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“DETERMINACIÓN DE LA PRESENCIA DE BACTERIAS
POR MEDIO DE ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DURANTE
LA PRÁCTICA DE RADIOLOGÍA INTRAORAL EN EL
SERVICIO DE RADIOLOGÍA ORAL Y MAXILOFACIAL DE
LA CLÍNICA ESTOMATOLÓGICA CENTRAL DE LA
UNIVERSIDAD PERUANA CAYETANO HEREDIA”
TESIS PARA OBTENER EL TÍTULO DE CIRUJANO – DENTISTA
GUIHAN LEE
Lima - Perú
2011
ASESOR:
Dr. Víctor Calderón Ubaquí
JURADO EXAMINADOR:
PRESIDENTE : Dra. Ada Pérez Luyo
SECRETARIO : Dr. Gabriel Flores Mena
MIEMBRO : Dr. Leopoldo Meneses Rivadeneira
FECHA DE SUSTENTACIÓN : 06 de Abril del 2010
CALIFICATIVO : APROBADO POR UNANIMIDAD
Agradecimiento
Al Dr. Víctor Calderón, mi tutor, por toda la ayuda que me brindó durante la
realización del presente trabajo de investigación.
A la microbióloga Dra. Dora Maurtua por el apoyo incondicional en la parte
experimental del trabajo de investigación y al Departamento de Microbiología
de la Facultad de Ciencias de UPCH. Asimismo, a la Dra. Sonia Sacsaquispe y
al Dr. Alexis Evangelista por su colaboración y el apoyo en el presente trabajo
de investigación y Dr. Gabriel Flores por su paciencia para la corrección de mis
limitaciones en el idioma.
Índice de contenido:
Pág.
1. INTRODUCCIÓN 1
2. PLANTEAMIENTO DE LA INVESTIGACIÓN
2.1. Planteamiento de problema 3
2.2. Justificación 3
3. MARCO TEÓRICO, CONCEPTUAL O REFERENCIAL
4
4. OBJETIVOS
4.1. Objetivo general 20
4.2. Objetivos específicos 20
5. MATERIAL Y MÉTODOS
5.1. Diseño de estudio 21
5.2. Población 21
5.3. Muestra 22
5.4. Operacionaliación y Definición de variables 22
5.5. Técnica y/o procedimientos 24
5.6. Plan de análisis 27
5.7. Consideraciones éticas 27
5.8. Recursos 28
6. Resultados 29
7. Discusión 40
8. Conclusiones 47
9. Recomendaciones 48
10. Referencias bibliográficas 49
11. Anexos 54
1
I. Introducción
Desde el momento en que Wilhelm Conrad Röntgen un 8 de noviembre de
1895 descubrió los rayos X [1] y hasta el día de hoy, el empleo de los rayos X ha
sido necesario y su ayuda en el diagnóstico y en otras necesidades es
indispensable [2][3]. En la práctica profesional el estudio radiográfico es muy
utilizado y necesario para llegar o aproximarnos a un diagnóstico más exacto.
La estomatología es una profesión que requiere de técnicas radiográficas que
se realizan en el interior de la cavidad oral y eso significa que el profesional y el
paciente casi siempre están expuestos a un procedimiento contaminado. En la
boca de un paciente podemos encontrar numerosos y diversos
microorganismos; el riesgo de adquirir una infección es relativamente bajo
según las investigaciones, sin embargo el riesgo de contaminación, no sólo
involucra al profesional, sino también al personal auxiliar y los pacientes.
La aplicación de medios y medidas para el control de infecciones es aplicable a
todas las acciones que realiza el profesional de salud, sin embargo en la
aplicación de las técnicas radiográficas podemos observar frecuentemente que
estos principios de bioseguridad no son, ni responsables, ni correctamente
aplicados. Aunque la American Dental Association (A. D. A.) en el 2006 publicó
una guía de bioseguridad en la práctica de radiología oral [4][5];
lamentablemente en muchos países, no se han realizado investigaciones que
demuestren el grado de contaminación en los servicios de radiología dental de
acuerdo a sus medios y medidas de control de infecciones, además no existen
mecanismos que supervisen la aplicación de estos medios y medidas ni
normas internas que regulen dicha actividad.
2
Dado que no hay estudios en nuestro medio acerca de los aspectos
microbiológicos en la práctica de radiología oral y siendo cada día más
importante la aplicación de los conceptos de la bioseguridad en el campo de la
odontología, incluyendo el área de radiología oral, se plantea el siguiente
estudio, que dará un alcance de la situación, permitiendo a la institución
implementar cambios, aplicar mecanismos de control y elaborar normas que
regulen esta actividad.
El objetivo de la presente investigación es determinar el número de bacterias y
tipos de acuerdo a la coloración de Gram, existentes en las superficies que son
contactadas durante las tomas radiográficas intraorales en el servicio de
Radiología Oral y Maxilofacial de la Clínica Estomatológica Central de la
Universidad Peruana Cayetano Heredia en el año 2010.
3
2. PLANTEAMIENTO DE INVESTIGACIÓN
2.1. Planteamiento del problema
Los procedimientos clínicos y de laboratorio en la práctica estomatológica están
sujetos a contaminación, con el tiempo se han ido tomando de manera
pertinente las medidas para disminuir este riesgo a través de protocolos, guías,
manuales de medios y medidas de control de infecciones. Sin embargo, la
aplicación de estas medidas en países en vía de desarrollo han sido
parcialmente aplicadas debida principalmente al costo económico que de ellas
deriva. En la práctica radiológica dental lamentablemente estas medidas de
control de infección son subestimadas, y esto ha llevado a la no aplicación
racional de los medios y medidas sugeridas internacionalmente.
2.2. Justificación
De acuerdo a problemática planteada, basados en reportes de las prácticas del
curso de microbiología por alumnos de segundo año, se hallaron diversos tipos
de bacterias en las superficies de las diferentes áreas del Servicio de
Radiología Oral y Maxilofacial (ROMF) de la Clínica Estomatológica Central
(CEC) de la Universidad Peruana Cayetano Heredia (UPCH). Esto demuestra
la necesidad de determinar la cantidad y tipo de bacterias, por lo que se
plantea el presente trabajo para sugerir las zonas o lugares de posible
contaminación y mejorar las condiciones de esta práctica.
El presente trabajo de investigación tiene como objetivo realizar el diagnóstico
situacional para identificar los diferentes bacterias presentes en las superficies
de contacto durante las tomas de radiografías intraorales en el servicio de
ROMF de UPCH.
4
3. Marco teórico:
3.1.) Infección y transmisión
La infección es la acción y efecto de la invasión por un microorganismo
patógeno a los tejidos de un ser vivo y la transmisión es cualquier mecanismo
en virtud del cual un agente infeccioso se propaga en el ambiente, o de una
persona a otra [6][7].
Normalmente los estudios radiográficos orales no son considerados como
procedimientos invasivos, sin embargo la aplicación de la técnica radiográfica
intraoral pone en contacto directo fluidos procedentes de la mucosa del
paciente y saliva a superficies e instrumentos, medios que son fuentes de
contaminación.
En la práctica odontológica, la saliva constituye un medio potencialmente
contagioso, debido a su frecuente contaminación con sangre. Además por la
sangre pueden transmitirse muchas enfermedades como las causadas por el
VIH, el VHB, etc. La historia médica y la exploración clínica no garantizan la
identificación de los sujetos con infección por VIH, VHB u otras enfermedades
contagiosas. Asimismo, en los servicios o consultas radiográficos es mucho
más difícil obtener estos datos de los pacientes, por estas razones todos los
pacientes deben ser atendidos como potenciales portadores de enfermedades
infecto - contagiosas [6][8].
Hoy en día no sólo nos preocupamos por el contagio del VIH, siendo que la
prevalencia durante el procedimiento odontológico es muy baja; sino también
de otras enfermedades como hepatitis, tuberculosis, resfrío y etc. [6].
5
Los mecanismos de transmisión de microorganismos los podemos dividir en 2
grupos: Directa e Indirecta.
3.1.1.) Transmisión Directa:
Es el traspaso directo e inmediato de un agente infeccioso a una puerta de
entrada receptiva tal como: piel, mucosa oral, mucosa nasal, conjuntivas o
mucosas genitales.
Puede ocurrir por:
- Contacto directo al: Tocar, Morder y Besar
- Proyección directa de gotitas de sangre, saliva o secreciones al: Escupir,
Toser, Estornudar, Hablar, Cantar y Besar
- Exposición al polvo contaminado proveniente de: Ropas de vestir, ropas
de camas, Suelos o pisos contaminados
3.1.2.) Transmisión indirecta:
Es la transferencia de un agente infeccioso a un individuo susceptible a través
de: Vehículos de transmisión, por intermedio de un vector y aerosoles
microbianos [6].
3.2.) Bioseguridad
La bioseguridad es el conjunto de actitudes y procedimientos orientados a
impedir la contaminación por microorganismos hacia el profesional de salud o
hacia el paciente [6][9][10].
La asepsia es el método diseñado para evitar la infección del cuerpo humano
6
con el fin de disminuir las posibilidades de contaminaciones microbianas [11].
Los términos de desinfección y esterilización pueden ser parecidos, pero
poseen significados muy distintos.
Desinfectar es la destrucción de los gérmenes patógenos en estado vegetativo
o no esporulante con procedimientos químicos. Esterilizar es la eliminación
total de los microorganismos incluidas las formas esporuladas con
procedimiento físicos, es indispensable para tales efectos que los instrumentos
y/o materiales que van a ser empleados en actividad médica deben ser bien
lavados, cepillados con detergente antes de desinfectar y/o esterilizar [6][8][11].
En esterilización existen 2 formas: Calor seco y Calor húmedo
3.1.1. Calor seco:
En esta técnica se pueden manejar la temperatura y el tiempo de exposición a
los que es expuesto el material. La mayor desventaja de esta técnica es el
tiempo que se requiere. El calor seco no ataca el vidrio ni causa oxidación de
los instrumentos [6][8][11] (Cuadro 1).
Cuadro 1. Relación tiempo-temperatura para conseguir la
esterilización en un poupinel (Obtenido de tratado de cirugía bucal;
Cosme Gay E., Leonardo Berini A.; 1er edición 2004 [11])
Temperatura Tiempo
170 °C 60 minutos
160 °C 120 minutos
150 °C 150 minutos
140 °C 150 minutos
7
3.1.2. Calor húmedo:
Está técnica utiliza calor con vapor de agua, llegando al punto de ebullición del
agua, su funcionamiento ideal es mantener durante 15 a 20 minutos a partir del
momento en que la carga alcanza la temperatura de 121°C a una presión de
1.5 atmosférica para esterilizar y/o destruir todos los microorganismos,
inclusive las esporas.
Actualmente se recomiendan las autoclaves Flash, que utiliza temperaturas de
121°C a 132°C en un esterilizador de desplazamiento de aire por gravedad
durante 3 a 5 minutos y además del pequeño espacio que ocupan [6][8][11].
3.1.3. Desinfección
Para desinfectar depende de varios factores ajenos a la naturaleza del
producto químico [6][8][11].
Estos son:
- Tipo y magnitud de la contaminación microbiana de los instrumentos a
esterilizar.
- Concentración de la solución química.
- Presencia en los instrumentos de material que pueden inactivar al agente
químico.
- Tiempo de exposición al agente químico.
- Procedimientos de limpieza previos para eliminar residuos tóxicos o material
orgánica de los instrumentos.
8
Los productos químicos que pueden ser utilizados para la desinfección son
[4-6][8][21-23][24-28][34-40]:
- Glutaraldehido al 2% con Buffer fenólico
- Hipoclorito de sodio
- Alcohol de 70°
- Formaldehido
- Clorhexidina
- Polivinilpirrolidona
- Otros
3.3.) Enfermedad y agentes etiológicos:
Las enfermedades infecciones transmisibles de interés en odontología son:
Hepatitis Tipo B, SIDA, Tuberculosis, Herpes Simple Tipo I, Herpes Simple Tipo
II, Conjuntivitis Herpética, Gonorrea, Sífilis, Tétano, Mononucleosis infecciosa,
Paperas, Infecciones Estreptocócicas, Infecciones Estafilocócicas y Resfrío
[5][6][7].
3.3.1.) Los agentes etiológicos:
Los microorganismos principales de infecciones en odontología son
Streptococcus sp., Staphylococcus sp., Pseudomona sp. y Cándida albicans
entre otras [6][7].
- Streptococcus sp.:
Los estreptococos son bacterias esféricas u ovaladas que se desarrollan en
pares o cadenas de longitud variable. La mayoría de estos microorganismos
9
son anaerobios facultativos, aunque algunos son anaerobios obligados. Los
Streptococos sp. son grampositivos, no formadores de esporas, catalasa-
negativos, por lo general no móviles y con requerimientos nutricionales
complejos y variables.
Cuando los estreptococos se cultivan en placas de agar-sangre es posible
observar diferencias notables de las características morfológicas de superficie
(por ejemplo, tamaño de las colonias, opacidad de las colonias) entre las
distintas cepas. Además las colonias de ciertas cepas están rodeadas por
zonas claras incoloras, en el interior de las cuales se produce la lisis completa
de los eritrocitos presentes en el medio de cultivo.
Lancefield en 1928 llevó a cabo una identificación más precisa de los
Streptococos β-hemolíticos y clasificó a estos microorganismos en serogrupos
sobre la base de diferencias antigénicas de los hidratos de carbono de la pared
celular.
Los estreptococos que carecen de un grupo antigénico reconocible se
identifican por sus características fenotípicas (reacciones de fermentación,
producción de enzimas e hibridación del DNA). Mediante la aplicación de estos
criterios, los Streptococos viridans humanos han sido subdivididos
recientemente en varias especies [6][7][12][13].
- Staphylococcus sp.:
Los estafilococos son células esféricas grampositivas, generalmente dispuestas
en racimos irregulares parecidos a racimos de uvas; crecen con rapidez sobre
muchos tipos de medios y son metabólicamente activos, fermentan
carbohidratos y producen pigmentos que varían desde el color blanco hasta el
10
amarillo intenso. Algunos son miembros de la flora normal de la piel y mucosas
de los humanos; otros causan supuración, formación de abscesos, varias
infecciones piógenas e incluso septicemia mortal. El tipo más común de
envenenamiento alimentario es causado por una enterotoxina termoestable de
los estafilococos. Éstos desarrollan con rapidez resistencia a muchos
antimicrobianos y presentan problemas terapéuticos difíciles.
Estos microorganismos pueden ser cultivados a partir de material clínico
desecado luego de varios meses, son relativamente resistentes al calor y
pueden tolerar medios con alto contenido de sal. No es sorprendente que a
pesar de la disponibilidad de potentes agentes antimicrobianos y la existencia
de mejoras en las condiciones de salud pública y las medidas de control de las
infecciones hospitalarias por Staphylococcus sp. sigue siendo un patógeno
humano importante [6][7][12][13].
- Pseudomonas sp.:
Los miembros del género pseudomonas son bacterias aerobias estrictas, gram
negativas, móviles y catalasa-positivos. Su clasificación actual se basa sobre la
homología de RNAr/DNA, que produce cinco grupos como; Grupo RNAr I,
Grupo RNAr II, Grupo RNAr III, Grupo RNAr IV y Grupo RNAr V[12].
Las Pseudomonas sp. restantes pueden ser agrupadas para su consideración
en cuatro categorías amplias: las que son patógenos oportunistas, las que
producen infecciones hospitalarias, las que aparecen en adictos a drogas
parenterales y las que se presentan como pseudo-infecciones [6][7][12][13].
Este género contiene un gran número de especies. La mayor parte de las
especies importantes en los seres humanos son P. aeruginosa (oportunista
11
importante en pacientes inmunodeprimidos) y P. pseudomallei (causa de
meliodesis, una enfermedad con una distribución geográfica restringida)
(Cuadro 2).
Cuadro 2. Tipos de infección por pseudomonas distintas de P.
aerugionosa y P. Pseudomallei.
(Obtenido de Enfermedades Infecciosas Principios y Práctica; Mandell G.,
Bennet J. y Dolin R.; Cuarta edición 1997. [6])
Genero
y especie
Bac
tere
mia
Infe
cció
n de
here
dias
Artr
itis
sépt
ica
Em
piem
a/ne
um
Abs
ceso
Men
ingi
tis
End
o-C
ardi
tis
Vía
s ur
inar
ias
Con
junt
iviti
s
Otit
is M
edia
P. Fluorescens X X X X
P. putida X X X X
P. cepacia X X X X
P. gladioli X
C. acidovorans X X
C. testosteroni X X
P. alcaligenes X X X
P. stutzeri X X X X X
P. paucimobilis X X X X
X. maltophilia X X X X X X X X
D. Cándida albicans:
Las cándidas son levaduras, vale decir hongos que existen predominantemente
en forma unicelular. Se trata de células ovoides pequeñas (4-6 µm) y de pared
delgada que se reproducen por gemación. Crecen bien en frascos aireados
12
para hemocultivos de rutina y sobre placa de agar y no requieren medios
especiales para hongos para su cultivo. Sin embargo, los hemocultivos
bifásicos y la centrifugación - lisis facilitan su aislamiento. En las muestras
clínicas pueden encontrarse formas levaduriformes, hifas y seudohifas.
Las cándidas forman colonias lisas de color blanco, aspecto cremoso y brillante
que pueden parecerse a las colonias de estafilococos.
Existen más de 150 especies de Cándida pero sólo 10 de ellas se consideran
patógenos importantes para el ser humano incluyendo C. albicans [6][7][12][13].
3.4.) Procedimiento radiográfico en el servicio de radiología oral
Los exámenes radiográficos que con mayor frecuencia se emplean en
odontología y tienen más riesgo de producir contaminación, son: los exámenes
intraorales (periapicales, aleta de mordida, oclusales), además de los
extraorales (panorámica, cefalométricas, etc.).
El objetivo de los exámenes radiográficos intraorales es obtener una vista que
permita observar a detalle de los dientes y las estructuras que los rodean. En la
actualidad se emplean 2 técnicas básicas para este examen: la técnica del
paralelismo y la técnica de la bisectriz del ángulo; en ambas técnicas se
requiere introducir instrumentos, la película radiográfica y el contacto con saliva
y la mucosa oral es inevitable [14-16].
En el servicio radiología oral maxilofacial de C.E.C. de U.P.C.H. emplea
siguientes procedimientos para toma de radiografías intraorales: Cuando el
paciente ingresa en el servicio radiología oral y se sienta en un sillón, el
radiólogo o técnico en radiología se coloca los guantes y luego coloca el mandil
13
de plomo o collarin según corresponda. Después programará el kilovoltaje de
radiación, luego introduce la placa radiográfico en la boca, el paciente mantiene
la placa en el lugar con el dedo pulgar o índice en otros casos la placa debe
estar ubicado y fijado a través de los *posicionadores de películas si el caso
lo amerita.
Después el radiólogo o técnico ubica el cabezal del equipo de rayos X
dependiendo de la pieza dentaria o la zona donde se requiere la toma
radiográfica, luego se cierra la puerta para evitar la exposición de los rayos X y
finalmente se coge el pulsador y se programa el tiempo de exposición de rayos
X. Cuando el paciente requiere más de una radiografía ó repetir la toma por
fallas técnicas, esto implica introducir una vez más la placa con los mismos
guantes y cambiar la posición del cabezal del equipo de rayos X, a la vez
involucra reprogramar el tablero tocando los botones para la exposición y por
último coger el cabezal del equipo de rayos, pulsador, manija de la puerta,
sillón para la toma, y ocasionalmente al mandil plomado para proteger el
*Posicionador de película es un dispositivo con capacidad de posicionar la película a
partir de una combinación de indicador de brazo, anillo y bloque de mordida que se
adapta especialmente para la toma de radiografías intraorales.
Actualmente existen 2 tipos de posicionadores: No metálico y Metálico
- No metálico: Es el cual la parte de anillo y bloque de mordida son plásticos: son
más ligeros que el tipo metálico. No se debe esterilizar con productos químicos
ni con calor seco, ni en frío, solo es esterilizable en autoclave.
- Metálico: Es el cual todos los componentes son metálicos. Puede esterilizar en
cualquier medio.
El posicionador de película tipo no metálico (o Rinn: XCP® de Dentsply®) posee ciertas
condiciones de esterilización, sin embargo, actualmente es más usado en el mundo,
incluso la Facultad de Estomatología de UPCH considera conveniente utilizar.
14
paciente.
Cuando la misma persona quien tomo la radiografía ó aquello persona quien es
la encargada del cuarto oscuro, saca la placa de la boca, la coloca en un vaso
descartable. Cuando esto llega al cuarto oscuro, abre el envoltorio y deposita
en la maquina reveladora radiográfica usando mismo guante utilizado para
tomar la radiografía al paciente.
Es por ello que en la práctica radiográfica, como parte de la actividad de
profesional de salud oral, también es necesario cumplir con las normas de
bioseguridad establecidas por diferentes entidades nacionales e
internacionales.
3.5.) Métodos de barrera en Odontología
La utilización de los métodos de barrera en el área de cirugía oral se realiza
desde hace mucho tiempo, sin embargo en la área de odontología general el
empleo de los métodos de barrera no fueron bien establecidos hasta que el 5
de junio de 1981, el Dr. M. Gottlieb publicó el primer reporte de caso de SIDA
en MMWR (Morbidity and Mortality Weekly Report) [17]. A partir de este
momento hubo un cambio en las decisiones del empleo de los guantes y los
criterios de bioseguridad para el control de infección en dentro de todas las
áreas de la consulta odontológica.
La sangre y la saliva siempre se deben considerar como productos
contaminados, por consiguiente es necesario protegerse de estos fluidos
provenientes de cualquier paciente y no sólo de los que se sospecha que están
infectados. Para lograr esto se deben usar los métodos de barrera.
15
3.6.) Controles de infecciones
El control de infecciones es un acto médico que detiene de la propagación de
los agentes infecciosos entre los trabajadores de salud y pacientes y eso, sin
duda, es la mayor parte de la preocupación en todas las áreas de la salud.
Una de las preocupaciones que requieren atención prioritaria de las
autoridades de un centro de salud, se refiere a la diseminación de infecciones
entre los pacientes y los trabajadores de salud.
La población que convive en un ambiente hospitalario, normalmente integrada
por personal, pacientes y familiares, lo convierten a una inmejorable
oportunidad para que muchos de los microorganismos patógenos para el
humano se desarrollen, diseminen y causen infecciones [12][13] [18-22].
3.6.1. Control de infecciones en radiología oral
La radiología oral presenta problemas únicos de control de infección, debido a
la potencial contaminación del operador y la contaminación cruzada a pacientes
y a otros miembros del equipo dental [18].
El contacto constante del operador con la cavidad bucal, en los controles de
exposición y el cuarto oscuro, aumenta el riesgo de exponer a otros a las
enfermedades infecciosas [18-20].
En la práctica de radiología oral se deben aplicar como medios y medidas de
bioseguridad el lavado de manos, el uso de mascarilla y el uso de guantes, sea
estéril o no estéril dependiendo de caso [18][21][22].
El objetivo del control de infecciones en radiología oral es evitar la transmisión
de agentes infecciosos entre pacientes y personal clínico u otros pacientes [18-
16
22] (Cuadro 3).
Cuadro 3. Potenciales rutas de transmisión de los microorganismos
patógenos. El mayor contagio ocurre en paciente al operador, sigue
operador al paciente y luego paciente a paciente.
(Fuente: Padilla A. Ruprecht A. Control de infección de la Radiología
oral 2008. http://www.slideboom.com/presentations/97016/HOSTORIA-
DE-LOS-RAYOS-X)
Además la OMS (1990) obliga a la esterilización de todos los instrumentos y/o
materiales que entran en contacto con la cavidad oral, sin embargo, en
radiología oral, una de las limitaciones que existe para la aplicación de esta
obligación es la imposibilidad de esterilizar las placas radiografías, por lo tanto
estos son desinfectadas [8].
Según Bartoloni y col. (2003), el potencial de contaminación cruzada en
radiología dental es extremadamente alto, especialmente cuando las
radiografías intraorales son realizadas sin aplicar medios y medidas de
protección, tanto en la aplicación de la técnica como en el procesado
radiográfico [23].
De acuerdo a Carvalho y Papaiz (1999), todo material manipulado durante el
17
examen radiográfico puede actuar como un medio de transmisión de patógenos
[24].
La American Dental Association (A.D.A. 1989), publicó el primer artículo de
control de infecciones durante el procedimiento de la toma de radiografías intra-
orales [5].
Arrerondo (2006) observó que la aplicación de barreras de desinfección y
antisepsia con alcohol de 70° reduce significativamente la cantidad de
microorganismos patógenos ó potencialmente patógenos en el proceso de
toma radiográfica intraoral [25].
Langlais y cols. (2000) han propuesto el método de doble guantes, lo cual
actualmente empleamos durante procesado de radiografía en el servicio
radiología oral de UPCH para fines de disminuir la contaminación en la práctica
radiológica [26].
Li y cols. (1999) demostraron la efectividad de desinfección del Kodak Rapid
Access® (sustancia pura), la cual es bastante alta y además mejor que Kodak
GBX® [27]. En su otro estudio (1999) demostró que se puede tener un excelente
resultado de control de infección durante el procesamiento manual de la
radiografía intraoral cuando se mezcla a 10% ó a mayor concentración de
glutaraldehido con Kodak Rapid Access® [28].
Silva y cols. (2004) observaron que hay una reducción significativa de los
microorganismos del ambiente del servicio radiología oral, usando el método de
barrera y solución de clorhexidina alcohólica [21].
Goaz y cols. (1995) y White y col. (2000) en sus libros, indican que los
materiales e instrumentos que serán introducidos en la boca son básicamente
18
películas radiográficas, el posicionador de películas y los guantes [15][16].
Para evitar la contaminación de las películas se las puede envolver en plástico
(un nombre comercial conocido es Kodak Clin Asept Dental Barrier®) que es
una envoltura de protectora plástico; otra forma de envolver es utilizar plástico y
una selladora de plástico, con estos materiales se puede realizar la envoltura
de la placa y antes de colocar en la boca del paciente esta placa deberá ser
colocada en un recipiente con desinfectante, luego será secada y colocada en
la boca del paciente [15][16][29-40]. Para revelar las placas radiografías
contaminadas por la saliva y probablemente por sangre por estar en la boca del
paciente, algunos autores refieren que el paciente se enjuegue la boca antes
de que se le tome la radiografía, pero no es suficiente para el control de
infección, otros sugieren lavar las películas tomadas y utilizar la toalla para
secarlas para trasladarlas al cuarto de revelado [15][16][25][29-40].
Otra forma de trasladar al cuarto de revelado las radiografías tomadas, es
mediante la utilización de una bolsa ó vaso descartable después de ser lavadas
o desinfectadas, también se menciona que el traslado de la placa se puede
realizar en los guantes que se emplearon para la toma de radiografias haciendo
una especie de bolsa al retirarse los guantes. Además es importante
desinfectar las superficies del ambiente de trabajo [25][29][30][34-38][40].
Algunos posionadores de radiografías son desechables y otros son reusables.
Los desechables deben ser eliminados después de su uso. Los que están
hechos en plástico y/o metal deben ser esterilizados en calor húmedo ó en
calor seco dependiendo de la material de producto aunque se deben limpíar y
enjuagar bien en agua corriente para eliminar la saliva antes de esterilizar [15][30-
19
39]. Algunos autores sugieren cubrir las superficies de trabajo, otros
recomiendan desinfectar y otros realizar ambos procesos. Es evidente que
desde el piso hasta la Manija de la puerta del cuarto de toma de radiografía
deben ser limpiados, o desinfectados con agentes químicos como
Gluteraldehido, yodóforos, derivados del cloro o fenóles sintéticos y Alcohol de
70°, o cubiertos [15][16][25][33-40]. La ADA (American Dental Association, 1989)
recomienda usar Yodóforos Biocides, Surf-A-Cide®, ProMedyne- D® y
Wescodyne® [5].
Los yodóforos y los alcoholes son en general más baratos que los compuestos
fenólicos y producen menos corrosición que el hipoclorito, pero no son muy
agradables de usar [15][25][29-40].
Varios investigadores han probado el efecto del Hipoclorito de sodio al 5.25%
(Lejía doméstica) como desinfectante de las placas radiográfias y sus
resultados fueron excelentes [25][32][35][36][38]. Neaverth EJ y Pantera EA (1991)
pudieron eliminar Staphylococcus epidermidis, Escherichia coli, Streptococcus
faecalis y Bacillus subtilis luego del uso por 45 a 60 segundos [38].
Rudd y col. (1984) pudieron eliminar Stafilococcus aureus, Streptococcus sp.
grupo D, Bacillus subtilis, Candida albicans y Pseudomona aeruginosa durante
5 minutos de inmersión en la misma concentración (5.25%) [39].
Para asegurar que la acción desinfectante de la solución persistirá durante el
mayor tiempo posible en las superficies tratadas, se deben dejar humedecidas
con la solución [25][29-40]. Además se recomienda que los desinfectantes líquidos
estén en contacto con la superficie a desinfectar durante por lo menos 10
minutos [5][26][29-40].
20
4. OBJETIVOS
4.1. Objetivo general
Determinar la presencia de bacterias mediante el análisis cualitativo,
cuantitativo y microbiológico en las superficies contactadas por el operador
durante la toma y procesado de radiografías intraorales en diferentes
momentos del día en el Servicio de Radiología Oral y Maxilofacial (ROMF)
de la Clínica Estomatológica Central (CEC) de la Universidad Peruana
Cayetano Heredia (UPCH) en un día del mes de noviembre del 2010.
4.2. Objetivos específicos
4.2.1. Determinar la cantidad de microorganismos (cuantitativo)
mediante la prueba del cultivo en agar plate count en las
diferentes superficies contactadas por el operador durante la toma
de radiografía intraoral, al inicio y al final de las actividades del
servicio del día.
4.2.2. Determinar el tipo de bacterias (cualitativo) mediante la prueba del
cultivo en agar sangre y agar cetrimide en las diferentes
superficies contactadas por el operador durante la toma de
radiografía intraoral, al inicio y al final de las actividades del
servicio del día.
4.2.3. Determinar la cantidad de microorganismos (cuantitativo)
mediante la prueba del cultivo en agar plate count en las
diferentes superficies contactadas por el operador durante el
21
procesado de radiografía intraoral, al inicio y al final de las
actividades del servicio del día.
4.2.4. Determinar el tipo de bacterias (cualitativo) mediante la prueba del
cultivo en agar sangre y agar cetrimide en las diferentes
superficies contactadas por el operador durante el procesado de
radiografía intraoral, al inicio y al final de las actividades del
servicio del día.
4.2.5. Comparar la cantidad de microorganismos (cuantitativo) mediante
la prueba del cultivo en agar plate count en diferentes superficies
contactadas por el operador durante la toma y procesados de
radiografías entre el inicio y el final de las actividades.
4.2.6. Comparar el tipo de bacterias encontradas (cualitativo) mediante
la prueba del cultivo en agar sangre y agar cetrimide en diferentes
superficies contactadas por el operador durante la toma y
procesados de radiografías entre el inicio y el final de las
actividades.
5. MATERIAL Y MÉTODOS
5.1. Diseño del estudio
Estudio cuantitativo, transversal y descriptivo.
5.2. Población
Todas las superficies contactadas en el Cuarto de toma y procesado de
22
radiografías intraorales del servicio ROMF de la CEC de la UPCH en un
día elegido del noviembre del 2010.
5.3. Muestra
No se realizó muestra, dado que se examinaron todas las superficies de
la población.
5.4. Operacionaliación y Definición de variables
5.4.1. Varibales dependientes
5.4.1.1. Bacterias
Son microorganismos relacionados con la contaminación de las
superficies. Se considerarán:
5.4.1.1.1. Cantidad:
- Variable cuantitativa y Discreta continúa
- Medida macroscópica a través del conteo UFC en los
medios de cultivo: Es el número mínimo de colonias
formadas y aisladas sobre una superficie que da lugar a
su desarrollo (agar) visibles ópticamente.
5.4.1.1.2. Tipos de bacterias:
- Variable cualitativa
- Observadas a través del microscopio óptico con tinción
Gram:
23
− Cocos Gram Positivo: Bacterias esférica y se tiñen
de azul oscuro o violeta.
− Cocos Gram Negativo: Bacterias esférica y se tiñen
de rosado tenue.
− Bacilos Gram Positivo: Bacterias con forma de
barra o vara y se tiñen de azul oscuro o violeta.
− Bacilos Gram negativo: Bacterias con forma de
barra o vara y se tiñen de rosado tenue.
5.4.2. Variable Independientes
5.4.2.1. Superficies
5.4.2.1.1. Variable Cualitativa y Nominal
Es aquello que solo tiene longitud y anchura
a) Envoltura de la placa radiográfica periapical antes de tomar
la radiografía.
b) Perilla de la puerta de cuarto de toma de radiografías
intraorales
c) Disparador de cuarto de toma de radiografías intraorales
d) Cabezal de rayos X de cuarto de toma de radiografías
intraorales
e) Superficie externa del mandil plomado
f) Mesa de trabajo del cuarto oscuro
g) Manija de puerta giratoria del cuarto oscuro
h) Bandeja de entrada de maquina procesadora automática
24
del cuarto oscuro
i) Interruptor de luz del cuarto oscuro
5.4.2.2. Tiempo
- Variable cualitativa, Discontinua
- Momento en el cual se realizaron la toma de muestras,
sus dimensiones son:
Al inicio de las actividades del servicio: 8 am
Al final de las actividades del servicio: 6 pm
5.5. Técnicas y/o procedimientos
1. Se preparó 3 tipos de medios de cultivos:
- 54 placas petri conteniendo Agar Plate Count (PC): Para
conteo de Unidad Formadora de Colonias (UFC) y el
crecimiento de microorganismos generales
- 18 placas petri con Agar Sangre de cordero (AS): Para
aislamiento de bacterias gram positivos y determinar el tipo de
hemólisis (Fig. 1 y 2).
- 18 placas petri con Agar cetrimide (AC): Para aislamiento de
Pseudomonas sp..(especialmente para Pseudomonas
aeruginosa)
2. También se preparó Caldo de Tripticasa Soya (Triptic Soy Broth =
TSB), se colocaron 1ml de este caldo en 54 tubos de ensayo,
25
seguidamente cada tubo fue rotulado según la superficie a ser
analizada (Fig. 3 y 4).
3. Los 3 tipos de medio de cultivo en placa petri y el medio TSB
fueron previamente preparados antes de empezar el estudio.
Luego, pasaron a ser incubados por 24 horas a 37°C para su
control de calidad. Se consideró un medio de cultivo optimo,
aquellas placas en donde no se observó crecimiento bacteriano y
aquellas que presentaron algún crecimiento bacteriano fueron
descartados (Fig. 5 y 6).
4. Los hisopos para toma de muestras fueron envueltos en papel
kraft y luego esterilizados en estufa a 170°C por 60 minutos.
5. Para la toma de muestra se abrió la envoltura del hisopo, se
destapó el tubo que contenía el caldo, se introdujo el hisopo en el
tubo con el caldo y luego se friccionó las superficies contactadas
por el operador durante la toma y procesado de radiografías
intraorales en los ambientes del servicio de ROMF (Fig.7), luego
se introdujo el hisopo en el mismo tubo de ensayo y
seguidamente se cerró con una tapa de goma o de algodón
(Fig.8).
Este procedimiento se realizó en los siguientes tiempos:
5. 1. El primer hisopado de superficies se realizó en la mañana
(inicio) antes de empezar las actividades del servicio (8 am),
tomando muestras de las siguientes superficies:
En el cuarto de toma: envoltura de las placas radiográficas, perilla
26
de la puerta del cuarto de toma, disparador de rayos X, cabezal
de rayos X y superficie externa del mandil plomado (Fig. 9 y 10).
En el Cuarto de procesamiento: mesa de trabajo, puerta giratoria,
maquina procesadora automática e interruptor de luz (Fig. 11).
5. 2. La segunda toma de muestras se realizó al finalizar las
actividades del servicio, después de la última toma radiográfica
(6pm) en el mismo cuarto de toma seleccionado para el estudio y
en las mismas superficies anteriormente tomadas en paso 5.1. Y
lo mismo se procedió con el cuarto de procesado.
6. Las muestras tomadas se llevaron al laboratorio de microbiología
de la Facultad de Ciencia de la UPCH.
7. Las muestras se sembraron empleando los siguientes métodos:
- Método de placa vertida (The Pour Plate)
en agar plate count por duplicado:
Inmediatamente se realizaron diluciones de
10-1 y 10-2, pasando 0.2 mL de cada muestra.
Luego, se inocularon 0,1 mL de las muestras
y las diluciones al agar plate count y luego,
se sembró con asa de Driglasky estéril (asa
de vidrio forma L).
- Método de estriado (Streak-Plate Technique): Luego de su
procesamiento a 37°C por 24 horas, fueron inoculados en agar sangre y
agar cetrimide.
27
8. Se incubaron todos los medios de cultivo a 37°C durante 24 hrs.
Solo el medio de Agar sangre fue incubado en condiciones de
microaerofilia (Fig.12).
9. Transcurrido el tiempo se realizaron los conteos respectivos en
Unidades Formadoras de Colonias (UFC) en aquellas diluciones
que estaba entre 30 a 300 UFC. El recuento fue multiplicado por
10 para determinar el número de UFC en la muestra problema.
10. Luego se seleccionó colonias con diferentes morfologías, se
retiró con asa de siembra y se realizó coloraciones de Gram para
determinar las morfologías y tipos bacterianos (cocos y bacilos).
5.1. Plan de análisis
Se utilizó el programas Microsoft® Office Excel 2007 y SPSS®
v.16.00 para obtener ó elaborar diversas tablas y gráficos como
gráficos de cajas y bigotes como base de datos con la finalidad de
comparar los resultados obtenidos.
5.2. Consideraciones éticas
Fue registrado en el SIDISI y posteriormente fue revisada y
aprobada por el Comité de Ética de Universidad Peruana
Cayetano Heredia. También fue autorizado por los Jefes de
Servicio ROMF y Departamento Académico de Medicina, Cirugía
y Patología Oral de Facultad de Estomatología de Universidad
Peruana Cayetano Heredia.
28
5.3. Recursos
Recursos Generales
01 Kit para tinción de Gram*
01 Microscopio óptico marca Olympus CX 21*
01 Incubadora en microbiología (bacteriológica) marca Fisher
Scientific*
01 Mechero a gas*
01 Asa de Siembra con punta metálica*
90 Placas de Petri descatable 100 x 15 mm marca La Ensenada®.
54 tubos de ensayos*
Láminas y laminillas*
Mascarillas descartables
Guantes para examen
01 frasco Base Agar Cetrimide 100g marca Britania®.
01 frasco de Base Agar Plate Count 100g marca Britania®.
80 mL de Sangre de Cordero
18 Hisopos Estériles envueltos en papel kraft
Lápiz y lapicero
Cámara fotográfica (Digital)
* Fueron proporcionado por el laboratorio de microbiología de UPCH.
29
6. Resultados
De los análisis de las 90 muestras examinadas con diferentes medios de cultivo
realizadas, lo cual 54 agar plate count, 18 agar sangre cordero y 18 agar
cetrimide, en 5 superficies del área del cuarto de toma radiográfica y 4
superficies del área del cuarto oscuro del servicio Radiología Oral Maxilofacial
de UPCH en 2 momentos diferentes. Uno a las 8:00 am, al inicio de las
actividades y otro a las 6:00pm, al finalizar las actividades y se obtuvieron los
siguientes resultados:
6.1. Agar PC (Plate Count):
6.1.1. Cultivo de muestras al inicio de las actividades (8 am)
6.1.1.1. Macroscópico:
6.1.1.1.1 Hubo un gran desarrollo de microorganismos
formadoras de colonias de color blanco-
amarillo, especialmente en el disparador de
rayos x. (Tabla 1)
6.1.1.1.2 El número de colonias en todas las superficies
varió entre 0 a 2920 UFC (Unidades
Formadoras de Colonias) y las áreas de mayor
contaminación en el cuarto de toma de
radiografía intraoral obtuvo un sub-total de
4180 UFC y el área de menor contaminación
en el cuarto de procesamiento obtuvo un sub-
total de 350 UFC. (Tabla 1, Gráfico 1 y 2)
30
6.1.1.2. Microscópico:
6.1.1.2.1. Las diversas colonias encontradas fueron
(Tabla 2, Fig. 13 y 14):
- Cocos Gram positivos - Cocos Gram negativos
- Bacilos Gram positivos - Hongos
6.2. Cultivo de muestras de al finalizar las actividades (6 pm):
6.2.1. Macroscópico:
6.2.1.1. Generalmente hubo buen desarrollo de
microorganismos formadoras de colonias
(Tabla 1).
6.2.1.2. El número de colonias en todas las superficies
varió entre de 10 a 390 UFC (Unidades
Formadoras de Colonias), de igual forma la
mayor concentración se encontró en el cuarto
de toma de radiografía intraoral con un sub-
total de 1100 UFC y en cuarto oscuro se halló
un sub-total de 720 UFC (Tabla 1, Gráfico 1 y
2).
6.2.2. Microscópico:
6.2.2.1. Las diversas colonias encontradas fueron
(Tabla 2, Fig. 15 y 16):
- Cocos Gram Positivos - Cocos Gram Negativos
- Bacilos Gram Positivos - Bacilos Gram Negativos
- Hongos
31
Tabla 1. Cantidad de microorganismos (UFC) en muestras de inicio y final
de las actividades (Plate Count agar).
Inicio Final Área Superficies UFC UFC
Envoltura de Placa radiográfica
0 10
Perilla de la puerta 410 250 Interruptor o disparador
2920 340
Tubo o Cabezal de rayos X
730 370
Cua
rto d
e to
ma
de
radi
ogra
fías
intra
oral
es
Mandil plomado 120 130 Sub-total 4180 1100 Mesa de trabajo 80 380 Manija de puerta
giratoria 50 80
Bandeja de entrada maquina reveladora
190 220
Cua
rto o
scur
o
Interruptor de luz 30 40
Sub-total 350 720 Total 4530 1820
32
Tabla 2. Tipos y morfologías microorganismos de acuerdo con tinción
gram en muestras de inicio y final de las actividades (Plate Count agar).
Inicio Final Área Superficies Morfología Gram Morfología Gram
Envotura placas radiográficas
------------- ------- Cocos en Cadenas +
Cocos en cadenas + Cocos en cadenas cortas/racimos de uvas
+
Diplo/Tetra Cocos + Cocos en cadenas +
Perilla de la puerta
------------- Hongos ------- Cocos en cadenas
cortas + Bacilos Curvos
Pleomorfico +
Diplococos + Bacilos Curvos -
Disparador de
rayos X
Otro ------- -------------
Tetra cocos + Cocos agrupados +
Cocos en cadenas - Bacilos Curvos -
Cabezal de rayos
X ------------- ------- Bacilos Rectos -
Diplococos - Cocos agrupados + Cocos en cadenas
cortas + Diplococos - C
uarto
de
tom
a de
radi
ogra
fías
intra
oral
es
Superficie exterior Mandil plomado
Bacilo recto + Bacilos agrupados en cadenas cortas
-
Diplococos + Cocos agrupados + Mesa de trabajo Tetra cocos + -------------
Cocos en cadenas + Cocos Agrupados + Manija de puerta giratoria Hongo ------- Bacilos Curvos +
Tetra cocos + Diplococos + Hongos ------- Cocos en cadenas +
Bandeja de entrada maquina
reveladora ------------- ------- Hongos ------- Diplococos + Cocos Agrupados +
Cua
rto o
scur
o
Interruptor de luz Hongos ------- Diplococos en cadenas -
33
Grafico 1. Cantidad de UFC encontradas en muestras de durante de las
actividades del día (Plate Count Agar)
C.T. Inicial: Cuarto de Toma al inicio de las actividades
C.T. Final: Cuarto de Toma al final de las actividades
C.O. Inicial: Cuarto Oscuro al inicio de las actividades
C.O. Final: Cuarto Oscuro al final de las actividades
34
Gráfico 2. Cantidad de UFC por superficies (Plate Count Agar)
1. Envoltura de placas radiográficas periapicales antes de tomar la radiografía.
2. Perilla de la puerta del cuarto de toma de radiografías intraorales
3. Disparador de cuarto de toma de radiografías intraorales
4. Cabezal de rayos X de cuarto de toma de radiografías intraorales
5. Superficie externa del mandil plomado
6. Superficie de la mesa del trabajo de cuarto oscuro
7. Manija de la puerta giratoria de cuarto oscuro
8. Superficie de la bandeja de entrada de radiografías en la maquina
reveladora de cuarto oscuro
9. Interruptor de luz de cuarto oscuro
35
Tabla 3. Tipos de microorganismos por superficies
(Plate Count Agar)
Cocos Gram + Cocos gram - Bacilos gram + Bacilos gram - Otros Superficies
de contacto I F I F I F I F I F
1 X X
2 X X X X
3 X X X X
4 X X X X
5 X X X X X X
6 X X
7 X X X X
8 X X X X
9 X X X X
I: Al inicio de las actividades F: Al final de las actividades
1. Envoltura de placas radiográficas periapicales antes de tomar la radiografía.
2. Perilla de la puerta del cuarto de toma de radiografías intraorales
3. Disparador del cuarto de toma de radiografías intraorales
4. Cabezal de rayos X del cuarto de toma de radiografías intraorales
5. Superficie externa de mandil plomado
6. Superficie de mesa del trabajo del cuarto oscuro
7. Manija de puerta giratoria del cuarto oscuro
8. Superficie de la bandeja de entrada de radiografías en la maquina
reveladora de cuarto oscuro
9. Interruptor de luz del cuarto oscuro
36
6.2. Agar Sangre:
6.2.1. Cultivo de muestras de al inicio de las actividades (mañana)
6.2.1.1. Macroscópico:
6.2.1.1.1. Hubo un gran desarrollo de microorganismos
formadoras de colonias, excepto en los
ambientes de cuarto oscuro en los que no
hubo crecimiento bacteriano en dicha agar.
(Tabla 4)
6.2.1.2. Microscópico:
6.2.1.2.1. Las diversas colonias encontradas fueron (Fig.
13 y 14):
- Cocos Gram Positivos con α hemólisis - Cocos Gram Positivos con γ hemólisis
- Cocos Gram Negativos con γ hemólisis - Bacilos Gram Positivos con α hemólisis
- Bacilos Gram Positivos con γ hemólisis - Bacilos Gram Negativos con α hemólisis
6.2.2. Cultivo de muestras de al finalizar las actividades (tarde)
6.2.2.1. Macroscópico:
6.2.2.1.1. Pobre desarrollo de microorganismos
formadoras de colonias, además no hubo
crecimiento bacteriano en algunos superficies.
(Tabla 4)
37
6.2.2.2. Microscópico:
6.2.2.2.1. Las diversas colonias encontradas fueron (Fig.
15 y 16):
- Cocos Gram Positivo con α hemólisis - Cocos Gram Positivo con β hemólisis
- Cocos Gram Positivo con γ hemólisis - Cocos Gram Negativo con γ hemólisis
- Bacilos Gram Positivo con γ hemólisis - Bacilos Gram Negativo con γ hemólisis
- Hongos
38
Tabla 4. Microorganismos encontrados en el cultivo de muestras de inicio
y final de las actividades (Agar Sangre Cordero)
Inicio Final Superficies Morfología Gram
(hemólisis)Morfología Gram
(hemólisis)Envoltura placa
radiográfica Diplococcus + (γ) Cocos en
cadenas - (γ)
Bacilos grandes - (α) Perilla de la puerta Cocos
pleomorfo + (γ)
-----------
-------
Diplococos + (α) Disparador de rayos X Diplococos - (γ)
Diplococos + (γ)
Diplococos + (γ) Bacilos grandes + (γ)
Cabezal de rayos X
Bacilos grandes + (α)
Diplo/Tetra cocos
+ (γ)
Bacilos pleomorfo
+ (γ)
Bacilos grandes pleomorfo
+ (α)
Cua
rto d
e to
ma
de ra
diog
rafía
s in
traor
ales
Superficie exterior de
Mandil plomado Diplo/tetracocos + (γ)
-----------
-------
Diplococos + (β) Mesa de trabajo
-----------
------- Bacilos en
pareja + (γ)
Bacilos Curvos - (γ) Manija de Puerta giratoria
-----------
------- Diplo/Tetra
cocos + (γ)
Bandeja de entrada de maquina
procesadora
---------- ------- Cocos en cadenas
- (γ)
Diplococos + (α)
Cua
rto o
scur
o
Interruptor de luz
---------- ------- Hongos
39
6.3. Agar Cetrimide
6.3.1. Cultivo de muestras de al inicio de las actividades (mañana)
6.3.1.1. Macroscópico:
6.3.1.1.1. No hubo crecimiento microorganismos.
6.3.2. Cultivo de muestras de al finalizar las actividades (tarde)
6.3.1.1. Macroscópico:
6.3.1.1.1. No hubo crecimiento de microbianas.
40
7. Discusión
Los resultados del presente estudio confirmaron que existe contaminación de
diversas microorganismos en las superficies de contacto del cuarto de toma de
radiografías (perilla de la puerta, disparador de rayos X, cabezal de rayos X,
mandil plomado) y en el cuarto oscuro (puerta giratoria para el ingreso, mesa
de trabajo, interruptor de luz y maquina reveladora) al inicio y final de las
actividades del servicio.
La concentración acumulada de microorganismos en las superficies del servicio
ROMF de CEC de UPCH, obtuvo un valor de 6350 UFC en 24 horas (tabla 1 y
2 y gráfico 1 y 2).
Da Silva y col. (2004) evaluaron 7 superficies durante 10 días no consecutivos
y al azar, en la clínica de radiología oral de la Universidad del Estado de Sao
Paulo “Julio de Mesquita Filho” obteniendo un conteo acumulado de 7546
UFC/placa en las muestras de 48 horas, en donde el valor más alto fue en el
tercer día (1767 UFC/placa), y el valor más bajo fue en el octavo día (242
UFC/placa) [21]. En tantos otros estudios como en el presente, los ambientes de
los servicios de radiología oral presentan un alto grado de contaminación.
Al determinar e identificar los tipos de bacterias del servicio ROMF de CEC de
UPCH, obtenidas de las muestras de las superficies de la Cuarto de toma
radiográfica y cuarto oscuro los microorganismos encontrados fueron: Cocos
gram positivos, Cocos gram negativos, Bacilos gram positivos, Bacilos gram
negativos, Hongo y otros; de acuerdo a las características morfológicas los
bacterias que se encontraron con mayor frecuencia en las superficies fueron
los Cocos gram positivos y los menos frecuentes fueron los Bacilos gram
41
negativos (tabla 2 y 3 y Fig. 13, 14, 15 y 16).
Arredondo y col. (2006) analizaron 4 superficies (disparador digital, tubo de
rayos x, el sillón y maquina de revelado) de la Universidad de Chile se observó
que las bacterias más frecuentemente encontradas fueron bacilos gram
negativos y cocos gram positivos fueron menos encontrados [25].
En el presente estudio también se obtuvieron resultados de concentraciones de
bacterias al inicio de las actividades del servicio de radiología oral,
obteniéndose (4530 UFC) y al finalizar las actividades con concentraciones de
1820 UFC (tabla 1 y 2 y gráfico 1).
Según investigaciones recientes donde se han aplicado medios y medidas de
control de infecciones demuestran que la presencia de bacterias disminuyó en
gran cantidad ó los conteos fueron casi nulos después de haber realizado la
desinfección de las áreas de toma de radiografías y cuarto oscuro del servicio
de radiología oral [19-27].
En general, al realizar el análisis de concentraciones de bacterias en el cuarto
de toma de radiografía y del cuarto oscuro podemos encontrar que en el cuarto
de toma de radiografía intraoral obtuvo mayores concentraciones de
microorganismos, especialmente al inicio de las actividades con 4180 UFC y en
cuarto oscuro al inicio de las actividades obtuvo menor concentración de
microorganismos con un valor de 350 UFC (tabla 1 y 2 y gráfico 1).
Da Silva y col. demostraron la efectividad de la solución de alcohol-clorhexidina
(70° de alcohol con 5% de clorhexidina) como desinfectante superficial aplicado
en las superficie de contacto (placa radiografía, el cabezal del tubo, el sillón
dental, mandil plomado, los botones, la barrera protectora ó mandil plomado y
42
mesa de trabajo del cuarto oscuro) en el servicio radiología oral disminuyendo
los conteos de microorganismos de 7545 a 1234 UFC/placa [21].
Las concentraciones acumuladas obtenidas en las superficies del cuarto oscuro
al inicio de las actividades fueron de 350 UFC (tabla 1), según el estudio de Da
Silva y col. las muestras obtenidas en la mesa de trabajo del cuarto oscuro
dieron un conteo acumulado de 710 UFC/placa, sin embargo otras superficies
susceptibles de contaminación no fueron tomadas en cuenta en este estudio [21].
Al analizar las concentraciones de bacteria (UFC) en el cuarto oscuro al inicio y
al final de atención del servicio, encontramos un aumento de casi al doble al
finalizar las actividades (gráfico 1 y 2).
En general las bacterias encontradas más frecuente en el cuarto oscuro fue
Cocos gram positivos con aspectos de racimos de uvas, sin embargo al
analizar en los diferentes momentos de atención se puede observar otros tipos
de microorganismos a parte de Cocos en cadenas cortas, así se pudo observar
al inicio de las actividades Cocos gram positivos y Hongos y al final de las
actividades se pudo observar Cocos gram positivos y Bacilos gram positivos
curvos (Tabla 3).
Las bacterias halladas con más frecuencia tanto en el cuarto toma de
radiografía y cuarto oscuro fue Cocos gram positivos en cadenas (con
características de Staphylococcus sp.), mostrando un alto índice, tanto al inicio
de las actividades del servicio como al final de las actividades del servicio, sin
embargo las cifras al inicio de las actividades se presentaron ligeramente
mayores que al final de las actividades del servicio (Gráfico 1, 2 y tabla 3).
Las concentraciones obtenidas en el cuarto de toma de radiografías mostraron
43
un acumulado de 4530 UFC al inicio y final del día.
Da Silva y col. reportaron un acumulado de 2706 UFC/placa tomadas durante
10 días en el cuarto de tomas de radiografías.
Las concentraciones derivadas de las muestras obtenidas de las superficies de
cuarto de toma de radiografía intraorales fueron 4180 UFC al inicio de las
actividades y de 1100 UFC al finalizar las actividades en el servicio. Al análisis
podemos visualizar una disminución de la cantidad de UFC en la misma área y
eso puede explicar por mismo trabajador del servicio, quien observó tomando
las muestras y por su propia preocupación, realizó la limpieza de las superficies
de contactos. Esto demuestra que la manera de desinfección del nuestro medio
sí funciona, pero aun es deficiente comparando con otros estudios. Al observar
los valores de las concentraciones de bacterias por superficies al inicio y al
finalizar las actividades en el servicio radiología podemos apreciar que en los
superficies la mayor titulación estuvo entre 2920 a 340 UFC en el disparador de
rayos X y el menor entre 120 a 130 UFC en el superficie exterior de mandil
plomado, además se obtuvieron las muestras de la envoltura de placa
radiográfica antes de ser tomadas encontrando 0 a 20 UFC (Tabla 1, Gráfico 1
y 2).
Da Silva y col. tomaron muestras en el cuarto de toma de radiografías
disminuyó la formación de UFC significativamente en casi todas las superficies
del contacto utilizando el método de protección; en cabezal de rayos X (110 a 5
UFC/placa), sillón dental (296 a 163 UFC/placa), los disparadores de los rayos
x (1999 a 76 UFC/placa).
En cuanto a los resultados por superficies obtenidas al inicio y al final de las
44
actividades se observo, en la superficie de ingreso de placas de la máquina
procesadora automático concentraciones de 190 a 220 UFC, en la mesa de
trabajo del cuarto oscuro concentraciones de 80 a 380 UFC, en la manija de la
puerta giratoria para ingreso al cuarto oscuro concentraciones de 50 a 80 UFC,
en el interruptor de luz del cuarto oscuro concentraciones de 30 a 40 UFC,
mostrando un ligero aumento de cantidad de las bacterias al final de las
actividades.
En la Cuarto de toma de radiografía intraorales se encontró un alto índice de
UFC en el disparador de rayos x y en el cuarto oscuro especialmente, y en la
mesa de trabajo del cuarto oscuro se obtuvo la mayor concentración del
servicio.
En general, al inicio y final de las actividades del servicio, en todas las
superficies se encontró Cocos gram positivo con diferentes morfologías y
diferentes tipos de propiedades hemolíticas; Además en la perilla de la puerta
se observaron Bacilos gram negativos grandes alfa hemolíticos. En el
disparador de rayos X se observaron Cocos gram positivos alfa hemolíticos,
Cocos gram negativos, Bacilos gram positivos, Bacilos gram negativos curvos y
otros (microorganismos con cabeza, cuerpo y flagelo). En el cabezal de rayos x
se pudo observar Bacilos gram positivos alfa hemolíticos y en el superficie
exterior de mandil plomado se encontraron Cocos gram negativos, Bacilos
gram positivos alfa hemolíticos y Bacilos gram negativos. En la bandeja entrada
de máquina reveladora para radiografías solo se observaron Cocos gram
positivos beta hemolítico, pero en la mesa de trabajo del cuarto oscuro se
hallaron Cocos gram positivos beta hemolíticos y Bacilos gram positivos curvos
45
y Hongos. En la manija de la puerta giratoria para ingreso del cuarto oscuro se
pudieron observar Hongos y por último, en el interruptor de luz de cuarto
oscuro se observaron Cocos gram positivos alfa hemolíticos, y Hongos; Sin
embargo no hubo crecimiento bacteriano en el agar de sangre de cordero; esto
significa que se sugiere descartar algunas bacterias que no requieren de hierro
y requieren oxígeno para su crecimiento (tabla 2 y 3 y Fig. 13, 14, 15 y 16).
Existe pocos estudios publicados de control de infecciones realizados en el
servicio de radiología oral y los que existen no detallan las medidas de control
de infecciones de los servicios, ni los medios utilizados [21][25]. Además las
muestras tomadas de las superficies contaminadas en el cuarto de toma
radiográfica y cuarto oscuro, no son todas la que están en riesgo de
contaminación. Al revisar estudios donde analizan la efectividad de la
instauración de protocolos de control de infección en el servicio de radiología
oral podemos observar el déficit ó falla en los procedimientos de limpieza en el
servicio, ya que los resultados demuestran una disminución en la cantidad de
bacterias encontradas al final casi a la mitad de lo encontrado al inicio; sin
embargo los conteos siguen siendo significativos, existiendo un alto grado de
contaminación.
En general, las muestras tomadas al inicio de las actividades del servicio
presentan mayor cantidad de exposición a Cocos gram positivos (con aspecto
de cadenas cortas ó racimo de uvas), pero menos diversidad o tipos de
bacterias que al finalizar las actividades del servicio, sin embargo al final
presentan mayor diversidad o tipos de bacterias.
En el agar cetrimide no se encontró ningún crecimiento de bacterias, ya que
46
dicho agar es exclusivamente para crecimiento de bacilos gram negativos
(especialmente Pseudomonas sp.). Se eligió dicho procedimiento en agar
cetrimide por los antecedentes de otros estudios y publicaciones. Y por lo tanto
los resultados no significan que se descarta la presencia de dicha especies,
sino que simplemente no se observó el crecimiento en estas pruebas
sugiriéndose realizar en otro medio de agar como Mc Conkey para ver el mayor
crecimiento.
El presente estudio demuestra valores altos en los recuentos de Unidades
Formadores de Colonias (UFC) y una gran variedad de tipos de
microorganismos en las diferentes superficies de contacto por el operador
durante la toma y procesado de las radiografías en el servicio radiología oral de
la clínica dental de la Universidad Peruana Cayetano Heredia, mostrando así
un alto riesgo de infección y contaminación comparadas con estudios
realizados en Brasil y Chile. Estos resultados deben ser tomados en cuenta,
debido a que pone en riesgo de exposición a microorganismos patógenos y no
patógenos, tanto a los pacientes sanos como a los pacientes inmunosuprimidos
durante la toma de una radiografía intraoral. Esto sugiere que se debe realizar
un proyecto que permita identificar cada especie de microorganismos y así
poder implementar y desarrollar el empleo de medios y medidas adecuados
para la desinfección de cada una de las superficies de contacto al realizar la
toma y procesado de las radiografías en el servicio.
47
8. Conclusiones
1. En el área del cuarto de toma radiografía intraoral al empezar las
actividades hubo mayor concentración de bacterias que al finalizar las
actividades. Tanto al inicio como al finalizar hubo mayor contaminación
por cocos gram positivos, especialmente en el disparador de rayos X. Al
finalizar las actividades se encontró un aumento de los tipos de bacterias
que al iniciar las actividades.
2. Al finalizar las actividades, en el área del cuarto de procesamiento se
encontró mayor concentración de bacterias que al inicio, en ambos
momentos hubo mayor contaminación por Cocos gram positivos con
aspecto de cadenas cortas ó racimo de uvas (con características de
Staphylococcus sp.), además al finalizar aumentó los tipos de bacterias
que al iniciar las actividades.
3. Existió una disminución significativa en los valores de las
concentraciones de bacterias al comparar las muestras al inicio y final de
las actividades del servicio Además se encontró un aumento en la
variedad de tipos de bacterias en las muestras al inicio y final de las
actividades.
4. El estudio muestra la presencia de bacterias durante la práctica de
radiología intraoral en el servicio de radiología oral y maxilofacial de la
clínica estomatológica y que esta se incrementa al finalizar las
actividades.
48
9. Recomendaciones:
Es necesario desarrollar, implementar y aplicar un protocolo de medios y
medidas, para realizar los procedimientos radiográficos intraorales en el
servicio ROMF de la UPCH.
Se sugiere la realización de estudios seriados (de 2 a 3) que contemplen la
identificación de los microorganismos existentes (bacterias y hongos) y
orientados a la selección de medios y medidas a tomar para la elaboración de
un protocolo que deberá ser evaluado a través de un estudio con el mismo
modelo. Además estos estudios deberán indicar la posibilidad de realizar un
mayor número de muestras al azar, no programadas en el horario de trabajo
para evitar correctivos de parte del personal que labora.
Se recomienda que estos estudios sean realizados en un plazo máximo de un
año para corroborar los resultados y considerados como estudio basal para
establecer un protocolo de control de infecciones.
49
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54
11. Anexo:
Fig. 1) Granja de ovinos de Universidad Nacional Agraria
La Molina (RIGORANCH)
Fig. 2) Sangre fresca de ovino para la preparación de Agar de sangre de cordero
Fig. 3) Preparados de agares desde Plate Count, Cetrimide, TSB y otro Plate Count de izquierda a derecha
Fig. 4) Agares en autoclave para esterilización en 121 °C durante 15
minutos
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Fig. 5) Distribución en placa petri.
(Control 24 hrs.) Fig. 6) Agares con placa petri
preparado para examen.
Fig. 7) Toma de muestra - hisopado Fig. 8) Muestras en tubo de ensayo con caldo de TSB
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Fig. 9) Surtidor de placa radiográfica y toma de muestra
Fig. 10) Superficies de contacto seleccionada en el cuarto de toma de radiografías intra-orales: Interruptor de rayos X, Tubo de rayos X, Superficie exterior de mandil plomado y Perilla de puerta
Perilla de la puerta
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Fig. 11) Superficies de contacto en el cuarto oscuro: Mesa de trabajo, Manija de puerta giratoria, Bandeja de entrada maquina procesadora automática y
Interruptor de luz
Fig. 12) Resultados a las 24 hrs (Fig. A), se observó el desarrollo de colonia microorganismos (Fig. B)
A B
Bandeja de entrada de maquina
procesadora autmática
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Fig. 13) Bacterias encontradas en el cuarto de toma al inicio de las actividades del servicio (x10000, Tinción gram): A) Cocos gram positivo en cadenas B) Cocos gram positivo en racimos de uva C) Cocos gram negativo D) Bacilos gram positivo
Fig. 14) Cocos gram positivo con diferentes morfología encontradas en el cuarto oscuro al inicio de las actividades del servicio (x30000, Tinción gram)
A B
C
A B
C D
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Fig. 15) Microorganismos encontrados en el cuarto de toma al final de las actividades del servicio (tinción gram): A) Hongos (x 10000) B) Bacilos gram negativo (x 30000) C) Bacilos gram positivo (x 10000) D) Cocos gram negativo (x 10000) Fig. 16) Bacterias encontradas en el cuarto oscuro al final de las actividades del servicio (tinción gram): A) Bacilos gram positivo (x 30000) B) Cocos gram negativo (x 30000) C) Cocos + Bacilos gram positivo (x 30000) D) Bacilos gram negativo (x 10000)
A B
C D
A B
C D
