fibra de vidrio que presenta, la cual
tiene un diámetro de 200 µm, permitiéndole una mejor dirección dentro de los
48
conductos radiculares. Estableciendo que no se debe activar más de 20 seg dentro de
los conductos por la posible injuria térmica en el tejido periodontal (192).
Figura N. 18 Contaminación de los túbulos dentinarios después de 48-h de infección
(x 10000). Drs. Eldeniz y cols. 2006
También se ha evaluado la eficacia del láser Er,Cr:YSGG contra la instrumentación
rotatoria para la debridación de los conductos radiculares. Teniendo resultados
favorables asociados al uso del laser, ya que se evidenció una mayor debridación de
los tejidos que utilizando instrumentos rotatorios. La intensidad y la duración
consiguen una reducción bacteriana y con 120 segundos de aplicación del láser se
logra una mayor desinfección que con NaOCl (193). Finalmente se encontró un 99,7%
de reducción bacteriana alcanzada con este laser y se sugiere que el láser Er,Cr:YSGG
con una punta emisora de radiación tiene una efecto antimicrobiano significativo
sobre los túbulos dentinarios infectados con E. faecalis (194). también existen estudios
como el de Jha y cols (2006), que afirman que tanto el láser Er,Cr:YSGG como la
instrumentación rotatoria son capaces de eliminar la infección de los conductos
radicluares (192).
49
III. CONCLUSIONES
• La presencia del barro dentinario podría dificultar la acción de angentes
antibacterianos sobre los microorganismos que se encuentran dentro de los túbulos
dentinarios.
• La acción oxidativa es el mayor efecto antibacteriano del H2O2, sin embargo la
presencia de moléculas O2 puede causar presión en el tejido periapical.
• Las soluciones quelantes como EDTA y ácido cítrico, son necesarias para la
prevención y eliminación de la capa residual, sin embargo este último más
citotóxico que el EDTA, el cual lo supera ampliamente.
• La CHX al 2% posee gran sustantividad, eficacia antibacteriana y está indicada,
por su baja citotoxicidad, en piezas dentarias vitales, necrosis pulpar y con
reabsorciones. No se viabiliza su combinación cuando se mezcla con sustancias de
pH menor que 5 y mayor que 8, ya que la vuelve inestable.
• Las soluciones de CHX al 2% son una complemento, especialmente en los
retratamientos, ya que son más efectivas sobre las bacterias Gram (+).
• Una mejor limpieza de las paredes de los conductos es alcanzada cuando se utiliza
CHX y EDTA en solución que en forma de gel.
• El gel de de EDTA al 24% permite una mejor limpieza que el gel de CHX 2%, sin
embargo este último ofrece mejores resultados que el Ca(OH)2 en solución acuosa.
• Las soluciones de CHX 0.2% y gel CHX al 2%, te 1% y agua destilada no tienen
efecto solvente.
• El NaOCl posee gran efectividad antibacteriana la cual es beneficiada con el
aumento de la temperatura y concentración. Presenta, baja tensión superficial y
estabilidad al mantenerlo a un pH elevado, de lo contrario perderá cloro más
rápidamente, presentando así un tiempo de vida corto.
• El NaOCl a bajas concentraciones es biocompatible pero inefectivo contra los
microorganismos específicos. En tanto que en altas concentraciones es tóxico,
posee mayor acción antibacteriana y desmineralizadora y esta indicado en necrosis
50
sin lesiones periapicales y contraindicadas en casos de pulpa vital, reabsorciones
dentinarias internas y ápices abiertos.
• Al combinar CHX al 2% con NaOCl al 0.023% ocurre una reacción inmediata y al
incrementar el NaOCl a 0.19% resulta en la formación de paraclroroanilina,
compuesto tóxico, y la cantidad de dicho precipitado incrementa
proporcionalmente con la cantidad de NaOCl.
• El MTAD debe ser empleado como un irrigante final después de haber usado el
NaOCl al 1.3% durante la preparación biomecánica, debido a su propiedad
antimicrobiana de amplio espectro y a su habilidad para remover el barro
dentinario, además de ha demostrado ser efectivo contra el E faecalis in vitro.
• Preferentemente en los casos que se presenten periodontitis apical se recomienda
recurrir a la medicación intraconducto.
• No se recomiendan como medicamentos intraconductos el uso de alcholes, por no
demostrar clínicamente ningún efecto benéfico.
• El eugenol ha demostrado poca actividad antiséptica y producir daños tisulares al
aplicarlo directamente, por lo cual su uso como apósito temporal esta
contraindicado.
• Los aldehídos son soluciones sumamente irritantes y tóxicas para los tejidos, no
siendo recomendadas en el tratamiento de conductos.
• Los antibióticos en el interior de los conductos radiculares, a pesar de su eficacia,
pueden tener efectos adversos.
• El Ca(OH)2 es un efectivo agente antibacteriano de amplio espectro de baja
solubilidad y difusibilidad, capaz de eliminar biofilms después de una semana de
exposición a la dentina.
• La unión del PMCFA con Ca(OH)2-glicerina, incrementa la actividad
antibacteriana de la pasta de hidróxido de calcio, siendo efectiva con tan sólo una
hora de exposición, además de presentar biocompatibilidad.
• La desinfección fotoactivada ofrece potencialmente la posibilidad de eliminar
bacterias de los conductos radiculares.
• El láser Er,Cr:YSGG ha demostrado lograr una mayor debridación de los tejidos
dentarios y altos índices de desinfección del sistema de conductos.
51
IV. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
1. Hata G, Hayami FS. Effectiveness of oxidative potential water as a root canal
irrigant. J Endod. 2001;34:308-317.
2. Grande NM, Plotino G, Falanga A, Pomponi M, Somma F. Interaction between
EDTA and Sodium Hypochlorite: A Nuclear Magnetic Resonance Analysis J
Endod 2006;32:460–464
3. Siqueira JF Jr, Araújo MCP, Garcia PF, Fraga RC, Dantas CJS. Histological
evaluation of the effectiveness of five instrumentation techniques for cleaning
the apical third of root canals. J Endod. 1997;23:499 –502.
4. Kakehashi S, Stanley HR, Fitzgerald RJ. The effects of surgical exposures of
dental pulps in germ-free and conventional laboratory rats. Oral Surg Oral Med
Oral Pathol 1965;20:340-9.
5. Svensater G., Bergenholtz G., Biofilms in endodontics infections. Endodontic
topics 2004;9:27-36.
6. Nair PNR, Henry S, Cano V, Vera J. Microbial status of apical root canal system
of human mandibular first molars with primary apical periodontitis after “one-
visit” endodontic treatment. Oral Surg Oral Med Oral Radiol Endod.
2005;99:231–52.
7. Haapasalo M, Ørstavik D. In vitro infection and disinfection of dentinal tubules.
J Dent Res. 1987;66:1375–9.
8. Paqué F, Luder HU, Sener B, Zehnder M. Tubular sclerosis rather the smear
layer impedes dye penetration into the dentine of endodontically instrumented
root Canals. J Endod 2006;39:18-25
9. Rostein I, Simon J. Diagnosis, prognosis and decision-making in the treatment
of combined periodontal-endodontic lesions. Periodontolgy 2000, 2004;34:165-
203.
10. Lasala A. Endodoncia.4ta Edición. Ed Salvat. México D.F. 1992;8(10):104-8.
11. Cohen B. Vías de la pulpa. 1999. Ed. Harcourt. Madrid, España. Págs:206-7
52
12. Bystrom A, Sundqvist G. Bacteriologic evaluation of the efficacy of mechanical
root canal instrumentation in endodontic therapy. Scand J Dent Res
1981;89:321– 8.
13. Peters OA. Current challenges and concepts in the preparation of root canal
systems:a review. J Endod 2004;30:559–67.
14. Walton R, Torabinejad M. Endodoncia principios y práctica. 2da Edición. Ed
McGraw-Hill Interamericana. México. 1997.206-207
15. Berutti E, Marine R, Angeretti A. Penetration ability of different irrigants into
dentinal tubules. J Endod 1997;23:725–7.
16. Baumgarther JC. A scanning electron microscopic evaluation of four root canal
irrigation regimens. J Endod. 1987. 13:147.
17. Hülsmann M. Irrigación del conducto radicular: objetivos, soluciones y
técnicas. J Endod. 1998; 4(1):15-29.
18. Buck RA, Eleazer PD. Effectiveness of three endodontic irrigants at various
tubular depths in human dentin. J. Endod 2001;27(3): 206-8.
19. Ohara PK., Torabinejad M. Antibacterial effects of various endodontic irrigants
on selected anaerobic bacteria. Endod Dent Traumatol. 1993; 9: 95-100.
20. Heling I, Chandler P. Antimicrobial effect of irrigant combinations within
dentinal tubules. Int. Dent. J. 1998. 31: 8-14.
21. Senia ES, Marraro RV, Mitchell JL, Lewis AG, Thomas L. Rapid sterilization of
gutta-percha cones with 5.25% sodium hypochlorite. J Endod 1975;1:136–40.
22. Siquiera JF, Pereira da Silva CHF, Cerqueria MDO, Lopes HP. Effectiveness of
four chemical solutions in eliminating Bacillus subtilis spores on gutta-percha
cones. Endod Dent Traumatol 1988;14:124–6.
23. Masataka Y, Koichu Y. Root canal irrigation with citric acid solution. J Endod.
1996. 22(1): 27-9.
24. Martos J, Rodrigues D, Rodriguez Dutra, Soldatelli AP, Suita de Castro LA.
Evaluacion del efecto del acido citrico en distintas concentraciones en la
permeabilidad dentinaria. Endodoncia 2006; 24(3):148-53.
25. Gavini G, Estrela C, Santos M, Felippe Junior O. in vitro analysis of the
demineralizing effect of some root canal irrigating solutions in different periods
of time. Rev Odontol UNICID 1995;7:83-9
53
26. Sterret JD, Bankey T, Murphy HJ. Dentin demineralization. The effects of citric
acid concentration and aplication time. J Periodontol 1993;20:366-70.
27. Georgopoulou E, Kontakiotis N. Evaluation of the antimicrobial effectiveness
of citric acid and sodium hypochlorite on the anaerobic flora of the infected root
canal. J Endod 1994. 27: 139-43.
28. Fogel HM, Pashley DH. Dentin permeability: effects of endodontic procedures
on root slabs. J Endod 1990;16:42-5.
29. Ferrer- Luque CM, González López S, Navajas-Rodríguez de Mondelo JM.
Utilización del ácido cítrico en la preparación biomecánica del conducto
radicular. Endodoncia 1994;12:63-70
30. Hennequin M, Pajot J, Avignant D. Effects of different pH values pf citric acid
solutions on the calcium and phosphorus contents of human root dentin. J Endod
1994;20:551-54
31. Malheiros CF, Gavini G. Efeito desmineralisador do ácido citric em diferentes
concentraces e períodos de tempo. Rev Pós-Grad 1998;5:64-8
32. Fraser JG, Lawis AJ. Chelating agents their effect on the permeability root canal
dentin. Oral Surg Oral Med Oral Pathol 1976;41:534-40 .
33. Verdelis K, Eliades G, Oviir T, Margelos J. Effect of chelating agents on the
molecular composition and extent of decalcification at cervical, middle and
apical root dentin locations. Endod Dent Traumatol 1999;15:164-70.
34. Mccomb D, Smith D, Bragie G. Results of in vivo endodontic chemomechanical
instrumentation. A scanning microscopic study. Oral Surg Oral Med Oral Pathol
1976;9:11-8
35. Segura Egea JJ, Jímenez Rubio-Manzanares A, Llamas Cadaval L, Jímenez
Planas A. El ácido etilen diamino tetraacético (EDTA) y su uso en endodoncia.
Endodoncia 1997;15(2):90-7
36. Tasman F, Cehreli Z. Surface tension of root canal irrigants. J Endod. 2000.
26(10): 586-7.
37. McGurkin-Smith, Robin DDS, NS; Trope, Martin DMD; Caplan, Daniel DDS,
PhD; Sigurdsson, Asgeir DDS, MS. Reducción de las bacterias dentro del
conducto empleando instrumentación rotoria GT, NaOCl al 5,25 %, EDTA y
Ca(OH)2 J Endod 2005;31:359-63
54
38. Bramante C., Urra C., Brandao R., Bernardineli N., Gomes de Moraes I., Juarez
N. Evaluacion de lal impieza del sistema de conductos radiculares con gel de
clorhexidina y gel de EDTA utilizando microscopia electronica de barrido.
Edodoncia 2006; 24(1):16-20.
39. Quagliato CE, Clorexidina, A mais conhecida substancia antimicrobiana.
Odonto –Caderno Documento 1991;1(4):104-6
40. Vahdaty A, Pitt Ford TR, Wilson RF. Efficacy of chlorhexidine in desinfecting
dentinal tubules in vitro. End Dent Traumatol 1993;9(6):243-8
41. Leonardo ML, Tanomaru Filho, Silva LAB, Nelson Filho P, Bonifácio KC, Ito
IY. In vivo antimicrobial activity of 2% chlorhexidine used as a root canal
irrigating solution. J Endod 1999;25(3):167-71.
42. Delany GM, Patterson SS, Miller CH, Newton CW. The effect of chlorhexidine
gluconate irrigation on the root canal flora of freshly extracted necrotic teeth.
Oral Surg Oral Med Oral Pathol 1982;53:518 –23.
43. White RR, Hays GL, Janer LR. Residual antimicrobial activity after canal
irrigation with chlorhexidine. J Endod 1997;23(4):229 –31.
44. Siqueira JF, Batista MM, Fraga RC, de Uzeda M. Antibacterial effects of
endodontic irrigants on black-pigmented gram-negative anaerobes and
facultative bacteria. J Endod 1998;24:414–6.
45. Basrani B, Santos JM, Tjaderhane L, et al. Substantive antimicrobial activity in
chlorhexidine treated human root dentin. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral
Radiol Endod 2002;94:240 –5.
46. Stabholz A, Friedman S, Heling I, Sela MN. Efficiency of different chemical
agents on decontamination of gutta-percha cones. Int Endod J 1987;20:211– 6.
47. Loe H. Does chlorhexidine have a place in the prophylaxis of dental diseases? J
Periodontol 1973;12:93–9.
48. Komorowski R, Grad H, Wu XY, Friedman S. Antimicrobial substantivity of
chlorhexidine treated bovine root dentin. J Endod 2000;26:315–7.
49. Basrani B, Tjaderhane L, Santos JM, et al. Efficacy of chlorhexidine- and
calcium hydroxide-containing medicaments against Enterococcus faecalis in
vitro. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 2003;96:618 –24.
50. Ragno J, Szkutnik A. Evaluation of 0.12% chlorhexidine rinse on the
prevention of alveolar osteitis. Oral Surg Oral Med Oral pathol.1991;72:524-6
55
51. Okino LA, Siqueira EL, Santos M, Bombana AC, Figueiredo JAP. Dissolution
of pulp tissue by aqueous solution of chlorhexidine
52. Sassone LM, Fidel R, Fidel S, Vieira M, Hirata Junior R. The influence of
organic load on the antimicrobial activity of different concentrations of NaOCl
and chlorhexidine in vitro. J Endod 2003;36(12):848-52
53. Spano J.C.E. Estudo "in vitro" das propriedades físico-químicas das soluções de
hipoclorito de sódio, em diferentes concentrações, antes e após a dissolução de
tecido pulpar bovino. Ribeirão Preto, 1999, 96p. Dissertação (Mestrado) -
Faculdade de Odontologia de Ribeirão Preto, Universidade de São Paulo.
54. Kuruvilla JR, Kamath MP. Antimicrobial activity of 2.5% sodium hypochlorite
and 0.2% chlorhexidine gluconate separately and combined, as endodontic
irrigants. J Endod 1998;24:472– 6.
55. Zehnder M. Root canal irrigants. J Endod 2006;32:389 –98.
56. Vivacqua-Gomes N, Ferraz CC, Gomes BP, Zaia AA, Teixeira FB, Souza-Filho
FJ. Influence of irrigants on the coronal microleakage of laterally condensed
gutta-percha root fillings. J Endod 2002;35:791–5.
57. Basrani B, Manek Sh, Sodhi R, Fillery E and Manzur A. Interaction between
Sodium Hypoclorite and Chlorhexidine Gluconate. J Endod August 2007;
33(8):966-969.
58. Heard DD, Ashworth RW. The colloidal properties of chlorhexidine and its
integration with some macromolecules. J Pharm Pharmac 1968;20;505–12.
59. Goodall R, Goldman J, Woods J. Stability of chlorhexidine solutions. Pharm J
1968;13:33– 4.
60. Fessenden R, Fessenden J. Organic Chemistry. Boston: Willard Grant Press;
1997.
61. Sodhi R, Grad H. Examination by x-ray photoelectron spectroscopy of the
adsorption of chlorhexidine on hydroxyapatite. J Dent Res 1992;71:1493–7.
62. Chhabra RS, Huff JE, Haseman JK, Elwell MR, Peters AC. Carcinogenicity of
p-chloroaniline in rats and mice. Food Chem Toxicol 1991;29:119 –24.
63. Burkhardt-Holm P, Oulmi Y, Schroeder A, Storch V, Braunbeck T. Toxicity of
4-chloraniline in early life stages of Zebrafish (Danio rerio): II. Cytopathology
and regeneration of liver and gills after prolonged exposure to waterborne 4
chloraniline. Arch Environ Contam Toxicol 1999;37:85–102.
56
64. Hazardous Substances Data Bank (HSDB). A database of the National Library
of Medicines TOXNET System, http://toxnet. nlm.nih.gov; last accessed Feb
2008.
65. Dakin HD. In the use of certain antiseptic substances in the treatment of infected
wounds. Br Med J 1915; 2:318-20
66. Dakin HD. The antiseptic action of hypochlorites: the ancient history of the
“new antiseptic”. Br Med 1915; 2:809-10
67. Spanó JC, Barbin EL, Santos TC, Guimaraes LF, PécoraJD, Solvent action of
sodium hypochlorite on bovine pulp and physic-chemicalproperties of resulting
liquid. Braz Dent J 2001;12:154-79
68. Trepagnier CM, Madden RM, Lazzari EP. Quantitative study of sodium
hypochlorite as an in vitro endodontic irrigant. J. Endod 1977; 3: 194-9.
69. Thé SD. The solvent action of sodium hypochlorite an in vitro on fixed and
unfixed necrotic tissue. Oral Surg 1979; 47:558-61
70. Andersen M, Lund A, Andreasen F. In vitro solubility of human pulp tissue in
calcium hydroxide and sodium hypochlorite. Endod Dent Traumatol
1992;8:104-8
71. Estrela C, Estrela CR, Barbin EL, Spanó JC, Marchesan MA. Mecanismo de
acción de hipoclorito de sodio. Braz Dent J 2002;13:113-7
72. Drake DR, Wiemann AH. Bacterial retention in canal walls in vitro: effect of
smear layer. J of Endod. 1994. 20(2): 78-82. En: García G, OLIVO RA, Ochoa
CA. Complicaciones con el hipoclorito de sodio (NaOCl) al entrar en contacto
con los tejidos periradiculares. Univers Odont. 2001. 21(45):26-29.
73. Harrison JW, Svec TA, Baumgartner JC. Analysis of clinical toxicity of
endodontic irrigants. J Endod 1978;4:6 –11.
74. Pashley EL, Birdsong NL, Bowman K, Pashley DH. Cytotoxic effects of NaOCl
on vital tissue. J Endod 1985;1:525-528.
75. Jeansonne MJ, White RR. A comparison of 2.0% chlorhexidine gluconate and
5.25% sodium hypochlorite as antimicrobial endodontic irrigants. J Endod
1994;20:276–8.
76. Ferguson JW, Hatton JF, Gillespie MJ. Effectiveness of intracanal irrigants and
medications against the yeast Candida albicans. J Endod 2002;28:68 –71.
57
77. Hülsmann M, Hahn W. Complications during root canal irrigation – literature
review and case reports. J Endod 2000;33:186–93.
78. Jonson BR y Remeikis NA. Effective shelf-life of prepared sodium hypoclorite
solution. J Endod 1993; 19:40-43.
79. Guerisoli DMZ, Souza Neto RS, Pécora JD. Evaluation of some physico-
chemical properties of different concentrations of sodium hypoclorite solutions.
Braz J Endod 1998; 1:7-11
80. De la Casa ML, López ME, Raiden G. Acción solvente de soluciones de
irrigación endodoncica. Endodoncia 2006; 24(4):214/218.
81. Di Lenarda R, Cadenaro M. Effectiveness of 1 mol-l citric acid and 15% EDTA
irrigation on smear layer removal. J Endod. 2000. 33:46-52.
82. Short RD, Dorn SO, Kuttler S. The crystallization of sodium hypochlorite on
gutta-percha cones after the rapid-sterilization technique: an SEM study. J
Endod 2003;29:670 –73
83. Linke HAB, Chohayeb AA. Effective surface sterilization of gutta-percha
points. Oral Surg 1983;55:73–7.
84. Raphael D, Wong TA, Moodnik R, Borden BG The effect of temperature on the
bactericidal efficiency of sodium hypochlorite. J Endod 1981; 7:330-4.
85. Machtou PP y Yana Y. L´Irrigation en endodontie. Chir Dent France 1990;
60:25-30.
86. Gambarini G. Quemical stability of heated sodium hypoclorite endodontic
irrigant. J Endod 1998; 24: 432-4.
87. Santos TC. Estudio “in vitro” do efecito do aumento da temeperatura das
solu�öes de hipoclorito de sódio sobre suas propiedades físico-químicas
anteriores e postriores a dissolu�äo do tecido pulpar bovino. Ribeirão Preto,
1999, 108p. Dissertação (Mestrado) - Faculdade de Odontologia de Ribeirão
Preto, Universidade de São Paulo.
88. Abou-Rass M y Oglesbly SW. The effects of temperature, concentration and
tissue type on ability of sodium hipochlorite. J Endod 1981; 7:376-377.
89. Pécora JD, Murgel CAF, Savioli RN, Costa WF, Vansan LP. Estudo sobre o
shelf life da solução de Dakin. Rev Odont Univ São Paulo 1987; 1:3-7.
90. Pécora JD, Guerisoli DMZ, Silva RS, Vansan SP. Shelf-life of 5% sodium
hypolcorite solutions. Brazilian J Endod 1997; 2:43-45.
58
91. Sabala C, Powell S. Sodium hypochlorite injection into periapical tissues. J
Endod. 1989. 15(10): 490-2.
92. Torabinejad M, Shabahang S, Aprecio RM, et al. The antimicrobial effect of
MTAD: an in vitro investigation. J Endod 2003;29:400 –3.
93. Zhang W, Torabinejad M, Li Y. Evaluation of cytotoxicity of MTAD using the
MTT-tetrazolium method. J Endod 2003;29:654-7
94. Shabahang S, Pouresmail M, Torabinejad M. In vitro antimicrobial efficacy of
MTAD and sodium hypochlorite. J Endod 2003;29:450 –2.
95. Shabahang S, Torabinejad M. Effect of MTAD on Enterococcus faecalis-
contaminated root canals of extracted human teeth. J Endod 2003;29:576 –9.
96. Torabinejad M, Khademi AA, Babagoli J, et al. A new solution for the removal
of the smear layer. J Endod 2003;29:170 –5.
97. Torabinejad M, Cho Y, Khademi AA, et al. The effect of various concentrations
of sodium hypochlorite on the ability of MTAD to remove smear layer J Endod
2003;29(3):170-5
98. Tay FR, Mazzoni A, Pashley DH, Day FE, Ngoh EC, Breschi L. Potential
iatrogenic tetracycline staining of endodontically treated teeth via
NaOCl/MTAD irrigation: A preliminary report. J Endod 2006;32:354-8.
99. De-Deus G, Reis C, Fidel S, Fidel R, Paciornik S. Desmneralización dentinaria
después de utilizar BioPure MTAD: Evaluación longitudinal y cuantitativa. J
Endod 2007;33:1364-8
100. Tay FR, Hosoya Y, Loushine RJ, Pashley DH, Weller RN, Low DCY.
Ultrastructure of intraradicular dentin after irrigation with BioPure MTAD. II.
The consequence of obturation with an epoxy- resin based sealer. J Endod
2006;32:473-477
101. Davis J, Maki J, Bahcall J. An In Vitro Comparison of the Antimicrobial Effects
of Various Endodontic Medicaments on Enterococcus faecalis J Endod May
2007;33(5):567–9.
102. Royal M, Williamson A, Drake D. Comparison of 5.25% Sodium Hypochlorite,
MTAD, and 2% Chlorhexidine in the Rapid Disinfection of Polycaprolactone-
Based Root Canal Filling Material. J Endod. 2007;33(1):42-4.
59
103. Tay F, Pashley D, Williams MC, et al. Susceptibility of a polycaprolactone-
based root canal filling material to degredation. I. Alkaline hydrolysis. J Endod
2005;31: 593–8.
104. Tay F, Pashley D, Yiu C, et al. Susceptibility of a polycaprolactone-based root
canal filling material to degredation. II. Gravimetric evaluation of enzymatic
hydrolysis. J Endod 2005;31:737– 41.
105. Wang CS, Debelian GJ, Teixeira FB. Effect of intracanalmedicament on the
sealing ability of root Canals filled with Resilon J Endod 2006;32:532-65.
106. Chong BS, Pitt Ford TR. The role of intracanal medication in root canal
treatment. J Endod 1992;25:97–06.
107. Shuping GB, Orstavik D, Sigurdsson A, Trope M. Reduction of intracanal
bacteria using nickel-titanium rotary instrumentation and various medications. J
Endod 2000;26:751–5.
108. Sjögren U, Figdor D, Spangberg L, Sundqvist G. The antimicrobial effect of
calcium hydroxide as a short-term intracanal dressing. J Endod 1991;24:119 –
25.
109. Gesi A, Hakeberg M, Warfvinge J, Bergenholtz G. Incidence of periapical
lesions and clinical symptoms after pulpectomy. A clinical and radiographic
evaluation of 1 versus 2 session treatment. Oral surg 2006;101:379-88.
110. Canalda S. Medicación intraconducto. En: Canalda,S. Brau,A., editores.
Endodoncia. Técnicas clínicas y bases científicas. Barcelona. Masson,2001.
111. Walton R. Intracanal medicaments. En: Den Clin North Amer. Oct 1984;
28:783-796.
112. Horiba N, Maekawa Y, Ito M, Matsumoto T, Nakamura H. A pilot study of
japanese green tea as a medicamente antibacterial and bactericidal effects. J
Endod 1988;14:125-7
113. Bloomfield SF, Arthur M, Begun K, Patel H. Comparative testing of
disinfectants using proposed European surface test methods. Lett Appl
Micorbiol 1993;17:119-25.
114. Seltzer S. Biologic properties of eugenol and zinc oxide-eugenol. OS OM & OP
1992; 73:729-7.
60
115. Gerosa et al. In vitro evaluation of the citotoxicity of pure eugenol. J Endod
1996; 22:532-4.
116. Segura J et al. Effects of eugenol on macrophage adhesion in vitro. Endod Dent
Traumat 1998; 14:72-4.
117. Hauman C. Love R. Biocompatibility of dental materials used in contemporary
endodontic therapy. J Endod 2003; 36:75.
118. Kantz W et al. Cytotoxicity of three endodontic intracanal medicaments. Oral
Surg 1974; 38:600-4.
119. Spangberg L et al. Biologic effects of endodontic antimicrobial agents. J Endod
1979; 5:166-175.
120. Soekanto A. et al. Toxicity of camphorated phenol and camphorated
parachlorophenol in dental pulp cell culture. J Endod 1996; 22:284-6.
121. Llamas R. et al. In vitro effect of Parachlorophenol and camphorated
parachlorophenol on macrophages. J Endod 1997; 23:728-30.
122. Chang Y. et al. Effects of camphorated parachlorophenol on human periodontal
ligament cells in vitro. J Endod 1999; 25:779-81.
123. Sato I. et al. Sterilization of infected root-canal dentine by topical application of
a mixture of ciprofloxacin, metronidazole and minocycline in situ. J Endod
1996; 29:118-24.
124. Byström A, Claesson R, Sundqvist G. The antibacterial effect of camphorated
paramonochlorophenol, camphorated phenol, camphorated phenol and calcium
hydroxide in the treatment of infected root canals. Endod Dent Traumatol
1985;12:129-36.
125. Peters LB, van Winkelhoff AJ, Buijs JF, Wesselink PR. Effects of
instrumentation, irrigation and dressing with calcium hydroxide on infection in
pulpless teeth with periapical bone lesions. J Endod 2002;35:13–21.
126. Nandini S, Velmurugan N, Kandaswami D. Removal efficiency of calcium
hydroxide intracanal medicament with two calcium chelators: volumetric
analysis using apical CT: an in vitro study. J Endod 2006;32:1097-101.
127. Caliskan M. et al. Effcet of calcium hydroxide as an intracanal dressing on
apical leakage. J Endod 1998; 31:173-7.
61
128. Kenee DM, Allemang JD, Johnson JD, Hellstein J, Nichol BK. A quantitative
assessment of efficacy of various calcium hydroxide removal techniques. J
Endod 2006;32:563-5
129. Lambrianidis T, Kosti E, Boutsioukis C, Mazinis M. Removal efficacy of
various calcium hydroxide/chlorhexidine medicaments from the root canal. J
Endod 2006;39:55-61.
130. Fava L. Saunders,W. Calcium hydroxide pastes: classification and clinical
indications. J Endod 1999; 32:257-82.
131. Siqueira J. Lopes,H. Mechanisms of antimicrobial activity of calcium hydroxide:
a critical review. J Endod 1999; 32:361-9.
132. Foster K. et al. Effect of smear layer removal on the diffusion of calcium
hydroxide through radicular dentin. J Endod 1993; 19:136-140.
133. Safavi K. et al. Alteration of biological properties of bacterial lipopolysaccharide
by calcium hidroxyde treatment. J Endod 1994; 20:127-9.
134. Tanomaru J. et al. Effect of different irrigation solutions and calcium hydroxide
on bacterial LPS. J Endod 2003; 36:733-9.
135. Byström A, Claesson R, Sundqvist G. The antibacterial effect of camphorated
paramonochlorophenol, camphorated phenol and calcium hydroxide in the
treatment of infected root canals. Endod Dent Traumatol 1985;1:170 –5.
136. Portenier I, Haapasalo H, Rye A, Waltimo T, Orstavik D, Haapasalo M.
Inactivation of root canal medicaments by dentine, hydroxylapatite and bovine
serum albumin. J Endod 2001;34:184–8.
137. Waltimo TM, Siren EK, Orstavik D, Haapasalo MP. Susceptibility of oral
Candida species to calcium hydroxide in vitro. J Endod 1999;32:94–8.
138. Siqueira JF Jr, de Uzeda M. Disinfection by calcium hydroxide pastes of
dentinal tubules infected with two obligate and one facultative anaerobic
bacteria. J Endod 1996;22:674–6.
139. Tronstad L. et al. pH changes in dental tissues alter root canal filling with
calcium hydroxide. J Endod 1981; 7:17-21.
140. Wang J. Hume, W. Diffusion of hydrogen ion and hydroxyl ion from various
sources through dentine. J Endod 1988; 21:17-26.
141. Calt S. et al. pH canges and calcium ion diffusion from calcium hydroxide
dressing materials through root dentin. J Endod 1999; 25:329-31.
62
142. Sjogren U. et al. The antimicrobial effect of calcium hydroxide as a short-term
intracanal dressing. J Endod 1991; 24:119-25.
143. Orstavik D. et al. Effects of extensive apical reaming and calcium hydroxide
dressing on bacterial infection during treatment of apical periodontitis: a pilot
study. J Endod 1991; 24:1-7.
144. Cruz E. et al. Penetration of propylene glycol into dentin. Int J Endod 2002;
35:330.
145. Safavi K. et al. Influence of mixing vehicle on dissociation of calcium hydroxide
in solution. J Endod 2000; 26:649-51.
146. Hasselgren G, Olsson B, Cveck M. Effects of calcium hydroxide and sodium
hypochlorite on the dissolution of necrotic porcine muscle tissue. J Endod 1988;
14:125-7
147. Waltimo et al. In vitro susceptibility of Candida albicans to four disinfectants
and their combinations. Int J Endod 1999; 32:421-9.
148. Chu FCS, Leung WK, Tsang PCS, Chow TW, Samarayanakf LP. Indentification
of cultivable microorganisms from root Canals with apical periodontitis
following two-visit endodontic treatment with antibiotics/steroid or calcium
hydroxide dressing. J Endod 2006;32:17-23.
149. Siqueira J, de Uzeda M. Influence of different vehicles on the antibacterial
effects of calcium hydroxide. J Endod 1998; 24:663-5.
150. Siqueira J. et al. Desinfection by calcium hydroxide pastes of dentinal tubules
infected with two obligate and one facultative anerobic bacteria. J Endod 1996;
22:674-6.
151. Stevens R. Grossman,L. Evaluation on the antimicrobial potential of calcium
hydroxide as an intracanal medicament. J Endod 1983; 9:372-4.
152. Menezes MM, Valera MC, Jorge AO, Koga-Ito CY, Camargo CH, Mancini MN.
In vitro evaluation of the effectiveness of irrigants and intracanal medicaments
on microorganisms within root canals. Int J Endod 2004;37:311–9.
153. Sukawat C, Srisuwan T. A comparison of the antimicrobial efficacy of three
calcium hydroxide formulations on human dentin infected with Enterococcus
faecalis. J Endod 2002;28:102– 4.
154. Gomes BP, Ferraz CC, Garrido FD, et al. Microbial susceptibility to calcium
hydroxide pastes and their vehicles. J Endod 2002;28:758–61.
63
155. Siqueira J. et al. Intracanal medicaments: Evaluation of the antibacterial effects
of clorhexidine, metronidazol and Ca(OH)2 associated with three vehicles. J
Endod 1997; 23:167-169.
156. Siqueira J et al. Elimination of Candida albicans infection of the radicular dentin
by intracanal medications. J Endod 2003; 29:501-4.
157. Siqueira J, Magalhães K, Rôças I. Bacterial Reduction in Infected Root Canals
Treated With 2.5% NaOCl as an Irrigant and Calcium Hydroxide/Camphorated
Paramonochlorophenol Paste as an Intracanal Dressing. J Endod 2007 Junio;
33(6):667-672.
158. Byström A, Sundqvist G. Bacteriologic evaluation of the effect of 0.5 percent
sodium hypochlorite in endodontic therapy. Oral Surg Oral Med Oral Pathol
1983;55:307–12.
159. Rolph HJ, Lennon A, Riggio MP, et al. Molecular identification of
microorganisms from endodontic infections. J Clin Microbiol 2001;39:3282–9.
160. Siqueira JF, Rocas IN. Nested PCR detection of Centipeda periodontii in
primary endodontic infections. J Endod 2004;30:135–7.
161. Möller AJ, Fabricius L, Dahlen G, Sundqvist G, Happonen RP. Apical
periodontitis development and bacterial response to endodontic treatment.
Experimental root canal infections in monkeys with selected bacterial strains.
Eur J Oral Sci 2004;112:207–15.
162. Peciuliene V, Balciuniene I, Eriksen HM, Haapasalo M. Isolation of
Enterococcus faecalis in previously root-filled canals in a Lithuanian population.
J Endod 2000;26:593–5.
163. Cheung GS, Ho MW. Microbial flora of root canal-treated teeth associated with
asymptomatic periapical radiolucent lesions. Oral Microbiol Immunol
2001;16:332–7.
164. Hancock HH 3rd, Sigurdsson A, Trope M, Moiseiwitsch J. Bacteria isolated
after unsuccessful endodontic treatment in a North Am population. Oral Surg
Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 2001;91:579–86.
165. Huang Z. A review of progress in clinical photodynamic therapy. Technol
Cancer Res Treat 2005;4:283–93.
166. Dougherty TJ, Gomer CJ, Henderson BW, et al. Photodynamic therapy. J Natl
Cancer Inst 1998;90:889 –905.
64
167. Bertoloni G, Salvato B, Dall’Acqua M, Vazzoler M, Jori G. Hematoporphyrin-
sensitized photoinactivation of Streptococcus faecalis. Photochem Photobiol
1984;39:811–16.
168. Malik Z, Ladan H, Nitzan Y. Photodynamic inactivation of Gram-negative
bacteria: problems and possible solutions. J Photochem Photobiol B
1992;14:262– 6.
169. Soukos NS, Ximenex-Fyvie LA, Hamblin MR, Socransky SS, Hasan T.
Targeted antimicrobial photochemotherapy. Antimicrob Agents Chemother
1998;42:2595–601.
170. Soukos NS, Mulholland SE, Socransky SS, Doukas AG. Photodestruction of
human dental plaque bacteria: enhancement of the photodynamic effect by
photomechanical waves in an oral biofilm model. Las Surg Med 2003;33:161–
8.
171. Sarkar S, Wilson M. Lethal photosensitization of bacteria in subgingival plaque
from patients with chronic periodontitis. J Periodont Res 1993;28:204 –10.
172. Soukos NS, Wilson M, Burns T, Speight PM. Photodynamic effects of toluidine
blue on human oral keratinocytes and fibroblasts and Streptococcus sanguis
evaluated in vitro. Las Surg Med 1996;18:253–9.
173. Soukos NS, Socransky SS, Mulholland SE, Lee S, Doukas AG.
Photomechanical drug delivery into bacterial biofilms. Pharm Res 2000;17:405–
9.
174. Seal GJ, Ng Y-L, Spratt D, Bhatti M, Gulabivala K. An in vitro comparison of
the bactericidal efficacy of lethal photosensitization or sodium hyphochlorite
irrigation on Streptococcus intermedius biofilms in root canals. J Endod
2002;35:268 –74.
175. Bonsor S, Nichol R, Reid T, Pearson G. Microbiological evaluation of photo-
activated disinfection in endodontics (An in vivo study) Br J Dent. 2006; 200:
337–41.
176. Soukos N, Shih-Yao P, Morris J, Ruggiero K, Abernethy A, Som S et al.
Photodynamic Therapy for Endodontic Disinfection. J Endod October
2006;32:979-84.
65
177. Stabholz A, Sahar-Helft S, Moshonov J. Lasers in endodontics. The Dental
Clinics of North America. 2004;48:809–32.
178. Vaarkamp J, ten Bosch JJ, Verdonschot EH. Propagation of light through human
dental enamel and dentine. Caries Research. 1995;29:8–13.
179. Klinke T, Klimm W, Gutknecht N. Antibacterial effects of Nd:YAG laser
irradiation within root canal dentin. Journal of Clinical Laser Medicine and
Surgery. 1997;15:29–31.
180. Hardee MW, Miserendino LJ, Kos W, Walia H. Evaluation of the antibacterial
effects of intracanal Nd:YAG laser irradiation. J Endod. 1994;20: 377–80.
181. Moshonov J, Ørstavik D, Yamauchi S, Pettiette M, Trope M. Nd:YAG laser
irradiation in root canal disinfection. Endodontics and Dental Traumatology.
1995;11:220–4.
182. Mehl A, Folwaczny M, Haffner C, Hickel R. Bactericidal effects of 2.94
microns Er:YAG-laser radiation in dental root canals. J Endod. 1999;25:490–3.
183. Ishizaki NT, Matsumoto K, Kimura Y et al. Thermographical and morphological
studies of Er,Cr:YSGG laser irradiation on root canal walls. Photomedicine and
Laser Surgery. 2004;22:291–7.
184. Yamazaki R, Goya C, Yu DG, Kimura Y, Matsumoto K. Effects of
erbium,chromium:YSGG laser irradiation on root canal walls: a scanning
electron microscopic and thermographic study. J Endod. 2001;27:9–12.
185. Ragot-Roy B, Trainer A, Severin C, Chippaux C. Effect of bactericide in vitro
d’un laser Nd:YAG pulse. J Endod. 1994;13:25–32.
186. Fegan SE, Steiman HR.Comparative evaluation of the antibacterial effects of
intracanal Nd:YAG laser irradiation: an in vitro study. J Endod. 1995;21:415–7.
187. Moritz A, Jakolitsch S, Goharkhay K et al. Morphologic changes correlating to
different sensitivities of Escherichia coli and Enterococcus faecalis to Nd:YAG
laser irradiation through dentin. Lasers in Surgery and Medicine. 2000;26:250–
61.
188. Bergmans L, Moisiadis P, Teughles W, Van Meerbeek B, Quickynen M.
Bactericidal effect of Nd:YAG laser irradiation on some endodontic pathogens
ex vivo. J Endod. 2006;32:87-91.
66
189. Le Goff A, Dautel-Morazin A, Guigand M, Vulcain JM, Bonnaure-Mallet M
(1999) An evaluation of the CO2 laser for endodontic disinfection. J Endod.
1999;25:105–8 .
190. Liu J-P. Effects of Nd:YAG laser pulpotomy on human primary molars. J Endod
.2006;32:404-407.
191. Eldeniz AU, Ozer F, Hadimli HH, Erganis O. Bactericidal efficacy of
Er,Cr:YSGG laser irradiation against Enterococcus faecalis compared with
NaOCl irrigation: an ex vivo pilot study. J Endod. 2007;40:112-9.
192. Jha D, Guerrero A, Ngo T, Helfer A, Hasselgren G. Inability of laser and rotary
instrumentation to eliminate root canal infection. J Am Dent Assoc.
2006;137(1):67-70.
193. Radatti DA, Baumgartner JC, Marshall JG. A comparison of the efficacy of
Er,Cr:YSGG laser and rotary instrumention in root canal debridement. J Am
Dent Assoc. 2006;137(9):1261-6.
194. Gordon W, Atabakhsh VA, Meza F, Doms A, Nissan R, Rizoiu I, Stevens RH.
The antimicrobial efficacy of the erbium, chromium:yttrium-scandium-gallium-
garnet laser with radial emitting tips on root canal dentin walls infected with
Enterococcus faecalis. J Am Dent Assoc. 2007;138(7):992-02.
